柳依江 沈诗彦 杜若桑 张晓辉 邵文娜 崔 海△
(1.首都医科大学,北京 100069;2.浙江省杭州市杭州种福堂中医医院,浙江 杭州 310011)
脑出血是一种严重的,有着高死亡率和不良预后的卒中类型[1-4]。在我国,相比30年前的同类调查,脑出血流行状况十分严峻,其患病率、发病率大幅上升,为患者及社会带来沉重负担[5],其病理过程主要为血液在脑实质中快速蓄积,导致颅内压增高、脑组织损伤[6]。脑出血致死的患者中,近半数出现在出血后2 d内[7],其中,血肿源性毒性产物、氧化应激反应和促炎性反应在继发性损伤过程中起到重要作用[8-11]。
血红素加氧酶-1(HO-1)及其代谢产物的活性能对氧化损伤、细胞凋亡、细胞增殖等生物过程起关键作用[12-13]。已有研究表明,药物激活HO-1活性能够调节氧化应激反应,抑制水肿进展,减轻早期脑损伤,给予抑制剂组则损伤加重[14]。本实验以HO-1表达为关注点,通过观察脑出血急性期脑组织中含量变化,探讨电项针干预对脑出血大鼠继发性损伤的治疗作用。
30只SPF级雄性SD大鼠购自首都医科大学实验动物部,体质量(300±20)g。分笼饲养于首都医科大学动物房屏障环境,光照周期为12 h模拟昼夜交替,温度为(23±2)℃,自由饮水,SPF级饲料喂养,合格证号:SCXK(京)2016-0011。
锌原卟啉-9(ZPP-Ⅸ)(美国 Frontier Scientific),qPCR试剂盒(美国KAPA Biosystems),逆转录试剂盒(北京百奥莱博科技有限公司)。桌面数显脑立体定位仪(深圳RWD Life Science),华佗牌电子针疗仪(苏州医疗用品厂有限公司),分析天平(德国Sartorius),高速冷冻离心机(Beckman公司),实时定量PCR仪(美国ABI),分光光度计(上海菁华科技有限公司),电热鼓风干燥箱(天津泰斯特仪器有限公司)。
实验动物随机分成5组,假手术组、模型组、电项针组、ZPP-Ⅸ模型组、ZPP-Ⅸ电项针组。实验采用自体血注入尾状核形成血肿,制备自体血脑出血模型[15]。操作步骤:使用20%乌拉坦(7 mL/kg)腹腔注射麻醉大鼠,俯卧位固定于脑立体定位仪上,头部备皮,常规消毒后沿正中线切开约1 cm,确定前囟位置,根据大鼠脑定位图谱确定右侧尾状核位置(前囟右3 mm,后0.2 mm)[16],使用牙科钻打孔(d=1 mm),深度至硬脑膜且不伤及脑实质。用1 mL注射器尾静脉抽取约100 μL,转移到100 μL微量注射器后固定在定位仪上。微量注射器垂直方向缓慢进针,深度为5.5 mm,以5 μL/min速度匀速泵入50 μL血液,注射后留针10 min,缓慢退针。骨蜡封闭骨孔,缝合皮肤并消毒。ZPP-Ⅸ模型组、ZPP-Ⅸ电项针组在造模后30 min腹腔注射ZPP-Ⅸ(质量浓度10 mg/mL,剂量10 mg/kg)。假手术组除不注入自体血外,其余操作同模型组。造模1 d后,使用Longa评分[17]对大鼠神经功能进行评价,评分大于1分可认为造模成功,则纳入实验,否则剔除。数量不足则根据随机分配补齐并造模。
根据《实验针灸学》选择供血(颈4夹脊穴)、风池给予电项针干预[18]。常规消毒后使用毫针进针3 mm,华佗电子针疗仪正极接风池,负极接供血。选择疏波,频率1 Hz,留针30 min。电项针组和ZPP-Ⅸ电项针组造模后连续3 d给予干预,其他组不干预。
1.5.1 脑组织HO-1 mRNA测定 造模后第3天给予麻醉并断头取脑,保存于-80℃。选择血肿周围组织,取100 mg使用试剂盒提取样本总RNA。检索HO-1核苷酸序列设计引物。引物合成反转录成cDNA并进行扩增,进行 Real-time PCR 检测,采用 2(-ΔΔCt)值进行数据统计。引物序列信息见表1。
表1 目的基因引物序列
1.5.2 神经功能缺损程度评分 使用Longa评分[17]对大鼠神经功能进行评价。0分:未见任何神经损伤症状。1分:病灶对侧前肢或后肢不能伸直。2分:行走时偏向患侧偏转。3分:行走过程向患侧倾倒不能站立。4分:不能行走且有意识障碍。
1.5.3 脑组织含水量测定 在相应时间点取材,将用于测量含水量的脑组织用分析天平秤质量,得到湿质量;置于烘箱内用60℃烘干48 h以上,多次称量至质量不再减少,得到干质量。脑含水量=(湿质量-干质量)/湿质量×100%。
应用GraphPad Prism7进行统计。计量资料以()表示,多组间比较采用单因素方差分析,方差齐时采用LSD分析,方差不齐时采用Dunnettt检验。P<0.05为差异有统计学意义。
2.1 各组大鼠脑组织HO-1 mRNA含量比较
见表2。相较于假手术组,其他各组HO-1 mRNA表达均显著增加,并且电项针组HO-1表达高于模型组(P<0.01)。给予抑制剂后,ZPP-Ⅸ模型组、ZPP-Ⅸ电项针组较假手术组HO-1均有增高,但组间差异不具有统计学意义(P>0.05)。
表2 各组大鼠脑组织HO-1 mRNA的表达比较(2-ΔΔCt,±s)
表2 各组大鼠脑组织HO-1 mRNA的表达比较(2-ΔΔCt,±s)
与假手术组比较,∗P <0.05,∗∗P < 0.01;与模型组比较,△P< 0.05,△△P<0.01。下同
组别HO-1 mRNA n假手术组模型组电项针组ZPP-Ⅸ模型组ZPP-Ⅸ电项针组0.578±0.099 1.618±0.328**2.805±0.357**△△1.103±0.220**1.345±0.229**6 6 6 6 6
2.2 各组大鼠脑含水量比较
见表3。造模1 d后大鼠脑含水量增高,在第3日脑含水量增高明显。相较同时段假手术组,各组均有显著统计学意义(P<0.01)。1 d时电项针组脑组织含水量低于模型组,但差异无统计学意义(P>0.05);在3 d时电项针组含水量增高,但仍低于模型组(P<0.05)。在抑制剂干预两组中,两时间点ZPP-Ⅸ模型组脑组织含水量均高于ZPP-Ⅸ电项针组(P<0.05)。
表3 各组大鼠脑含水量比较(%,±s)
表3 各组大鼠脑含水量比较(%,±s)
与ZPP-Ⅸ模型组比较,#P<0.05。下同
组别假手术组模型组电项针组ZPP-Ⅸ模型组ZPP-Ⅸ电项针组3 d 72.96±0.387 81.57±0.815*78.62±0.520*△82.32±0.738*79.78±0.252*#n3 3 3 3 3 1 d 72.85±0.652 78.01±0.510*77.73±0.854*78.49±0.366*78.29±0.291*#
2.3 各组大鼠神经功能缺损评分比较 见表4。造模后1 d对比假手术组,各组神经功能评分均明显增高(P<0.05),第3天神经功能评分较第1天有升高。对比ZPP-Ⅸ模型组,ZPP-Ⅸ电项针组神经功能评分改善(P<0.05)。模型组与电项针组比较仍可见神经功能损伤改善趋势(P>0.05)。
表4 各组大鼠神经功能缺损程度评分比较(分,±s)
表4 各组大鼠神经功能缺损程度评分比较(分,±s)
组别假手术组模型组电项针组ZPP-Ⅸ模型组ZPP-Ⅸ电项针组n6 6 6 6 6 1 d 0.167±0.408 1.667±0.211*1.000±0.408*△2.000±0.258*1.167±0.167*#3 d 0.333±0.516 2.500±0.224 1.667±0.334 2.833±0.167 1.500±0.342#
中医理论认为头为诸阳之会,六阳经交接于头部,督脉和足太阳经直接络于脑,其他阳经与督脉交会于大椎穴,故通过刺激颈部穴位,激发阳气达到活血化瘀的目的。实验中选取的供血(颈4夹脊穴)、风池两穴位于椎动脉上方,通过疏波刺激调节椎基底动脉、Willis环的血流,进而改善出血后脑功能。临床上,给予电项针干预能够通过改善血流供应、降低血液黏稠度、减缓急性期脑水肿发展等来治疗脑出血,并对认知功能和运动功能损伤症状有明显改善[19-22]。
HO-1是血红素分解成一氧化碳、铁和胆绿素过程中的限速酶,可以在血红素、重金属、生长因子、细胞因子等多种刺激物作用下高度上调。脑出血后,高浓度游离的血红素能够诱导HO-1表达增高,加速血红素分解,减少自由基产生,减轻继发性损伤。HO-1还可以保护内皮细胞防止凋亡,也可以调节血管紧张度,使血管松弛,减轻血管壁炎症反应,同时还能够参与血管生成[23-24]。有研究表明脑出血后,红细胞溶解释放血红素,会消耗细胞内能量储备、激活补体系统[25],进而导致脑水肿、氧化应激反应、神经元死亡[26]。脑出血后高浓度的游离血红素则促使HO-1表达升高,使血红素分解减轻继发性损伤。
临床研究表明,脑出血后3 d内HO-1表达达到高峰,且与急性期损伤同步[27],该过程与大鼠脑出血模型研究相一致[28]。有实验发现,脑出血后血肿周围组织HO-1表达升高同时,与TNF-α、IL-1β的表达呈负相关,能够发挥抗炎作用[29]。戴晓红等研究表明,给予脑出血大鼠头针干预能够上调病灶周围HO-1表达,发挥其抗氧化作用,减轻损伤[30]。
本实验中,与假手术组对比,各组HO-1表达均增高且差异具有统计学意义,电项针干预后HO-1表达较模型组增高。在给予ZPP-Ⅸ抑制剂的两组中未见差异,说明电项针能够通过提高HO-1水平来改善出血后损伤。通过脑含水量的测定表明,给予电项针干预的两组均能够抑制脑水肿的发展,并且作用途径不仅限于HO-1通路。神经功能缺损程度评分,表明电项针干预能够改善神经功能缺损,电项针与模型组对比虽然差异未见统计学意义,但可见评分降低,需进一步研究论证。
综上,本实验表明电项针可以提高HO-1表达,抑制脑水肿进展,减轻脑出血后继发性损伤,并且能够改善神经功能损伤,其具体机制需要进一步探究。