碲化镉量子点(CdTe QDs)对肝细胞的毒性效应及线粒体介导的毒性机制研究

陆杰，姚影，汪岩，臧一腾，瞿靖，何克宇，吴添舒，梁雪，魏婷婷，熊丽林，张婷,#，唐萌,*

1. 环境医学工程教育部重点实验室，东南大学公共卫生学院；苏州纳米科技协同创新中心，南京210009 2. 江苏省生物材料与器件重点实验室，东南大学，南京210009

量子点(quantum dots, QDs)是由Ⅲ～Ⅴ族或Ⅱ～Ⅵ族元素组成的一种核-壳结构的纳米材料，直径为2～10 nm，有独特的荧光特性[1-2]。QDs种类繁多，包括碲化镉量子点(CdTe QDs)、硒化镉量子点(CdSe QDs)、石墨烯量子点(graphene quantum dots, GOD)和磷化铟量子点(InP QDs)等[3-5]，其中最为常见的是CdTe/Se QDs。CdTe QDs因具有激发光波段范围宽、发射光谱宽度窄、较传统有机荧光染料荧光强度大、稳定性好等优点，在荧光探针、靶向治疗、医学诊断等方面有着广泛应用[6]。CdTe QDs具备医学应用潜力的同时，其生物安全性评价也越来越受到关注。

在生产、实验及医疗过程中，QDs可能通过皮肤、消化道和静脉等多种途径进入生物体。相关研究均表明，不同暴露方式下，QDs 进入大鼠或小鼠体内后，在动物的主要器官，如心脏、肝脏、脾脏、肺脏、肾脏和脑中都可以检测到一定剂量的QDs，尤其在肝脏、肾脏和脾脏中半衰期较长，可达2年之久[7-11]。Ye等[12]以恒河猴为模型，研究了QDs在灵长类动物体内分布，实验证明QDs 主要富集在肝、脾、肾脏中(总计占到染毒剂量的99%)，含量分别是染毒剂量的35%、58%和6%。体外毒性研究结果均显示：CdTe QDs可以对多种来源的细胞系造成不同程度的损伤，如造成细胞增殖率下降、氧化应激、细胞凋亡等[13]。

肝脏作为生物体最重要的代谢器官，在生物体内起着去氧化、储存肝糖、分泌性蛋白质的合成等作用，当QDs等进入生物体后在肝脏中大量蓄积，因此研究QDs对肝脏的毒性作用对全面认识和评估其毒性显得尤为重要。目前已有关于CdTe QDs肝毒性研究报道，Zhang等[11]以小鼠正常肝细胞(AML12细胞)为研究对象，染毒MPA-CdTe QDs后，具有剂量和尺寸依赖性的细胞毒性，细胞凋亡为主要毒性表现。Nguyen等[14]以HepG2细胞为研究对象，CdTe QDs染毒后，通过死亡受体途径和线粒体途径诱发细胞凋亡。Lu等[15]将CdSe/ZnS QDs作用于人正常肝细胞(L02)细胞后，除了引起细胞凋亡外，还通过激活NLRP3炎性小体，导致Caspase-1的激活和白介素1β(IL-1β)的分泌，最终引起细胞焦亡(pyroptosis)。关于CdTe QDs引起肝细胞损伤的机制研究目前仍处于探索阶段，还需要进一步研究。

本研究采用人肝癌细胞(HepG2细胞)和人正常肝细胞(L02细胞)2种不同类型的肝细胞作为体外模型评价CdTe QDs的肝毒性作用和潜在的机制，探讨CdTe QDs对不同肝细胞的毒作用和有关机制，为更全面地进行CdTe QDs的安全性评估提供一定科学依据。

1　材料与方法(Materials and methods)

1.1　实验细胞

L02细胞和HepG2细胞均购于中国科学院上海细胞所。

1.2　实验试剂和仪器

实验所用3-巯基丙酸包被的碲化镉量子点(MPA-CdTe QDs)根据詹庆玲等[16]提供的方法自行合成。合成量子点后，实验前按照CdTe QDs：丙酮为1:2(V:V)的比例混合，以15 000 r·min-1离心(离心半径为8.3 cm)20 min，离心2次后，用完全培养基配成一定浓度的储备液备用，经0.22 μm滤膜抽滤除菌，于4 ℃冰箱中存放，使用前超声分散。

磷酸盐缓冲液(武汉博士德生物工程有限公司，中国)；胎牛血清(杭州四季青公司，中国)；杜尔伯科改良伊格尔培养基(Dulbecco’s Modified Eagle Medium，DMEM)(Hyclone 公司，美国)；质量分数为0.25% 的胰蛋白酶溶液(Biosharp 公司，中国)；二甲基亚砜(中国国药集团化学试剂有限公司，中国)；CCK-8试剂、乳酸脱氢酶(LDH)检测试剂盒、活性氧(ROS)检测试剂盒、ATP检测试剂盒、线粒体膜电位检测试剂盒，均购于上海碧云天生物技术有限公司；细胞凋亡试剂盒(江苏省凯基生物技术股份有限公司，中国)；3-巯基丙酸(MPA，美国Sigma 公司)，CdCl2·2.5H2O、氢氧化钠、高纯氮气(>99.99%)均购于国药集团化学试剂有限公司。

Series8000系列-3423 型CO2培养箱(美国Thermo Scientific 公司)，CK40-F200 倒置显微镜(日本Olympus公司)，MRX全自动酶标仪(美国Dynex Technologies公司)，TDZ6B-WS 离心机(上海卢湘仪离心机仪器有限公司)，BS210S 电子天平(北京赛多利斯天平有限公司)，KQ2200E 超声清洗器(昆山市超声仪器有限公司)，SW-CJ-2F 净化工作台(中国苏州安泰空气技术有限公司)；流式细胞术测定仪(BD 公司，型号：FACS CantoTM)；Zetasizer Nano-ZS90 型Malvern 粒度分析仪(马尔文仪器有限公司，英国)。

1.3　材料表征

利用马尔文激光粒度仪测定CdTe QDs在完全培养基中的水合粒径；利用荧光分光光度计测定CdTe QDs的最大吸收波长和最大发射波长。

1.4　细胞培养

L02细胞和HepG2细胞采用DMEM培养基(含体积分数为10%的胎牛血清，体积分数为1%的双抗)于37 ℃、5%CO2的细胞培养箱中进行培养。每日用倒置显微镜观察细胞生长状况，取对数生长期的细胞进行试验。

1.5　细胞CCK-8试验

取对数生长期的细胞种于96孔板中，每孔5×103个细胞，培养24 h后弃去培养液。根据预实验结果，加入浓度为0，25，50和100 μmol·L-1的染毒液，每个染毒组设置5个复孔。染毒24 h后，弃去染毒液，加入含体积分数10%的CCK-8完全培养基，继续培养1.5 h，在酶标仪上490 nm处测定吸光度。

1.6　细胞形态学观察

取对数生长期细胞种于6孔板中，每孔种2×105个细胞，培养24 h，弃去培养液，加入浓度为0，25，50和100 μmol·L-1的染毒液，染毒24 h。染毒结束后在生物图像导航仪上进行细胞形态学观察。

1.7　LDH释放检测

取对数生长期细胞种于96孔板中，每孔5×103个细胞，培养24 h后弃去培养基，加入浓度为0，25，50和100 μmol·L-1的染毒液，染毒24 h。染毒结束后收集染毒液，根据试剂盒上试验步骤进行LDH的释放检测。

1.8　细胞对CdTe QDs的摄入情况测定

取对数生长期细胞种于6孔板中，每孔2×105个细胞，培养24 h，弃去培养基，加入浓度为0，25，50和100 μmol·L-1的染毒液，染毒1 h、2 h、4 h、8 h和24 h。染毒结束后，胰酶消化收集细胞，并计数。将收集的细胞置于15 mL离心管中，加入1 mL浓硝酸硝化过夜，以充分裂解细胞。硝化结束后每管加入2 mL过氧化氢，并转移至烧杯中，放在电热板上进行加热赶酸，待烧杯中残留的液体刚好覆盖烧杯底部时停止加热，加入2%的稀硝酸2 mL，并将液体转移至10 mL离心管中，并用2%稀硝酸定容至5 mL，抽滤。最后在石墨炉上进行镉元素含量的测定，间接反映细胞对CdTe QDs的摄入情况。

1.9　ROS含量测定

取对数生长期细胞种于6孔板中，每孔2×105个细胞，培养24 h，弃去培养液，加入浓度为0，25，50和100 μmol·L-1的染毒液，染毒24 h。染毒结束后按照1:2 000用无血清培养液稀释DCFH-DA，使终浓度为5 μmol·L-1。去除细胞培养液，每孔加入1 mL稀释好的DCFH-DA，37 ℃细胞培养箱内孵育20 min。用无PBS洗涤细胞2次，以充分去除未进入细胞内的DCFH-DA。使用488 nm激发波长，525 nm发射波长，在流式细胞仪上检测染毒前后荧光强度的变化。

1.10　细胞凋亡测定

取对数生长期细胞种于6孔板中，每孔2×105个细胞，培养24 h，弃去培养液，加入染毒液，染毒浓度为0，25，50和100 μmol·L-1，染毒24 h。染毒结束后，弃去染毒液，用PBS洗2遍，加入无EDTA的胰酶消化细胞，收集细胞，用PBS洗涤细胞2次(2 000 r·min-1，5 min)。加入500 μL Binding Buffer，充分混匀细胞，再加入5 μL Annexin V-FITC，混匀后再加入5 μL混匀后Propidium Iodide，混匀，在流式细胞仪上检测染毒前后荧光强度的变化。

1.11　ATP含量检测

取对数生长期细胞种于6孔板中，每孔2×105个细胞，培养24 h，弃去培养液，加入浓度为0，25，50和100 μmol·L-1的染毒液，染毒24 h。设置0、0.05、0.1、0.5、1、5和10 μmol·L-1等浓度制作标准曲线。吸除染毒液，按照6孔板每孔加入200 μL裂解液的比例(即相当于细胞培养液量2 mL的1/10)加入裂解液，裂解细胞。再根据试剂盒说明书配制ATP检测工作液，加100 μL ATP检测工作液到检测孔或检测管内。室温放置3～5 min，以使本底性的ATP全部被消耗掉，从而降低本底值。在检测孔或检测管内加上20 μL样品或标准品，用化学发光检测仪进行检测，最后根据标准曲线计算得出ATP含量。

1.12　细胞线粒体膜电位检测

JC-1是一种广泛用于检测线粒体膜电位(mitochondrial membrane potential)△Ψm的理想荧光探针。可以检测细胞、组织或纯化的线粒体膜电位。取对数生长期细胞种于6孔板中，每孔2×105个细胞，培养24 h，弃去培养液，加入浓度为0，25，50和100 μmol·L-1的染毒液，染毒24 h。染毒结束后，收集细胞，用0.5 mL新鲜培养基重悬细胞，再加入0.5 mL JC-1染色工作液，充分混匀，细胞培养箱中37 ℃孵育20 min。37 ℃孵育结束后，600 g、4 ℃离心3～4 min，沉淀细胞，弃上清。用JC-1染色缓冲液(1×)洗涤2次(600 g、4 ℃离心3～4 min，沉淀细胞，弃上清。)再用适量JC-1染色缓冲液(1×)重悬后，在流式细胞仪上检测染毒前后荧光强度的变化。

1.13　统计学处理

采用SPPS 20.0软件对数据进行统计分析，计量资料以x±s表示，采用t检验，以P<0.05为统计学差异具有显著意义。

2　结果(Results)

2.1　材料表征结果

如图1所示，荧光分光光度计测得MPA-CdTe QDs的最大激发波长为300 nm，最大发射波长为555 nm。采用马尔文激光粒度仪测得CdTe QDs在DMEM完全培养基中的水合粒径和zeta电位的结果，水合粒径和zeta电位分别为(31.93±3.92) nm和-(6.62±0.49) mV。

2.2　细胞毒性试验结果

细胞毒性试验结果包括细胞活性测定、LDH释放检测和细胞形态学观察。细胞活性试验结果如图2 所示，与对照组相比，染毒组细胞的生存率随着染毒浓度的升高显著降低(P<0.05)，且具有效应-剂量依赖性关系。QDs染毒24 h后，L02细胞活力低于HepG2细胞，说明CdTe QDs对L02细胞的毒性大于HepG2细胞。

CdTe QDs染毒细胞24 h后，观察2种细胞形态学的改变，如图3 (A和B)所示，对照组细胞形态正常，细胞之间紧密连接，细胞堆积生长；染毒组细胞的形态则发生明显改变，在最低浓度组(25 μmol·L-1)，部分细胞开始出现皱缩，细胞变圆，细胞之间连接减少，随着染毒剂量的增大，细胞数量明显减少，细胞连接被破坏，异常形态细胞增多。

细胞膜结构的破坏会导致细胞浆内的酶释放到培养液中，其中包括酶活性较为稳定的乳酸脱氢酶(lactate dehydrogenase, LDH)。通过检测从质膜破裂的细胞中释放到培养液中的LDH活性，可以实现对细胞毒性的分析。CdTe QD染毒2种肝细胞24 h后，检测LDH的释放情况，结果表明，与对照组相比，染毒组染毒液中LDH含量显著升高(P<0.05)，且具有剂量依赖性，同一染毒剂量下，L02细胞染毒液中LDH含量要高于HepG2细胞。

图1　碲化镉量子点的最大激发波长Fig. 1　The maximum emission wavelength of cadmium telluride quantum dots

2.3　细胞凋亡检测结果

凋亡是细胞死亡形式之一，当细胞受到有害因素作用，是在一系列基因的调控下细胞程序性死亡的过程。此过程涉及多个基因的激活、表达以及调控作用，细胞凋亡对维持机体的稳态和胚胎发育必不可少。如图5所示，CdTe QDs染毒2种细胞24 h后，凋亡细胞逐渐增多，并且具有剂量依赖性关系。

2.4　细胞对 CdTe QDs摄入情况检测

本研究利用石墨炉法检测染毒不同浓度和时间后2种细胞内镉元素的含量，间接反应2种细胞对CdTe QDs的摄入情况。结果如图6所示，随着染毒时间的延长，细胞内镉含量显著增多，这与细胞活力的结果相一致，说明QDs引起2种肝细胞活力的降低与细胞对CdTe QDs的摄取相关。同样染毒剂量和时间下，L02细胞内镉含量显著高于HepG2细胞内镉含量。

2.5　ROS含量检测结果

正常生理状态下，细胞生理代谢过程中会产生少量的ROS，适量的ROS对维持细胞正常的生理功能具有重要作用。但是当细胞受到外界刺激时，细胞内ROS会明显升高，过量的ROS会造成氧化应激，产生氧化损伤。CdTe QD染毒2种肝细胞24 h

后，细胞内ROS的检测结果如图7所示，染毒24 h后，细胞内ROS显著升高，且具有剂量依赖性关系。

2.6　线粒体功能检测

线粒体是细胞能量代谢的主要场所，对维持细胞内钙离子的稳定也具有重要作用。当线粒体受到损伤时，细胞的氧化呼吸过程被破坏，会诱发细胞凋亡的发生。如图8所示，CdTe QDs染毒细胞24 h后，2种细胞线粒体膜电位都出现不同程度的下降，并随着染毒剂量的增大，线粒体膜电位下降的细胞比率增多，2种细胞之间比较发现，CdTe QDs对L02细胞线粒体膜电位影响更明显。同时对细胞ATP含量进行检测，如图8所示，随着染毒剂量的增大，细胞ATP含量显著降低，并且L02细胞ATP含量的降低比HepG2细胞更为显著，这一结果与线粒体膜电位的结果一致。

图2　CCK-8法检测CdTe QDs对HepG2和L02细胞生存率的影响注：*P<0.05表示与对照组相比差异具有统计学意义。Fig. 2　Effect of CdTe QDs on HepG2 and L02 cell survival by CCK-8Note: *P<0.05, compared with normal control group.

图3　CdTe QDs对HepG2(A)和L02(B)细胞的形态学影响注：*P<0.05,与对照组相比差异具有统计学意义。Fig. 3　Effect of CdTe QDs on HepG2 and L02 cell morphologyNote: A, HepG2 cell; B, L02 cell. P<0.05, compared with control group.

图4　CdTe QDs对HepG2和L02细胞的LDH释放检测试验注：*P<0.05,与对照组相比差异具有统计学意义。Fig. 4　Effect of CdTe QDs on HepG2 and L02 cell LDH releaseNote: *P<0.05, compared with normal control group.

图5　FITC/PI法检测CdTe QDs对HepG2和L02细胞凋亡率的影响注：*P<0.05,与对照组相比差异具有统计学意义。Fig. 5　Effect of CdTe QDs on HepG2 and L02 cell apoptosis by FITC/PI assaysNote:*P<0.05, compared with normal control group.

图6　2种肝细胞内镉离子浓度注： 2种肝细胞CdTe QDs染毒浓度为0～100 μmol·L-1，染毒1、2、4、8和24 h；*P<0.05, 与对照组相比差异具有统计学意义。A，HepG2 cell；B, L02 cell。Fig. 6　The concentration determination of cadmium in both liver cellsNote: Both liver cells were treated with 0-100 μmol·L-1 CdTe QDs for 1, 2, 4, 8 and 24 h. *P<0.05, compared with normal control group. A, HepG2 cell; B, L02 cell.

3　讨论(Discussion)

CdTe QDs本身具有良好的荧光特性，在生物医学领域具有巨大的应用前景，可用于疾病诊断等[17]。肝脏是机体最为重要的代谢器官，也是CdTe QDs体内蓄积的主要器官之一，但是对肝脏的毒性作用研究结果并不一致[18-20]。Lin等[18]的研究表明，CdTe/Se QDs进入生物体内会蓄积于肝脏中，虽未引起明显的组织病理学改变，但是引起肝脏中某些微量元素的改变，抗氧化酶活性的升高等。Wang等[19]研究了CdTe QDs染毒ICR小鼠后引起小鼠肝脏明显的组织学改变，金属硫蛋白表达升高，肝细胞凋亡等毒性作用。但是，Fan等[20]的研究表明CdTe /CdS QDs进入小鼠体内后只引起肝细胞自噬的发生而未引起细胞凋亡。体外肝细胞毒性研究表明，CdTe QDs能够造成HepG2细胞、AML12细胞等肝细胞生存率降低，细胞凋亡的发生等毒作用[11-14]。但是研究使用的CdTe QDs理化性质各异，研究结果也有矛盾之处，因此CdTe QDs的肝毒性机制研究仍需要进一步探讨。

图7　CdTe QDs诱导HepG2和L02细胞内ROS的检测注：*P<0.05, 与对照组相比差异具有统计学意义。Fig. 7　CdTe QDs induced ROS in HepG2 and L02 cellNote: *P<0.05, compared with normal control group.

图8　JC-1法测定CdTe QDs对HepG2和L02细胞线粒体膜电位的影响注： *P<0.05,与对照组相比差异具有统计学意义。Fig. 8　Effect of CdTe QDs on HepG2 and L02 cell mitochondrial membrane potential (MMP) by JC-1 assaysNote: *P<0.05, compared with normal control group.

图9　2种肝细胞ATP含量检测注：*P<0.05,与对照组相比差异具有统计学意义。Fig. 9　The content determination of ATP in both liver cellsNote: *P<0.05, compared with normal control group.

本研究以HepG2和L02细胞为体外细胞模型，探讨CdTe QDs对不同类型肝细胞的毒性及其可能的毒作用机制，为CdTe QDs的安全性评价提供一定的依据。CdTe QDs染毒24 h后引起2种肝细胞生存率降低，同等剂量下，CdTe QDs对L02细胞的损伤比肝癌细胞更严重。细胞凋亡结果表明，细胞凋亡率显著升高，L02细胞的凋亡率显著高于HepG2细胞，尤其在中高剂量组，L02细胞凋亡率远高于HepG2细胞，这一结果与细胞生存率结果一致，进一步说明CdTe QDs对正常肝细胞的毒性要大于肝癌细胞，且CdTe QDs引起细胞死亡的形式以细胞凋亡为主。

已有的研究表明，CdTe QDs对细胞的毒性与CdTe QDs中镉离子的释放和其本身的尺寸效应相关[21-22]。镉离子作为重金属离子，其可对细胞直接产生毒性作用[21-23]，同时被细胞摄取的CdTe QDs进入细胞内激活信号转导通路，破坏细胞正常生物学过程最终诱发细胞死亡[24]。本次研究利用石墨炉法检测细胞内镉元素含量，间接反映细胞内CdTe QDs的含量。结果显示，同等染毒时间和染毒剂量情况下，L02细胞内镉元素含量较HepG2细胞高,说明L02细胞对CdTe QDs摄取更多，这也是CdTe QDs导致L02损伤更为严重的原因之一。同时，造成2种肝细胞对CdTe QDs差异性摄入以及摄入QDs后在细胞内的分布与代谢也需要进一步研究，有助于阐明QDs的毒性机制。

除镉离子释放外，ROS的过量生成在纳米材料诱导细胞损伤中扮演重要角色，ROS与细胞内的大分子结合，如DNA、蛋白质和脂质，影响细胞生物学功能，最终引发细胞死亡。Paesano等[25]研究发现，CdS QD可造成HepG2细胞内ROS水平升高，诱导线粒体途径介导的细胞凋亡的产生。Nguyena等[14]的研究结果也表明CdTe-QDs可引起HepG2细胞内ROS水平升高，导致还原性谷胱甘肽的耗竭，还原性谷胱甘肽与氧化性谷胱甘肽比值降低，最终引发死亡受体和线粒体途径介导的HepG2细胞凋亡。李艳博等[26]研究发现，巯基乙酸(TGA)包被的CdTe QDs可导致人肝细胞(HL-7702)细胞ROS水平升高，诱发DNA损伤和细胞周期阻滞。在本研究中，CdTe QDs染毒24 h后细胞内ROS含量显著升高，诱发细胞氧化应激，且L02细胞内ROS含量比HepG2更多，这结果与细胞活性和凋亡率结果一致，结合细胞摄取的结果，提示我们被摄取进入细胞内的CdTe QDs引起细胞内氧化应激水平的明显升高，诱发细胞氧化损伤。进一步检测线粒体功能发现，CdTe QDs能够造成肝细胞线粒体膜电位的降低和ATP含量的减少，且具有剂量依赖性关系，说明CdTe QDs诱发过量的ROS生成后，CdTe QDs引发线粒体损伤，破坏线粒体正常的氧化呼吸过程，影响了细胞的生物学功能，从而诱发细胞凋亡。如Nguyen等[27]探讨了CdTe-QD对HepG2细胞线粒体损伤，发现CdTe QDs造成HepG2细胞线粒体膜电位降低，细胞内钙离子水平升高，损害了氧化呼吸过程，降低三磷酸腺苷的含量，过氧化物酶体增殖物激活受体-c共激活剂水平(peroxisome proliferator-activated receptor-γ coactivator)显著升高，表明CdTe QDs影响了线粒体的生物合成功能。

综上所述，CdTe QDs对2种不同类型的HepG2和L02细胞均可造成损伤，降低细胞生存率，诱发细胞凋亡。2种肝细胞之间的比较发现CdTe QDs对L02细胞的毒性作用大于HepG2细胞，其机制是由于L02细胞对CdTe QDs摄入水平高于HepG2细胞，引发更为严重的线粒体膜损伤，线粒体功能受损和更高的ROS水平，造成氧化应激，最终诱发细胞凋亡。但是有关2种细胞之间的毒性差异的机制仍需进一步探讨，需要进一步阐明在分子水平上的差异，为更好地评价CdTe QDs的肝毒性提供理论依据。

参考文献(References)：

[1]Bruchez M J，Moronne M，Gin P，et al. Semiconductor nanocrystals as fluorescent biological labels [J]. Science, 1998, 281(5385): 2013-2016

[2]Leutwyler W K, Bürgi S L, Burgl H. Semiconductor clusters，nanocrystals，and quantum dots [J]. Science, 1996, 271(5251): 933-937

[3]Manshian B B, Soenen S J, Al-Ali A, et al. Cell type-dependent changes in CdSe/ZnS quantum dot uptake and toxic eEndpoints [J]. Toxicology Science, 2015, 144(2): 246-258

[4]Brunetti V, Chibli H, Fiammengo R, et al. InP/ZnS as a safer alternative to CdSe/ZnS core/shell quantum dots: In vitro and in vivo toxicity assessment [J]. Nanoscale, 2013, 5: 307-317

[5]Chong Y, Maa Y F, Shen H, et al. The in vitro and in vivo toxicity of graphene quantum dots [J]. Biomaterials, 2014, 35: 5041-5048

[6]Barroso M M. Quantum dots in cell biology [J]. Journal of Histochemistry and Cytochemistry, 2011, 59(3): 237-251

[7]Fitzpatrick J A J, Andreko S K, Ernst L A, et al. Long-term persistence and spectral blue shifting of quantum dots in vivo [J]. Nano Letters, 2009, 9(7): 2736-2741

[8]Hauck T S, Anderson R E, Fischer H C, et al. In vivo quantum-dot toxicity assessment [J]. Small, 2010, 6(1): 138-144

[9]Su Y, Peng F, Jiang Z, et al. In vivo distribution, pharmacokinetics, and toxicity of aqueous synthesized cadmium-containing quantum dots [J]. Biomaterials, 2011, 32(25): 5855-5862

[10]Liu W, Zhang S, Wang L, et al. CdSe quantum dot (QD)-induced morphological and functional impairments to liver in mice [J]. PLoS ONE, 2011, 6(9): e24406

[11]Zhang T, Hu Y, Tang M, et al. Liver toxicity of cadmium telluride quantum dots (CdTe QDs) due to oxidative stress in vitro and in vivo [J]. International Journal of Molecular Sciences, 2015, 16(10): 23279-23299

[12]Ye L, Yong K T, Liu L, et al. A pilot study in non-human primates shows no adverse response to intravenous injection of quantum dots [J]. Nature Nanotechnology, 2012, 7(7): 453-458

[13]陆杰, 张婷, 唐萌, 等. 碲化镉量子点细胞毒性研究进展[J]. 生态毒理学报, 2016, 11(5): 24-31

Lu J, Zhang T, Tang M, et al. Research advances in cytotoxicity of CdTe quantum dots [J]. Asian Journal of Ecotoxicology, 2016, 11(5): 24-31 (in Chinese)

[14]Nguyen K C, Willmore W G, Tayabali A F. Cadmium telluride quantum dots cause oxidative stress leading to extrinsic and intrinsic apoptosis in hepatocellular carcinoma HepG2 cells [J]. Toxicology, 2013, 306: 114-123

[15]Lu Y H, Xu S C, Chen H Y, et al. CdSe/ZnS quantum dots induce hepatocyte pyroptosis and liver inflammation via NLRP3 inflammasome activation [J]. Biomaterials, 2016, 90: 27-39

[16]Zhan Q L, Tang M, Zhang T, et al. Effects of CdTe@MPA quantum dots on RAW264.7 cells viability [J]. Journal of Environment Health, 2014, 31(2): 111-113

[17]Breunig M, Bauer S, Goepferich A, et al. Polymers and nanoparticles: Inteligent tools for intracellular targeting [J]. European Journal of Pharmaceutics and Biopharmaceutices, 2008, 68(1): 112-128

[18]Lin C H, Yang M H, Louis W, et al. Cd/Se/Te-based quantum dot 705 modulated redox homeostasis with hepatotoxicity in mice [J]. Nanotoxicology, 2011, 5(4): 650-663

[19]Wang M M, Wang J L, Sun H B, et al. Time-dependent toxicity of cadmium telluride quantum dots on liver and kidneys in mice: Histopathological changes with elevated free cadmium ions and hydroxyl radicals [J]. International Journal of Nanomedicine, 2016, 11: 2319-2328

[20]Fan J J, Sun Y, Wang S F, et al. Inhibition of autophagy overcomes the nanotoxicity elicited by cadmium-based quantum dots [J]. Biomaterials, 2016, 78: 102-114

[21]Su Y Y, Hub M, Fan C H, et al. The cytotoxicity of CdTe quantum dots and the relative contributions from released cadmium ions and nanoparticle properties [J]. Biomaterials, 2010, 31: 4829-4834

[22]Chen N, He Y, Su Y Y, et al. The cytotoxicity of cadmium-based quantum dots [J]. Biomaterials, 2012, 33: 1238-1244

[23]Lemarie A, Lagadic G D, Morzadec C, et al. Cadium induces caspase -independent apoptosis in liver Hep3B cells: Role for calcium in signaling oxidative stress-relatived impairment of mitochondria and relocation of endonuclease G and apoptosis-inducing factor [J]. Free Radical Biology Medicine, 2004, 36(12): 1517-1531

[24]Peng L, He M, Chen B B, et al. Cellular uptake, elimination and toxicity of CdSe/ZnS quantum dots in HepG2 cells [J]. Biomaterials, 2013, 34: 9545-9558

[25]Paesano L, Perotti A, Buschini A, et al. Markers for toxicity to HepG2 exposed to cadmium sulphide quantum dots; damage to mitochondria [J]. Toxicology, 2016, 374: 18-28

[26]Li Y B, Zhang H X，Guo C X, et al. Induction of thioglycolic acid-capped cadmium selenide quantum dots on hepatotoxicity and DNA damage in human hepatic cells [J]. Journal of Jilin University: Medicine Edition, 2012, 38(3): 495-500

[27]Nguyen K C, Rippstein P, Azam F, et al. Mitochondrial toxicity of cadmium telluride quantum dot nanoparticles in mammalian hepatocytes [J]. Toxicology Science, 2015, 146(1): 31-42