肾单位肾痨的临床和分子遗传学研究进展

周建华

·述评·

肾单位肾痨的临床和分子遗传学研究进展

周建华

肾单位肾痨(nephronophthisis，NPHP)是一种常染色体隐性遗传的囊性肾脏病，1951年由Hildebrandt等[1]首次报道。该病主要在儿童期发病，临床症状多无特异性，常常表现为多饮多尿、贫血、肾衰竭等，尿检基本正常或者轻微异常，多数发展到终末期肾病；超声检查可见肾脏皮髓质交界区囊肿，肾脏正常大小或缩小，肾脏实质回声增强，皮髓质分界不清。由于肾衰竭前往往无明显临床表现，早期难以及时确诊，很多患者就诊时就已有慢性肾衰竭了。NPHP其实并非特别罕见，国外研究资料表明，NPHP 约占儿童慢性肾衰竭的10%，是导致儿童期慢性肾衰竭最常见的遗传性疾病[1-2]。

根据NPHP患者出现肾衰竭的年龄，NPHP可以分为婴儿型NPHP(即在婴幼儿时就发生肾衰竭)、少年型NPHP(在学龄期出现肾衰间竭)、青年型NPHP(在青春期及以后出现终末期肾病)，3者中以少年型NPHP最多见[1-3]。近年来国际上在NPHP的分子遗传学研究上取得很多重要进展，已经明确20多种导致NPHP的致病基因，并按照发现先后顺序分别命名为NPHP1～NPHP20，为NPHP分子诊断提供了依据，使得早期诊断NPHP、特别是散发的NPHP患者成为可能，赢得早期干预的时机[1-2,4]。国内目前对此病尚在逐步认识中，本文重点介绍近年来有关NPHP分子遗传学和临床诊治方面的研究进展。

一、NPHP1与连接/黏着斑缺陷假说

1997年德国和法国的两组科学家几乎同时宣布发现少年型NPHP的第一个致病基因即NPHP1[1-4]。NPHP1基因的发现开启了NPHP基因诊断新时代，揭开了NPHP神秘面纱的序幕。NPHP1基因位于2q12，编码nephrocystin1蛋白，最初发现该蛋白位于肾小管上皮细胞之间和细胞与小管基底膜间的连接处，与同位该处的p130Cas、FAK2(focal adhesion kinase 2)、tensin 和filamin A、filamin B等相互作用。nephrocystin1蛋白有一个SH3结构域，可以与细胞-细胞和细胞-基质连接处含同样结构域的蛋白如p130Cas作用，故推测NPHP1基因突变破坏了肾小管上皮细胞间及细胞与基底膜间的连接，导致本病发生，此即所谓的“连接/黏着斑缺陷假说”(adherens junction/focal adehesion hypothesis)[1-2,5]。

通过酵母人工染色体重叠区中克隆该区，弄清楚了该区域的基因组结构。有了显示低拷贝重复序列的存在，并且观察到大多数患者NPHP1基因的突变多为一大片段的缺失，缺失片段约250 kb。因此，采用横跨NPHP1基因缺失区和非缺失区的STS标记，可以检测出基因缺失从而诊断该病。我们也曾经通过采用PCR扩增NPHP1基因区位的6个STS标记(9657T、wi18516、146C2S、804/6、del2、del16)，发现NPHP1基因缺失的患儿。此外，我们还发现NPHP1复合杂合点突变，且NPHP1基因点突变可以与其他遗传肾脏病基因突变共存，或可起改变临床表现型的作用[6]。虽然NPHP1基因突变是导致NPHP最多见的，但也仅占20%。

二、NPHP2与纤毛/中心体学说

在发现NPHP1后不久，Otto等[7]于2003年通过位点克隆和候选基因策略，克隆了第2个导致NPHP的基因，命名为NPHP2。NPHP2基因定位于染色体9q22，编码蛋白为Inversin，其突变导致婴儿型NPHP发生。与青少年型NPHP不同的是，婴儿型NPHP患儿肾衰竭出现早，一般发生在4岁前，而且大部分患儿同时合并有全内脏转位。NPHP2的发现以及随后对Inversin的一系列研究成果改写了对囊性肾脏疾病成囊机制的认识[1-2,8-10]。

研究发现NPHP2基因表达产物Inversin定位在肾小管上皮细胞原纤毛上。在上皮细胞间期和有丝分裂不同时期，Inversin在细胞内有不同定位，分别位于原纤毛的轴丝、转换区和细胞的基体、中心体、纺锤体。这些亚细胞结构都与细胞分裂和细胞的平面细胞极性调节有关。平面细胞极性指细胞与相邻细胞的方向，是维持组织正常结构的基础。Inversin是Wnt介导的经典和非经典通路的交叉点。Inversin突变导致它的功能丧失引起非经典Wnt信号增强，使平面细胞极性消失，上皮细胞分化的方向出现异常导致小管横向扩张，形成囊肿。

进一步研究发现，原来认为是定位于肾小管上皮细胞之间和细胞与小管基底膜间的连接处nephrocystin1，在原纤毛上也有表达，nephrocystin1结构中酸性氨基酸簇中3个关键的丝氨酸被细胞质中酪蛋白激酶2磷酸化后，暴露PACS-1(phosphofurin acidic cluster sorting protein 1)的结合位点，一起共定位于原纤毛的基底部。随后发现常染色体显性多囊肾基因pkd1、pkd2编码的蛋白polycystin 1、polycystin 2和常染色体隐性多囊肾基因编码的蛋白PKHD1均定位于原纤毛上，这些蛋白在进化上保守，在斑马鱼和小鼠中也定位于原纤毛，正是由于位于肾小管上皮细胞腔面的原纤毛蛋白突变导致这些遗传性囊性肾脏疾病的发生，此即“纤毛/中心体”学说，将这些囊性肾脏病都统一为“纤毛病”[7-11]。

三、原纤毛结构、功能和NPHP相关纤毛病

纤毛是一种进化上保守的重要的细胞器，在发育时间和空间上有相对独立性，人体发育和很多基本生命活动如听、看、嗅、呼吸、排泌、生殖等都有赖于正常纤毛功能。纤毛长度因细胞类型或生物个体不同而不同，但直径相似。按照纤毛功能分为原纤毛和动纤毛，动纤毛则为“9+2”，多出两个中央微管，原纤毛轴丝中微管结构为“9+0”，其不具有和运动相关的蛋白结构，缺少中心微管和动力臂与辐条结构[8-10]。

纤毛可以分为三个部分：纤毛膜、轴丝和纤毛基质。纤毛膜是细胞膜的延伸，由细胞膜组成，包绕轴丝。纤毛基质填充在轴丝和纤维膜之间。轴丝由9排环形的双联体微管和其附属的蛋白构成，在中心有一对中心微管，轴丝发自基体，基体是纤毛的基底部，为活动的中心粒， 由9个0.4 μm长的圆筒二联体微管构成，相邻的微管由连接丝相连，每个双连体微管由A和B微管组成，沿着A微管有序排列着外动力臂、内动力臂和辐条结构，其参与纤毛的运动。B微管则成“C”型结构，由下而上每隔24 nm A小管向相邻的B小管伸出1条外动力臂和1条内动力臂。2个中心微管间每隔96 nm以连接丝相连，每个中心微管每隔16 nm有2个突起形成中央鞘。二联微管和中心微管间由A小管伸向中心微管的轮辐连接,该结构每隔96 nm重复出现。每个完整的A小管和中心微管由13根原纤丝组成，而不完整的B小管则由10～11根原纤丝组成。原纤丝则由α和β微管蛋白盘旋组成每隔8 nm重复的二聚体[1-2,8-10]。

“9+0”结构的原纤毛主要分布在肾小管上皮细胞、胆管上皮细胞、胰管上皮纤毛、骨细胞和软骨细胞、脑内神经元细胞以及视网膜感受器细胞表面，感知周围环境中的信号变化并协助信号转导至细胞内部从而引起细胞应答。纤毛的感知功能在人体许多组织和器官生理功能的发挥中扮演着重要角色，与视觉、听觉、味觉、嗅觉等功能密切相关。分布于肾小管、胰管、胆管等上皮细胞表面的原纤毛，主要功能是感受管腔中物理和化学刺激，将信号转导至细胞内部调节细胞功能，并参与细胞周期的调控。

纤毛的产生是细胞极化的结果，在细胞分裂间期，中心体的中心粒可转化为基体，在基体的基础上组装形成纤毛。IFT蛋白在纤毛形成中起关键作用，20多种IFT蛋白形成IFT-A和IFT-B两种复合体，IFT复合体沿轴丝微管进行双向物质运输，包括基底到纤毛顶端的正向运输和顶端到基底的逆向运输。在基底部，纤毛蛋白在IFT-B复合体的协助下，和细胞驱动蛋白2一起把纤毛蛋白转移到纤毛顶，而IFT-A复合体和细胞质的动力蛋白相互结合进行逆行运输，进行蛋白回收利用。纤毛的长度可能受感知系统的调控， 纤毛的感知系统感知纤毛长度信号，转化为蛋白质翻译后磷酸化，纤毛的组装和解聚是通过磷酸化信号来调节的，从而起到调控其长度的目的。纤毛的组装、维持和分解的调控，影响其结构和长度，并对其功能的实现起到不可忽视的重要作用[11-14]。

随着对纤毛的研究深入，现在发现有1 000多种蛋白与纤毛有关，至少90多种基因突变可以导致纤毛病。除上述囊性肾脏病外，很多原来认识不清的遗传疾病都发现与纤毛有关，包括Senior-Loken综合征、Joubert综合征、Bardet-Biedl综合征、Meckel-Gruber综合征、Jeune综合征等，这些脑、眼、骨骼、肝脏等肾脏外脏器也可以在一部分的NPHP患儿中出现受累，这些被统称为NPHP相关纤毛病[1-2,11-17]。(表1)

表1 NPHP相关纤毛病的肾外表现

四、近年发现的其他致病基因

在NPHP2发现后，近年来又陆续发现了一系列导致NPHP发生的基因，它们几乎都是编码纤毛/中心体蛋白，按照发现时间顺序命名为NPHP3～NPHP20，两个例外的是NPHP1L和NPHP2L[1-2,16-21]。其中NPHP1L基因编码XPNPEP3蛋白，并不是在纤毛/中心粒，而是表达于线粒体的氨基肽酶，影响纤毛功能，其突变也可引起NPHP样的临床表现，因此称其为NPHPL1；而NPHP2L编码的是镁离子通道，突变也可导致类似NPHP表现。

NPHP3基因定位于3q22.1，其突变既可以引起婴儿型NPHP，还可以引起少年型NPHP，在婴儿型NPHP中，合并出现肝脏纤维化较多，部分患儿还出现色素性视网膜炎、内脏转位和先天性心脏病等表现。这些基因的染色体定位、编码蛋白名称、临床表型和肾外表现见表2，不一一枚举。构成原纤毛转换区屏障的蛋白缺陷导致孤立或者合并眼部异常的NPHP较多，而基体/中心粒的蛋白缺陷导致NPHP合并脑部异常多见，原纤毛的轴丝内转运蛋白则合并骨骼畸形比较多见。

表2 各种不同NPHP基因、基因产物、染色体定位，临床表型和肾外表现

注：RP, 色素性视网膜炎；OMA，眼球运动失用症；JBTS，Joubert综合征；MKS，Meckel-Gruber综合征；JATD，Jeune 综合征；BBS，Bardet-Biedl 综合征；SBS，Sensenbrenner综合征；CED，颅骨外层发育不良；MZSDS，Mainer-saldino综合征

[1] Hildebrandt F, Benzing T, Katsanis N. Ciliopathies[J]. N Engl J Med, 2011, 364(16): 1533-1543.

[2] Srivastava S, Sayer JA. Nephronophthisis[J]. J Pediatr Genet, 2014, 3(2): 103-114.

[3] 王韵琴, 周建华, 刘铜林, 等. 儿童家族性少年性肾单位痨-髓质囊肿病20例临床分析[J]. 中国实用儿科杂志, 2001, 16(4): 230-231.

[4] Macia MS, Halbritter J, Delous M, et al. Mutations in MAPKBP1 Cause Juvenile or Late-Onset Cilia-Independent Nephronophthisis[J]. Am J Hum Genet, 2017, 100(2): 323-333.

[5] Soliman NA, Hildebrandt F, Otto EA, et al. Clinical characterization and NPHP1 mutations in nephronophthisis and associated ciliopathies: a single center experience[J]. Saudi J Kidney Dis Transpl, 2012, 23(5): 1090-1098.

[6] Qiu L, Zhou J. Simultaneous mutations of LAMB2 and NPHP1 genes in a Chinese girl with isolated congenital nephrotic syndrome: a case report[J]. BMC Pediatr, 2016,16(1): 44.

[7] Otto EA, Schermer B, Obara T, et al. Mutations in INVS encoding inversin cause nephronophthisis type 2, linking renal cystic disease to the function of primary cilia and left-right axis determination[J]. Nat Genet, 2003, 34(4): 413-420.

[8] Ishikawa H, Marshall WF. Ciliogenesis: Building the cell's antenna[J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2011, 12(4): 222-234.

[9] Nguyen PA, Liou W, Hall DH, et al. Ciliopathy proteins establish a bipartite signaling compartment in a C. elegans thermosensory neuron[J]. J Cell Sci, 2014, 127(Pt 24): 5317-5330.

[10] Shiba D, Yokoyama T. The ciliary transitional zone and nephrocystins[J]. Differentiation, 2012, 83(2): S91-96.

[11] Shi X, Garcia G 3rd, Van De Weghe JC, et al. Super-resolution microscopy reveals that disruption of ciliary transition-zone architecture causes Joubert syndrome[J]. Nat Cell Biol, 2017, 19(10): 1178-1188.

[12] Schueler M, Halbritter J, Phelps IG, et al. Large-scale targeted sequencing comparison highlights extreme genetic heterogeneity in nephronophthisis-related ciliopathies[J]. J Med Genet, 2016, 53(3): 208-214.

[13] Yamamura T, Morisada N, Nozu K, et al. Rare renal ciliopathies in non-consanguineous families that were identified by targeted resequencing[J]. Clin Exp Nephrol, 2017, 21(1): 136-142.

[14] Braun DA, Schueler M, Halbritter J, et al. Whole exome sequencing identifies causative mutations in the majority of consanguineous or familial cases with childhood-onset increased renal echogenicity[J]. Kidney Int, 2016, 89(2): 468-475.

[15] Gee HY, Otto EA, Hurd TW, et al. Whole-exome resequencing distinguishes cystic kidney diseases from phenocopies in renal ciliopathies[J]. Kidney Int, 2014, 85(4): 880-887.

[16] Halbritter J, Porath JD, Diaz KA, et al. GPN Study Group. Identification of 99 novel mutations in a worldwide cohort of 1,056 patients with a nephronophthisis-related ciliopathy[J]. Hum Genet, 2013, 132(8): 865-884.

[17] Schueler M, Halbritter J, Phelps IG, et al. Large-scale targeted sequencing comparison highlights extreme genetic heterogeneity in nephronophthisis-related ciliopathies[J]. J Med Genet, 2016, 53(3): 208-214.

[18] Otto EA, Hurd TW, Airik R, et al. Candidate exome capture identifies mutation of SDCCAG8 as the cause of a retinal-renal ciliopathy[J]. Nat Genet, 2010, 42(10): 840-850.

[19] Chaki M, Airik R, Ghosh AK, et al. Exome capture reveals ZNF423 and CEP164 mutations, linking renal ciliopathies to DNA damage response signaling[J]. Cell, 2012, 150(3): 533-548.

[20] Bullich G, Vargas I, Trujillano D, et al. Contribution of the TTC21B gene to glomerular and cystic kidney diseases[J]. Nephrol Dial Transplant, 2017, 32(1): 151-156.

[21] Failler M, Gee HY, Krug P, et al. Mutations of CEP83 cause infantile nephronophthisis and intellectual disability[J]. Am J Hum Genet, 2014, 94(6): 905-914.

10.3969/j.issn.1671-2390.2017.11.001

430030 武汉，华中科技大学同济医学院附属同济医院儿科

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