黑色素生成信号通路研究进展

赵美娟，户晶晶，倪辉，姜泽东，王力

黑色素生成信号通路研究进展

赵美娟1,2，户晶晶1,2，倪辉1,2，姜泽东1,2，王力1,2

1 集美大学 食品与生物工程学院，福建 厦门 361021 2 福建省食品微生物与酶工程重点实验室，福建 厦门 361021

黑色素生成是一种在黑色素细胞中产生黑色素的生物合成途径，涉及一系列复杂的酶催化和化学催化反应。主要有5条信号通路参与调控，其中小眼相关转录因子(Microphthalmia-associated transcription factor，MITF) 是各个通路的重要靶标。此外，许多细胞因子也参与调控黑色素生成，在黑色素细胞的发育、增殖、分化、迁移过程中发挥重要作用。结合课题组研究成果，发现多金属氧酸盐可作为一种潜在的黑色素抑制剂用于切断黑色素生成途径。因此，文中对黑色素生成信号通路作用机制进行综述，并简单介绍已报道的相关通路调控因子，以期有助于多金属氧酸盐在黑色素生成途径中的应用研究。

黑色素生成，信号通路，小眼相关转录因子

类胡萝卜素、血红蛋白、氧合血红蛋白、黑色素，人体内这4种发色团可决定皮肤颜色，其中黑色素是最主要的成分[1]。黑素体是黑色素生成的场所，位于表皮基层黑色素细胞内，黑色素生成后从黑色素细胞的树突尖传递至角质形成细胞，该过程为黑色素生成过程[2]。人的头发、眼睛、皮肤的颜色不仅依赖于黑色素的产生，黑色素的含量、分布以及类型也对其有影响，此外，黑色素细胞的数量、树突程度、相关酶的活性和黑素体的转移均会影响色素沉着[3]。黑色素可以保护皮肤免受紫外辐射、氧化压力等环境污染因素带来的有害影响，但是黑色素的过量累积会导致许多皮肤病的出现，例如雀斑、老年斑、黑皮病等。为了有效控制色素沉着，目前已经发现许多黑色素抑制剂并应用于化妆品以及皮肤病学治疗药物，本课题组长期致力于研究多金属氧酸盐对酪氨酸酶的抑制作用，但是具体的抑制机理尚不明确。本文综述了黑色素生成的相关信号通路的研究进展，并结合课题组的研究，以期为多金属氧酸盐调控黑色素生成机制的进一步研究提供理论基础。

1 黑色素的合成

黑素体是黑色素合成的特定场所，位于黑色素细胞内，黑色素细胞位于人体表皮基层，细胞表面有许多称为dendrites树突的突起。当黑色素细胞被紫外辐射等刺激时，黑色素细胞就在黑素体内合成黑色素，并通过树突传递至角质形成细胞。黑色素包括真黑素和褐黑素，前者是一种棕黑色或深色不溶性聚合物，后者是一种红黄色可溶性聚合物[4-5]。黑色素合成过程极其复杂，主要涉及酪氨酸酶基因家族中的3种酶，即酪氨酸酶(Tyrosinase，TYR)、酪氨酸酶相关蛋白1 (Tyrosinase-related protein-1，TRP-1)、酪氨酸酶相关蛋白2 (Tyrosinase-related protein-2，TRP-2)，这3种酶都是与膜结合的糖蛋白，其中酪氨酸酶是该反应的关键酶[4]。TYR参与了2种黑色素生成过程，而TRP-1、TRP-2在真黑素合成过程中发挥重要作用，TRP-1具有5,6-二羟基吲哚-2-羧酸(DHICA)氧化酶活性，TRP-2可以快速地将多巴色素转化为DHICA[6]。

黑色素合成主要经历两个阶段，第一阶段是酪氨酸在酪氨酸酶的催化作用下生成L-二羟基苯丙氨酸多巴(L-dihydroxyphenylalanine，L-DOPA)，并在酪氨酸酶作用下进一步生成多巴醌(Dopaquinone，DQ)，或者是酪氨酸酶催化酪氨酸直接氧化生成多巴醌。该阶段的反应是黑色素合成的关键步骤。多巴醌作为黑色素合成底物进入第二阶段反应。第二阶段又分为3个部分，当半胱氨酸或谷胱甘肽存在时，多巴醌与其反应生成半胱氨酰多巴或谷胱甘肽多巴，之后进一步氧化聚合生成褐黑素；当二者不存在时，多巴醌自身环化形成多巴色素，若多巴色素自发脱羧，形成5,6-二羟基吲哚(DHI)，在酪氨酸酶作用下进一步氧化聚合生成黑色素(DHI黑色素)；若多巴色素在TRP-2作用下发生互变异构现象转化成DHICA，则在TRP-1作用下生成黑色素(DHICA黑色素)[7]。

2 黑色素形成的信号通路的调控

MITF (Microphthalmia-associated transcription factor) 是一种碱性螺旋-环-螺旋亮氨酸拉链转录因子，可以同启动子区域的M-box基序(TYR、TRP-1、TRP-2在启动子区域共享的一个高度保守序列，即5′-AGTCATGTGCT-3′) 结合之后调节TYR、TRP-1、TRP-2的表达，从而调控黑色素的生成[3]。MITF是多种信号传导路径的最终靶向目标，是黑色素生成的主要调节因子。黑色素生成涉及五大主要信号通路，除此之外还有一些比较少见的信号通路和其他途径，以下将对其进行概述。文中将5条主要的信号通路汇总为一个整体，绘制的黑色素合成途径如图1所示。

图1 黑色素合成途径

2.1 MC1R/α-MSH信号通路

这个信号通路也称为cAMP依赖性信号通路，主要是通过环磷酸腺苷(cAMP)/蛋白激酶A (PKA) 因子进行调控。黑皮质素1受体(MC1R)是一种七跨膜受体，可与Gas蛋白偶联刺激腺苷酸环化酶(AC)，随后产生cAMP[8]。PKA是cAMP的关键受体之一，cAMP是细胞内信号激活PKA的重要介质。在cAMP不存在的情况下，PKA全酶处于无活性状态，其两个催化亚基与两个调节亚基结合，PKA的调节亚基有4种同种型(即RⅠα、RⅠβ、RⅡα、RⅡβ)，催化亚基有3种同种型(即Cα、Cβ、Cγ)。cAMP结合PKA的调节亚基并诱导催化亚基与全酶复合物的解离，并且释放的催化亚基被激活，最终易位至细胞核并在Ser133处磷酸化激活cAMP反应元件结合蛋白(CREB)从而调节黑色素的合成，据报道，Ser133和Ser129被认定为CREB活化的主要磷酸位 点[9]。

太阳光的紫外波长分为3组：UVA (320–400 nm)、UVB (280–320 nm)、UVC (200–280 nm)，其中UVC被大气中的臭氧层吸收，UVB辐射通过角质形成细胞和黑色素细胞的相互作用诱导黑色素的生成[10]。在哺乳动物中，UVB辐射刺激α-黑色素细胞刺激素(α-MSH) 产生，随后α-MSH与黑色素细胞表面的MC1R结合激活AC，从而加速细胞内cAMP浓度增加，cAMP作为第二信使进一步激活PKA。PKA转移至细胞核，在Ser133处刺激CREB磷酸化并结合CREB结合蛋白(CBP)，增加MITF的表达，促进黑色素生成相关酶TYR、TRP-1、TRP-2的表达进而调节黑色素的形成[11-12]。

Lee等报道，4-羟基-3-甲氧基肉桂醛(4H3MC) 可以作用于cAMP与PKA的结合位点，直接抑制cAMP诱导的PKA全酶的解离和活化进而抑制黑色素生成[5]。G蛋白偶联雌激素受体(GPER) 是调节生理和紫外线诱导的黑色素生成的重要因子，通过cAMP-PKA通路上调TYR和MITF的表达，促进黑色素生成[13]。此外，甘露醇、白藜芦醇、dehydroglyasperin C[2]、曲酸衍生物KAD2[14]、查尔酮-21[15]等都可通过调控该通路来调节黑色素生成。

2.2 PI3K/Akt信号通路

PKA是主要的cAMP细胞内靶标，但是cAMP也可以通过PKA非依赖性机制调节黑色素生成。磷脂酰肌醇-3-激酶(PI3K)是一种磷脂酰肌醇激酶，在肌醇环第3位羟基发生磷酸化作用，拥有磷脂酰肌醇激酶活性及丝氨酸/苏氨酸激酶活性。PI3K的关键效应物之一是蛋白激酶B(Akt)，在外界信号及细胞内cAMP的刺激下，PI3K被激活产生3,4-二磷酸磷脂酰肌醇(PI-3,4-P2)和3,4,5-三磷酸磷脂酰肌醇(PI-3,4,5-P3)这两种类脂产物，该产物与Akt结合并在Akt的Thr308和Ser473位点磷酸化进而激活Akt[16]，其中Ser473位点的磷酸化作为Akt蛋白完全被激活的标 志[17]。活化的Akt在Ser9处磷酸化糖原合酶激酶3β(GSK3β)并促进其丧失活性，GSK3β活性的降低增强MITF与M-box的结合力。GSK3β既不调节MITF启动子的活性，也不调节MITF的内在转录活性，但是会与MITF协同刺激酪氨酸酶启动子，GSK3β使MITF的Ser298位点发生磷酸化作用，增强其与酪氨酸酶启动子的结合进而调控黑色素生成[18]。

Ko等报道称Eupafolin可抑制Akt，激活磷酸化ERK或p38 MAPK信号通路来抑制黑色素生成，它以浓度依赖性方式抑制细胞内TYR、TRP-1、TRP-2的合成，且研究表明，Akt抑制剂与Eupafolin共同作用的抑制效果更好[19]。白介素10(IL-10)可激活PI3K/Akt途径和JAK/Stat3途径，前者激活经典NF-κB途径并灭活GSK-3β，进一步上调黑色素生成[20]。没食子酸、橙皮苷、植物鞘氨醇等通过该通路调控黑色素生成过程也有相关报道。

2.3 MAPK信号通路

在表皮中，角质形成细胞响应包括衰老在内的各种刺激分泌大量细胞因子，称为干细胞因子(SCF)，其在调节人黑色素细胞的生命周期以及其他因素中起关键作用。MAPK信号途径中的激酶MEK和ERK涉及黑色素细胞受体的激活，配体通过与受体细胞外结构域结合激活复杂机制(Ras-Raf-MEK-ERK)，从而导致MITF上调[21]。当信号配体SCF与细胞表面上的c-Kit受体结合时，信号开始，其中Ras激活B-raf激酶，然后激活丝裂原活化蛋白激酶(MAPK)级联。MAPK家族蛋白，包括细胞外信号调节激酶1/2(ERK1/2)，c-Jun氨基末端激酶(JNK)和p38。ERK或JNK活化(即磷酸化)触发MITF的表达，导致其降解并随后下调黑色素生成。与该通路相反，ERK的激活可导致CREB的磷酸化，磷酸化的CREB与MITF启动子区域的CRE共有基序结合以上调表达MITF基因。p38的磷酸化激活MITF表达，反过来上调黑色素生成相关蛋白，进而影响黑色素合成[11]。细胞内的cAMP含量升高也会激活ERK，导致MITF中Ser73位点直接磷酸化，或者通过激活核糖体S6激酶(RSK)间接磷酸化MITF中Ser409位点，导致磷酸化MITF被蛋白酶体降解[9]。

另外一个激活MAPK通路传导的途径是内皮素(EDN)与其受体的相互作用。EDN与其受体EDNRB(一种G蛋白偶联受体)的相互作用是角质形成细胞和黑色素细胞之间关键的旁分泌相互作用之一[22]。在内皮素肽中，EDN-1(血管收缩肽)被认为是重要成员，首先从血管内皮细胞中分离出来。EDN-1与其受体结合可介导黑色素细胞增殖、黑色素生成、迁移等过程[23]。此外，最近的研究结果表明，由EDN-1引发的黑色素生成伴随着MITF介导的糖蛋白跨膜途径，该蛋白为非转移性黑色素瘤蛋白b(GPNMB)，这是黑素体形成的关键因素。EDN-1与EDNRB结合并触发多磷酰肌醇的水解，其通过活化的磷脂酶C的作用产生肌醇三磷酸(IP3)和二酰甘油(DAG)，其分别聚集细胞内Ca2+并激活PKC。活化的PKC直接磷酸化RAF或RAF-1，进而导致MAPK级联的激活[5,22]。

EDN-1和SCF之间存在细胞内信号的相互作用，它通过EDN-1诱导的PKC激活和SCF诱导的c-kit自身磷酸化(激活)之间的串扰协同刺激DNA和黑色素合成[24]。该过程启动MAPK级联以进一步作用于黑色素生成的下游途径。

目前已有许多抑制剂被证实是通过调控该通路来影响黑色素生成的，例如，IBMX以计量依赖性方式减弱MEK/ERK和PI3K/Akt信号分子磷酸化，下调TYR、TRP-1、TRP-2、MITF及其上游转录因子CREB[25]。研究表明，白藜芦醇处理HT-144细胞可使其以浓度依赖性抑制其增殖，通过调控MEK/ERK通路加强CREB的表达[26]。槲皮素-3-O-β-D-吡喃葡萄糖基-(1→6)-β-D-吡喃葡萄糖苷(QCGG)通过细胞外信号相关蛋白激酶(ERK)激活，降低酪氨酸和酪氨酸相关蛋白的表达，随后下调CREB、p38和MITF，从而减少黑色素合成[1]等。

2.4 Wnt/β-catenin信号通路

Wnts是富含半胱氨酸的分泌型糖蛋白，在胚胎发育过程中具有重要功能，特别是神经嵴细胞。Wnt信号通路影响细胞命运、增殖、分化及迁移[27]。Wnt蛋白调节的信号通路包括经典通路(β-catenin依赖性通路)和非经典通路(β-catenin非依赖性通路)。Wnt蛋白与Frizzled家族的七跨膜受体及低密度脂蛋白受体相关蛋白5/6(LRP-5/6)结合，进而激活Wnt信号传导途径[28]。Wnt1/3A/7/8/8B等配体可激活经典Wnt信号传导，Wnt4/5A/5B/11等配体可激活非经典路径。非经典信号传导具有多样性，以黑色素瘤细胞为例，Wnt5A和Wnt3A配体竞争性结合Fzd2受体，进而阻止LRP6和β-catenin的积累[29]。Ca2+、平面细胞极性通路等途径也可介导非经典通路。经典途径依赖于β-catenin，在Wnt经典途径未激活时，β-catenin被Gsk3β在Tyr216磷酸化而使其泛素化降解。Wnt蛋白质与G蛋白偶联受体(Frizzled)结合激活经典途径，导致GSK3β失活(在Ser21/9磷酸化)，随后β-catenin在细胞质中积累并易位至细胞核。在细胞核内，β-catenin与淋巴增强因子-T细胞因子(LET-TCF)形成复合物增加MITF基因的表达，核β-catenin水平升高可增加MITF的表达，从而增加黑色素瘤细胞的存活和增殖，刺激黑色素生成[27,30]。

P21激活的激酶4(PAK4)是CREB的关键调节因子，作用于MITF上游，激活的PAK4通过两种不同的信号途径促进黑色素生成：CREB/ MITF/酪氨酸酶和β-catenin/MITF信号途径。PAK4可通过双重机制稳定β-catenin，一是直接增强Ser675位点的β-catenin磷酸化，抑制其降解；二是在S33/37阻断β-catenin的磷酸化，这是泛素化依赖性降解的指标[10]。柚皮素在体外系统中没有直接调节酪氨酸酶活性，但是在B16-F10细胞中可通过激活PI3K/Akt或Wnt/β-catenin信 号通路，刺激其细胞内酪氨酸酶活性[27]。凡是 对该通路中所涉及因子有影响的物质均可能会 影响其信号传导，从而起到调节黑色素生成的 作用。

2.5 NO信号通路

NO是一种可扩散的自由基，在多种细胞和组织中具有多效的生物调节作用。黑色素细胞和角质形成细胞响应炎性细胞因子产生NO，角质形成细胞中NO的产生是由紫外辐射引起的。通过激活第二信使，NO增加酪氨酸酶活性和黑色素生成，因此是影响黑色素生成的自分泌和旁分泌分子[31]。可溶性鸟苷酸环化酶(sGC)是NO的主要受体，一旦由角质形成细胞产生，NO直接与含有血红素的蛋白质sGC结合使其活性增加，进而催化GTP转化为细胞内第二信使环磷酸鸟苷(cGMP)，因此导致MITF表达和黑色素生成[32]。而且细胞内cGMP水平还可影响蛋白激酶G(PKG)的活性，这种酶磷酸化可激活另一种促进酪氨酸酶表达的转录因子——蛋白1，进而调节黑色素的生成[4]。

通过cGMP途径增强酪氨酸酶基因表达可能是NO诱导的黑色素生成的主要机制。但它还可能参与酪氨酸酶mRNA的诱导，在氧气存在时NO与黑色素相关的代谢物DHICA反应，导致黑色素样色素的沉积。除此之外，NO还对其他信号通路有影响，有研究表明，NO途径可提高MC1R的表达并刺激α-MSH的分泌以增强黑色素生成的α-MSH途径[33]。

2.6 黑素体转移机制

黑素体形成是黑化过程中的关键步骤，但黑素体必须从黑色素细胞转移到角质形成细胞才能促进黑色素的生成。蛋白酶激活受体(PAR)-2通过增加角质形成细胞对黑素体的吞噬作用诱导黑素体转移，紫外辐射可刺激PAR-2表达，进而诱导黑素体转移[34]。丝氨酸蛋白酶的抑制已经显示导致角质形成细胞中蛋白酶激活受体2的活化受损，进而导致黑色素细胞内黑素体的积累。这种受体的抑制阻断了这些细胞之间的黑素体转移，因此也阻止了这种细胞的分散。这表明通过抑制角质形成细胞受体-蛋白酶激活受体2是一种调节色素沉着的潜在机制[35]。

在体外模型中还证明，黑色素细胞和角质形成细胞膜上的糖基化残基对于受体介导的内吞作用是关键的，因此促进黑素体转移。凝集素和新糖蛋白也被证明可以抑制黑素体转移[36]。

2.7 调节黑色素生成的其他途径

上述的途径是调控黑色素生成的主要信号通路，此外还有其他途径也可参与黑色素生成，例如，MHY884是一种酪氨酸酶抑制剂，可在Thr23位点抑制Akt活化及Akt介导的IKK磷酸化，减弱UVB诱导的氧化应激，导致NF-κB活性降低，进而调控黑色素生成[37]。Incontinentia pigmenti (IP)和Ectodermal dysplasia (ED) 在NF-κB信号传导中表达缺陷而使皮肤色素沉着异常。此外，一些细胞因子在黑色素细胞增殖、分化、黑色素生成中发挥重要作用，比如，转化生长因子β (TGF-β)，一种角质形成细胞衍生因子，在没有紫外线照射时，通过诱导Smad信号而抑制Pax3 (The paired box 3，配对盒3) 的褪黑细胞分化；紫外线照射激活Jun N-末端激酶激活蛋白1通路而抑制TGF-β在角质形成细胞内的产量，最终导致黑色素的生成。骨形态遗传细胞(BMP) 是TGF-β家族的重要成员，其中，BMP2、BMP6可通过调节酪氨酸酶而增加黑色素生成，BMP4则抑制黑色素生成。基本成纤维细胞生长因子(bFGF)、肝细胞生长因子(HGF)、白血病抑制因子(LIF) 等细胞因子也会参与调控黑色素生成[38]。Pax3、Sox10可通过激活MITF的表达而调节黑色素生成。Omeprazole通过抑制ATP7A蛋白的金属化来增加其降解，从而抑制新合成的TYR活性。咖啡酸苯乙酯(CAPEE) 可抑制MITF与M-box的结合而降低相关蛋白TYR、TRP-1、TRP-2的表达，但不会影响MITF的表达[11]。

3 多金属氧酸盐对酪氨酸酶的抑制

集美大学王力教授所在的多酸课题组致力于多酸在酶学领域的研究，近年来，主要围绕Keggin型和Dawson型两种结构的多酸，利用酶动力学分析研究其对酪氨酸酶的抑制类型及抑制机理。研究表明，两种结构的多酸对酪氨酸酶均有抑制作用。研究成果如表1[39]所示。Xing等[42]通过细胞实验发现，Keggin型多酸Na7PMo11CuO40虽然在低浓度下对酪氨酸酶的抑制效果不显著，但是细胞内黑色素含量却显著降低，且细胞毒性较低，说明该化合物可作为一种潜在的黑色素生成抑制剂，并且可能不是通过直接抑制酪氨酸酶活性而起作用的，但其中涉及的具体机制尚待研究。随着课题组在多酸作为酶抑制剂用于调控黑色素生成途径的深入研究，未来在基因调控、信号通路方面研究将成为新的方向。

表1 合成化合物对酪氨酸酶的抑制效果[39]

4 总结与展望

黑色素可对皮肤起到保护作用，过少防护作用减弱，过多则引发许多皮肤疾病，近年来，调控黑色素逐渐成为研究热点。目前已经发现许多物质可调节黑色素的生成，但是大部分物质具有细胞毒性，无法应用于化妆品、药品中，且作用效果不显著。因此，研究开发高效、低毒性、副作用小的黑色素调控剂成为未来的研究趋势。结合课题组的研究成果，发现多金属氧酸盐对酪氨酸酶具有显著的抑制效果，且根据Xing等的细胞实验，发现多酸可作为一种潜在的黑色素生成抑制剂[42]，但调控黑色素生成的具体机制尚未研究，因此，课题组接下来将会从信号通路、基因调控方面深入研究多金属氧酸盐对黑色素生成的调节机制，以期研制新型黑色素生成调控剂并可应用于化妆品、药品中，为皮肤美白、皮肤病学治疗提供新方向。

[1] Jung HG, Kim HH, Paul S, et al. Quercetin-3-O-β-D-glucopyranosyl-(1→6)-β-D-gluc-opyranoside suppresses melanin synthesis by augmenting p38 MAPK and CREB signaling pathways and subsequent cAMP down-regulation in murine melanoma cells. Saudi J Bio Sci, 2015, 22(6): 706–713.

[2] Lim JW, Ha JH, Jeong YJ, et al. Anti-melanogenesis effect of dehydroglyasperin C through the downregulation of MITFthe reduction of intracellular cAMP and acceleration of ERK activation in B16F1 melanoma cells. Pharmacol Rep, 2018, 70(5): 930–935.

[3] Hwang YS, Kim YJ, Kim MO, et al. Cannabidiol upregulates melanogenesis through CB1 dependent pathway by activating p38 MAPK and p42/44 MAPK. Chem-Biol Int, 2017, 273: 107–114.

[4] Song KK. Effects of inhibitors on tyrosinase and their regulation on melanogenesis[D]. Xiamen: Xiamen University, 2007 (in Chinese).宋康康. 抑制剂对酪氨酸酶的效应及其对黑色素生成调控的研究[D]. 厦门: 厦门大学, 2007.

[5] Pillaiyar T, Manickam M, Jung SH. Recent development of signaling pathways inhibitors of melanogenesis. Cell Signal, 2017, 40: 99–115.

[6] Jang EJ, Shin Y, Park HJ, et al. Anti-melanogenic activity of phytosphingosinethe modulation of the microphthalmia-associated transcription factor signaling pathway. J Dermatol Sci, 2017, 87(1): 19–28.

[7] Zhuang JX. Transcriptional regulation of tyrosinase by α-synuclein and inhibitors[D]. Xiamen: Xiamen University, 2009 (in Chinese).庄江兴. α-synuclein蛋白及抑制剂对酪氨酸酶的调控机制[D]. 厦门: 厦门大学, 2009.

[8] Newton RA, Roberts DW, Leonard JH, et al. Human melanocytes expressing MC1R variant alleles show impaired activation of multiple signaling pathways. Peptides, 2007, 28(12): 2387–2396.

[9] Azam MS, Kwon M, Choi J, et al. Sargaquinoic acid ameliorates hyperpigmentation through cAMP and ERK mediated downregulation of MITF in α-MSH-stimulated B16F10 cells. Biomed Pharm, 2018, 104: 582–589.

[10] Yun CY, You ST, Kim JH, et al. p21-Activated Kinase 4 critically regulates melanogenesisactivation of the CREB/MITF and β-catenin/MITF pathways. J Invest Dermatol, 2015, 135(5): 1385–1394.

[11] Pillaiyar T, Manickam M, Jung SH. Downregulation of melanogenesis: drug discovery and therapeutic options. Drug Discov Today, 2017, 22(2): 282–298.

[12] Jung E, Kim JH, Kim MO, et al. Afzelin positively regulates melanogenesis through the p38 MAPK pathway. Chem-Biol Int, 2016, 254: 167–172.

[13] Sun M, Xie HF, Tang Y, et al. G protein-coupled estrogen receptor enhances melanogenesiscAMP-protein kinase (PKA) by upregulating microphthalmia-related transcription factor- tyrosinase in melanoma. J Steroid Biochem Mol Biol, 2017, 165: 236–246.

[14] Chen YM, Su WC, Li C, et al. Anti-melanogenesis of novel kojic acid derivatives in B16F10 cells and zebrafish. Int J Biol Macromol, 2019, 123: 723–731.

[15] Kim BH, Park KC, Park JH, et al. Inhibition of tyrosinase activity and melanin production by the chalcone derivative 1-(2-cyclohexylmethoxy-6- hydroxy-phenyl)-3-(4-hydroxymethyl-phenyl)-propenone. Biochem Biophys Res Commun, 2016, 480(4): 658–664.

[16] Shi Y, Feng XL, Xie LF, et al. Research progress on PI3K/AKT signal transduction pathway in tumors. Chem Life, 2018, 38(3): 421–426 (in Chinese).施银, 冯晓兰, 谢李芬, 等. PI3K/AKT信号通路在肿瘤中的研究进展. 生命的化学, 2018, 38(3): 421–426.

[17] Huang W. The research on the role of PI3K/Akt signal transduction pathway in adjustment of TGF-beta1 expression and cell vitality induced by endothelin in malignant melanoma[D]. Wuhan: Huazhong University of Science and Technology, 2008 (in Chinese).黄巍. 内皮素激活 PI3K/Akt 信号通路对恶性黑色素瘤细胞体外生长活性及 TGF-beta1 表达调节的实验研究[D]. 武汉: 华中科技大学, 2008.

[18] Khaled M, Larribere L, Bille K, et al. Glycogen synthase kinase 3β is activated by cAMP and plays an active role in the regulation of melanogenesis. J Biol Chem, 2002, 277(37): 33690–33697.

[19] Ko HH, Chiang YC, Tsai MH, et al. Eupafolin, a skin whitening flavonoid isolated from, downregulated melanogenesis: Role of MAPK and Akt pathways. J Ethnopharmacol, 2014, 151(1): 386–393.

[20] Zhou J, Ling JJ, Song J, et al. Interleukin 10 protects primary melanocyte by activation of Stat-3 and PI3K/Akt/NF-κB signaling pathways. Cytokine, 2016, 83: 275–281.

[21] Wang YJ, Viennet C, Robin S, et al. Precise role of dermal fibroblasts on melanocyte pigmentation. J Dermatol Sci, 2017, 88(2): 159–166.

[22] Tagashira H, Miyamoto A, Kitamura S, et al. UVB stimulates the expression of endothelin B receptor in human melanocytesa sequential activation of the p38/MSK1/CREB/MITF pathway which can be interrupted by a French Maritime Pine Bark Extract through a direct inactivation of MSK1. PLoS ONE, 2015, 10(6): e0128678.

[23] Hyter S, Coleman DJ, Ganguli-Indra G, et al. Endothelin-1 is a transcriptional target of p53 in epidermal keratinocytes and regulates Ultraviolet induced melanocyte homeostasis. Pigment Cell Melanoma Res, 2013, 26(2): 247–258.

[24] Niwano T, Terazawa S, Sato Y, et al. Glucosamine abrogates the stem cell factor + endothelin-1-induced stimulation of melanogenesisa deficiency in MITF expression due to the proteolytic degradation of CREB in human melanocytes. Arch Dermatol Res, 2018, 310(8): 625–637.

[25] Jin KS, Oh YN, Hyun SK, et al. Betulinic acid isolated fromroot inhibits 3-isobutyl- 1-methylxanthine induced melanogenesisthe regulation of MEK/ERK and PI3K/Akt pathways in B16F10 cells. Food Chem Toxicol, 2014, 68: 38–43.

[26] Lei MJ, Dong Y, Sun CX, et al. Resveratrol inhibits proliferation, promotes differentiation and melanogenesis in HT-144 melanoma cells through inhibition of MEK/ERK kinase pathway. Microb Pathogenesis, 2017, 111: 410–413.

[27] Huang YC, Yang CH, Chiou YL. Citrus flavanone naringenin enhances melanogenesis through the activation of Wnt/β-catenin signalling in mouse melanoma cells. Phytomedicine, 2011, 18(14): 1244–1249.

[28] Li J, Ji L, Chen JP, et al. Wnt/𝛽-catenin signaling pathway in skin carcinogenesis and therapy. BioMed Res Int, 2015, 2015: 964842.

[29] Webster MR, Kugel III CH, Weeraratna AT. The wnts of change: how wnts regulate phenotype switching in melanoma. Biochim Biophys Acta Rev Cancer, 2015,1856(2): 244–251.

[30] Guo HY, Yang K, Deng F, et al. Wnt3a inhibits proliferation but promotes melanogenesis of melan-a cells. Int J Mol Med, 2012, 30(3): 636–642.

[31] Park HY, Kosmadaki M, Yaar M, et al. Cellular mechanisms regulating human melanogenesis. Cell Mol Life Sci, 2009, 66(9): 1493–1506.

[32] Wobst J, Schunkert H, Kessler T. Genetic alterations in the NO-cGMP pathway and cardiovascular risk. Nitric Oxide, 2018, 76: 105–112.

[33] Dong YJ, Cao J, Wang HD, et al. Nitric oxide enhances the sensitivity of alpaca melanocytes to respond to α-melanocyte-stimulating hormone by up-regulating melanocortin-1 receptor. Biochem Biophys Res Commun, 2010, 396(4): 849–853.

[34] Enomoto A, Yoshihisa Y, Yamakoshi T, et al. UV-B radiation induces macrophage migration inhibitory factor–mediated melanogenesis through activation of protease-activated receptor-2 and stem cell factor in keratinocytes. Am J Pathol, 2011, 178(2): 679–687.

[35] Seiberg M , Paine C , Sharlow E, et al. Inhibition of melanosome transfer results in skin lightening. J Invest Dermatol, 2000, 115(2): 162–167.

[36] Park KC, Huh SY, Choi HR, et al. Biology of melanogenesis and the search for hypopigmenting agents. Dermatol Sin. 2010, 28(2): 53–58.

[37] Choi YJ, Uehara Y, Park JY, et al. MHY884, a newly synthesized tyrosinase inhibitor, suppresses UVB-induced activation of NF-κB signaling pathway through the downregulation of oxidative stress. Bioorg Med Chem Lett, 2014, 24(5): 1344–1348.

[38] Yuan XH, Jin ZH. Paracrine regulation of melanogenesis. British J Dermatol, 2018, 178(3): 632–639.

[39] Chi GX, Wang L. Research progress in the enzymology of polyoxometalates. Food Ind, 2019, 40(1): 277–282 (in Chinese).迟国祥, 王力. 多金属氧酸盐的酶学研究进展. 食品工业, 2019, 40(1): 277–282.

[40] Xing R, Wang F, Zheng AP, et al. Biological evaluation of two Keggin-type polyoxometalates containing glycine as mushroom tyrosinase inhibitors. Biotechnol Appl Biochem, 2016, 63(5): 746–750.

[41] Xing R, Zheng AP, Wang F, et al. Functionality study of Na6PMo11FeO40as a mushroom tyrosinase inhibitor. Food Chem, 2015, 175: 292–299.

[42] Xing R, Wang F, Dong L, et al. Inhibitory effects of Na7PMo11CuO40on mushroom tyrosinase and melanin formation and its antimicrobial activities. Food Chem, 2016, 197: 205–211.

[43] Zheng AP, Wang F, Xing R, et al. Functionality research of keggin-type polyoxotungstate as potent mushroom tyrosinase inhibitors. Chem J Chin Univ, 2014, 35(3): 476–481 (in Chinese).郑阿萍, 王芳, 邢蕊, 等. 两种多酸型酪氨酸酶抑制剂的性能研究. 高等学校化学学报, 2014, 35(3): 476–481.

[44] Chen BN, Xing R, Wang F, et al. Inhibitory effects of α-Na8SiW11CoO40on tyrosinase and its application in controlling browning of fresh-cut apples. Food Chem, 2015, 188: 177–183.

[45] Xing R, Zheng AP, Wang F, et al. The inhibitory mechanism research of vanadate-substituted polyoxometalates on tyrosinase. J Molr Sci, 2015, 31(5): 436–440 (in Chinese).邢蕊, 郑阿萍, 王芳, 等. 钒取代的多酸盐对酪氨酸酶抑制机理的研究. 分子科学学报, 2015, 31(5): 436–440.

[46] Zheng AP, Chen BN, Chen FH, et al. Inhibition effect of vanadate-replaced polyoxometalateson mushroom tyrosinase. Chin J Appl Chem, 2013, 30(2): 165–170 (in Chinese).郑阿萍, 陈丙年, 陈发河, 等. 钒取代硅钨氧酸盐对酪氨酸酶的抑制作用. 应用化学, 2013, 30(2): 165–170.

[47] Xie LF, Li LL, Chen BN, et al. Research of the inhibition activities of H8[P2Mo17Co(OH2)O61] and H8[P2Mo17Ni(OH2)O61] on enzyme. J Mol Sci, 2017, 33(5): 380–384 (in Chinese).谢乐芳, 李莉莉, 陈丙年, 等. H8[P2Mo17Co(OH2)O61]和H8[P2Mo17Ni(OH2)O61]的抑酶活性研究. 分子科学学报, 2017, 33(5): 380–384.

[48] Li LL, Deng YY, Xie LF, et al. Inhibitory effect of vanadium-substituted Dawson type phosphomolybdic acid on tyrosinase. Chin J Appl Chem, 2018, 35(4): 436–441 (in Chinese).李莉莉, 邓阳阳, 谢乐芳, 等. 钒取代的Dawson 型磷钼酸对酪氨酸酶的抑制作用. 应用化学, 2018, 35(4): 436–441.

[49] Xie LF, Li LL, Chen BN, et al. The inhibition of three kinds of Dawson-type heteropoly acids on tyrosinase. Food Res Dev, 2017, 38(19): 175–179 (in Chinese).谢乐芳, 李莉莉, 陈丙年, 等. 3种Dawson型杂多酸对酪氨酸酶的抑制作用. 食品研究与开发, 2017, 38(19): 175–179.

[50] Li LL, Chen BN, Deng YY, et al. Inhibitory effects of Dawson type polyoxometalates on tyrosinase. Chin J Appl Chem, 2017, 34(1): 83–89 (in Chinese).李莉莉, 陈丙年, 邓阳阳, 等. Dawson 结构的多金属氧酸盐对酪氨酸酶的抑制作用. 应用化学, 2017, 34(1): 83–89.

[51] Hu XY, Chen BN, Wang L, et al. Inhibition of α/β-K6P2W18O62·10H2O on the activity of mushroom tyrosinase and its antimicrobial effects. Chem Res Chin Univ, 2012, 28(5): 862–865.

Research progress in melanogenesis signaling pathway

Meijuan Zhao1,2, Jingjing Hu1,2, Hui Ni1,2, Zedong Jiang1,2, and Li Wang1,2

1 College of Food and Biological Engineering, Jimei University, Xiamen 361021, Fujian, China 2 Fujian Key Laboratory of Food Microbiology and Enzyme Engineering, Xiamen 361021, Fujian, China

Melanogenesis is a biosynthetic pathway to produce melanin pigment in melanocyte, involving a series of intricate enzymatic and chemical catalyzed reactions. Melanogenesis involves five signaling pathways that converge on microphthalmia-associated transcription factor. In addition, many cytokines, involved in the regulation of melanogenesis, play an important role in the development, proliferation, differentiation and migration of melanocytes. Polyoxometalate can be used as a potential inhibitor of melanin production. Hence, this paper reviews the signaling pathways of melanogenesis and their regulatory mechanism, to apply polyoxometalates in the melanin production pathway, and briefly introduces the regulatory factors of related pathways.

melanogenesis, signal pathway, microphthalmia-associated transcription factor

March 4, 2019;

June 24, 2019

National Natural Science Foundation of China (No. 21871110), Fujian Key Laboratory of Food Microbiology and Enzyme Engineering (No. B19097-12).

Li Wang. Tel: +86-592-6181774; E-mail: wanglimerry@jmu.edu.cn

国家自然科学基金(No. 21871110)，福建省食品微生物与酶工程重点实验室项目 (No. B19097-12) 资助。

2019-07-19

http://kns.cnki.net/kcms/detail/11.1998.Q.20190718.1619.002.html

赵美娟, 户晶晶, 倪辉, 等. 黑色素生成信号通路研究进展. 生物工程学报, 2019, 35(9): 1633–1642.

Zhao MJ, Hu JJ, Ni H, et al. Research progress in melanogenesis signaling pathway. Chin J Biotech, 2019, 35(9): 1633–1642.

(本文责编 郝丽芳)