白藜芦醇调控大鼠急性肺栓塞后肺动脉高压及MCP-1表达的机制研究

陈 淳，林建伟，李国平，任卓超，李亚清，严建平，王良兴

(1.浙江省人民医院呼吸内科，杭州医学院附属人民医院呼吸内科，浙江 杭州 310014；2. 浙江大学附属邵逸夫医院心血管内科，浙江 杭州 310014；3. 浙江省立同德医院呼吸内科，浙江 杭州 310012；4. 温州医科大学附属第一医院呼吸内科，浙江 温州 325000)

白藜芦醇调控大鼠急性肺栓塞后肺动脉高压及MCP-1表达的机制研究

陈 淳1，林建伟2，李国平3，任卓超1，李亚清1，严建平1，王良兴4

(1.浙江省人民医院呼吸内科，杭州医学院附属人民医院呼吸内科，浙江 杭州 310014；2. 浙江大学附属邵逸夫医院心血管内科，浙江 杭州 310014；3. 浙江省立同德医院呼吸内科，浙江 杭州 310012；4. 温州医科大学附属第一医院呼吸内科，浙江 温州 325000)

目的观察单核细胞趋化蛋白1(monocyte chemoattractant protein 1，MCP-1)与急性肺栓塞(pulmonary thromboembolism，PTE)后肺动脉高压形成的关系；探讨中药单体白藜芦醇调控急性PTE后肺动脉高压及其对MCP-1表达的影响及机制。方法采用自体血栓回输法复制Sprague-Dawley大鼠急性PTE模型；将大鼠随机分成5组(正常组、溶剂组、急性PTE组、抗体Cl142组、白藜芦醇组)，每组观察1、4、8 h 3个时点；急性PTE模型复制前1 h，分别对MCP-1中和抗体C1142组及白藜芦醇组进行药物预处理；在1、4、8 h时间点检测各组肺动脉平均压力(mean pulmonary artery pressure，MPAP)和MCP-1 mRNA及蛋白表达情况。结果① 在相同时点，急性PTE组MPAP和MCP-1 mRNA、蛋白表达均较溶剂对照组明显升高(P<0.05)；② 在相同时点，白藜芦醇组MPAP和MCP-1 mRNA、蛋白表达较急性PTE组明显降低(P<0.05)；③ 在相同时点，抗体C1142组MCP-1 mRNA、蛋白表达较急性PTE组明显降低(P<0.05)。结论急性PTE后MCP-1的大量表达参与急性PTE后肺动脉高压的形成，白藜芦醇可通过下调MCP-1表达，降低急性PTE后肺动脉压力。

白藜芦醇；急性肺栓塞；肺动脉高压；单核细胞趋化蛋白-1；炎症因子；炎症反应

急性肺栓塞(pulmonary thromboembolism，PTE)为临床常见病、危重病[1]。急性PTE严重肺损伤和肺动脉高压是其引起死亡的直接原因。传统观念认为，急性PTE性肺动脉高压形成与血栓的机械阻塞作用关系密切[1]。然而，近年来研究发现，急性PTE血栓的机械阻塞程度与肺动脉压力的增高并不一致，即使机械性阻塞已基本解除，仍存在着肺动脉压力持续升高的现象[2]。又有研究证实，急性PTE时栓塞血管周围大量炎症细胞浸润，其释放的细胞因子可进一步加重肺动脉内皮的损伤，在PTE性肺动脉高压的形成中起到不可忽视的作用[3]。单核细胞趋化蛋白-1(monocyte chemoattractant protein-1，MCP-1)是活化和聚集单核炎症细胞至血管内皮细胞的重要介导者。MCP-1属于趋化因子家族，趋化因子是具有趋化白细胞作用的一类蛋白质或多肽，可分为4类，即CXC趋化因子、CC型趋化因子、C趋化因子及CNC趋化因子。MCP-1是CC亚族其中一员，位于第17号染色体上，由多种细胞产生，包括单核细胞、内皮细胞、巨噬细胞、平滑肌细胞、脂肪细胞和系膜细胞等[4]。它能够趋化和活化诸如肥大细胞、树突状细胞、T淋巴细胞、自然杀伤细胞、单核细胞、中性粒细胞、嗜酸性粒细胞、嗜碱性粒细胞等炎性细胞[5]，使各种炎性细胞向病变部位聚集，通过与各细胞上的CC趋化蛋白受体2(C-C chemokine receptor type 2，CCR2)受体结合而发挥生物学作用。Eagleton等[6]发现，在PTE早期，肺动脉壁中MCP-1表达明显升高同时快速趋化炎症细胞浸润至肺动脉壁周围。可见，在启动血管的炎症反应及血管内皮细胞损伤中MCP-1是关键的炎症趋化因子，MCP-1与栓塞性肺动脉高压形成密切相关。

中药单体白藜芦醇(resveratrol, RES)是一种植物多酚，具有抗氧化、抗肿瘤及抗炎症效应[7]。Cullen等[8]报道，白藜芦醇可抑制血管内皮细胞MCP-1的合成和分泌。又有研究发现，白藜芦醇可抑制MCP-1在血管炎症动物模型中释放[9]。因此，本研究通过复制大鼠急性PTE模型，应用MCP-1中和抗体C1142及中药单体白藜芦醇对急性PTE后MCP-1表达的影响，评价MCP-1是否参与急性PTE性肺动脉高压的形成，以及白藜芦醇是否通过下调MCP-1的表达，从而降低急性PTE后肺动脉高压。

1 材料

1.1动物SPF级标准健康♂Sprague-Dawley(SD)大鼠150只，体质量300～350 g，温州医学院实验动物中心提供。动物合格证为SCXK(浙)2005-0019。动物采用标准颗粒饲料喂养，自由进食、饮水。

1.2试剂与仪器多克隆兔抗鼠MCP-1抗体(Abcam)；白藜芦醇(Sigma)；SYBR Green Real-time PCR Master(Toyobo)；C1142(Centocor)；RPMI 1640培养基、胎牛血清、TRIzol(Gibco)。PowerLab生理记录仪(AD Instruments)；Bio-Rad PCR System S1000(Bio-Rad)；聚乙烯导管1106(中国浙江宁波安来生命科学软件及器械公司)。

2 方法

2.1实验分组150只SD大鼠按完全随机设计分为正常对照(C组)、溶剂对照组(S组)、急性PTE组(PTE组)、急性PTE+白藜芦醇组 (PTE+Res组)和急性PTE+C1142(C1142)组，各组又分为1、4、8 h共3个时点，每个时间点各10只大鼠。

2.2急性PTE大鼠模型建立所有大鼠颈部剃除毛发，并对皮肤进行消毒，分离左颈动脉并接入19G头皮针留取0.5 mL血液使血栓形成。待血栓凝固后将其切成约11 mm×1 mm×3 mm大小的栓子。分离右颈静脉并插入装有血栓的聚乙烯导管-1106并与PowerLab连接。为最大程度地降低血栓输注过程中大鼠的致死率，设置血栓(180 mg·kg-1)输注时间大于5 min。并根据信号采集器显示的右心室压力控制在40 mmHg以保证最适宜的血栓输入量[10]。C组和S组分别输注等量的0.9%生理盐水和1% DMSO代替血栓，其余操作相同。分别在各组大鼠血栓输注后1、4、8 h，采用改良右心导管法 进行肺动脉平均压力(mean pulmonary artery pressure，MPAP)测量。以上操作均在无菌条件下进行。

2.3C1142及白藜芦醇药物干预PTE+C1142组在复制急性肺栓塞模型前1 h尾静脉注射C1142 2 mg·kg-1(溶于1% 的DMSO)；PTE+RES组复制急性PTE模型前1 h尾静脉注射白藜芦醇2.5 mg·kg-1(溶于1%的DMSO)；C组于大鼠尾静脉注入等量无菌生理盐水；S组大鼠尾静脉注射等量1% DMSO溶液；以上操作均在无菌条件下完成。

2.4标本收集各组大鼠均行下腔静脉取血后处死，切取部分肺组织，予4%多聚甲醛固定作免疫组化检测MCP-1蛋白表达，部分肺组织放人无菌去酶冻存管中，经过液氮速冻后再于-70℃冰箱保存，并行real-time PCR及Western blot检测肺组织MCP-1。

2.5免疫组化检测MCP-1蛋白表达将肺组织经4%多聚甲醛固定后用石蜡包埋切片，将切片放入含兔抗大鼠MCP-1多克隆抗体室温下孵育2 h，再与辣根过氧化物酶标记的二抗共同孵育1 h，最后用含二氨基联苯的底物显色，苏木精复染。一抗用PBS代替作为空白对照组。黄色代表阳性，并按黄色深浅代表阳性强弱。

2.6Realtime-PCR检测MCP-1mRNA表达使用TRIzol从100 mg快速冰冻组织中萃取总RNA。RNA浓度定量在波长260 nm处的吸光度，RNA纯度在波长260 nm和280 nm(A260/280)被检测。取1 μg总RNA与2 μL 5×RT Buffer、0.5 μL RT Enzyme Mix、0.5 μL Primer Mix在Bio-Rad PCR system S1000上进行逆转录。将逆转录终产物溶于10 μL去RNA酶水中备用。MCP-1上游引物序列5′-GTCTCTGTCACGCTTCTG-3′，下游引物5′-TGCTGGTGATTCTCTTGTAG-3′。内参GAPDH上游引物序列5′-AGAACATCATCCCTGCATCC-3′，下游引物序列5′- TGGATACATTGGGGGTAGGA-3′。PCR参数设置如下：95℃ 2 min, 95℃ 15 s，62℃ 1 min 40个循环。所有PCR结果由ABI7500 System SDS软件分析，实验数据使用2-ΔΔCT方法分析。

2.7Westernblot检测MCP-1蛋白表达所有肺组织蛋白浓度均使用BCA法检测，采用15%的分离胶和5%的浓缩胶进行聚丙烯酰胺凝胶电泳(SDS-PAGE)，分别用兔抗大鼠MCP-1多克隆抗体(1 ∶500)4℃封闭过夜后，再与辣根过氧化物酶(HRP)标记的羊抗兔二抗(1 ∶5 000)孵育2 h；化学发光、显影、定影；将胶片进行扫描，用Quantity One凝胶图像分析软件分析各组蛋白表达。

3 结果

3.1动物一般情况大鼠自体PTE模型制备完成共90只，其中自体栓塞成功且经右心导管法成功测得肺动脉压力(Fig 1)者为82只大鼠，成功率为91.1%(82/90),中途死亡数8只，死亡率为8.9%(8/90)。大鼠表现有呼吸加快加深、口唇发绀、两肺出现弥漫性干湿啰音等PTE体征。大体组织见肺膨胀不全，多散在出血灶，肺组织光镜见肺动脉内有注入的血栓，同时见肺血管壁肌层组织水肿，提示急性PTE模型复制成功。

Fig 1 The waveform chart of pulmonary artery pressure in rats

3.2白藜芦醇及C1142对急性PTE大鼠MPAP的影响Fig 2结果显示，S组MPAP较C组有降低趋势，但两组间数据差异无统计学意义；急性PTE组MPAP明显高于S组，RES组MPAP明显低于急性PTE组，C1142组MPAP明显低于急性PTE组，它们之间的差异均有统计学意义(P<0.05)。

Fig 2 Mean pulmonary artery pressure in fivegroups at 1, 4, and 8 h time points(±s,n=10)

At 4 and 8 h, MPAP levels were similarly elevated.*P<0.05vssolvent;#P<0.05vsPTE

3.3各组大鼠MCP-1蛋白在肺组织内的表达变化各相同时间点，各组大鼠肺组织免疫组织化学法MCP-1蛋白表达结果如Fig 3所示，C、S组大鼠肺组织内未见明显MCP-1蛋白表达；急性PTE组MCP-1蛋白表达较S组表达明显增高，两组间的差异有统计学意义(P<0.05)；RES组及C1142组MCP-1蛋白表达较急性PTE组降低，两组间的差异有统计学意义(P<0.05)。

3.4各组MCP-1mRNA在肺组织中表达情况各相同时间点，各组大鼠肺组织MCP-1 mRNA表达结果如Fig 4所示，S组MCP-1 mRNA 2-ΔΔCT值设为1；急性PTE组MCP-1 mRNA表达的CT值较S组明显增高，差异有统计学意义(P<0.05)；RES组及C1142组MCP-1 mRNA CT值均较急性PTE组降低，差异有统计学意义(P<0.05)。

Fig 3 Localization of MCP-1 protein in lung tissuesby immunohistochemistry(×100)

3.5各组MCP-1蛋白表达差异各相同时间点，各组大鼠肺组织Western blot法检测MCP-1蛋白表达结果见Fig 5、6。S组MCP-1蛋白表达与C组比较差异无统计学意义；急性PTE组MCP-1蛋白表达较S组明显增高，差异有统计学意义(P<0.05)；RES组及C1142组MCP-1蛋白表达均较急性PTE组明显降低，差异有统计学意义(P<0.05)。

Fig 4 Effects of resveratrol or C1142 on expressionof MCP-1 mRNA in rats by Real-time PCR(±s,n=10)

MCP-1 mRNA levels were expressed as CT-value and normalized to the expression of GAPDH mRNA. The value of MCP-1 mRNA in the solvent group was 1.*P<0.05vssolvent;#P<0.05vsPTE

Fig 5 Effect of resveratrol on protein expressionof MCP-1 in rats by Western blot(±s,n=10)

Rats were treated with resveratrol, and levels of MCP-1 protein expression were measured by Western blot at 1, 4, and 8 h time points. β-actin was used to normalize protein loading.*P<0.05vssolvent;#P<0.05vsPTE

4 讨论

近年来研究证实，在启动血管的炎症反应中MCP-1可能是关键的炎症趋化因子，是活化和聚集炎症细胞至血管内皮的重要介导者[11]。又有报道指出，在大鼠PTE模型中观察到MCP-1在肺组织、肺动脉内皮细胞中均有大量表达，表明MCP-1可能与PTE后炎症细胞浸润及肺动脉高压形成过程中密切相关[12]。

Fig 6 Effect of C1142 on protein expressionof MCP-1 in rats by Western blot(±s,n=10)

Rats were treated with C1142, and levels of MCP-1 protein expression were measured by Western blot at 1, 4, and 8 h time points. β-actin was used to normalize protein loading.*P<0.05vssolvent;#P<0.05vsPTE

本实验结果发现，急性PTE 1、4 h组血栓几乎阻塞了整个肺动脉管腔，由于血栓机械阻塞作用MPAP明显增高；急性PTE 8 h组血栓对血管的机械阻塞作用较4 h组减少，但MPAP值却未降低，差异无统计学意义。急性PTE后，由于体内纤溶系统迅速激活[13]，血栓开始溶解，为何肺动脉压力仍持续增高？目前认为可能与PTE后，栓塞血管周围大量炎性细胞浸润，其释放的细胞因子加重肺动脉内皮的损伤有关[13]，而MCP-1是活化和聚集单核炎症细胞至血管内皮细胞的重要介导者。Eagleton等[6]发现，在PTE后肺动脉壁中MCP-1表达量明显升高。本实验也观察到急性PTE组8 h组的MCP-1蛋白及mRNA表达明显增高。因此，本研究推测急性PTE后MCP-1的表达与急性PTE后肺动脉高压形成相关。为进一步探讨MCP-1表达与MPAP关系，本实验在1、4、8 h分别加用MCP-1特异性中和抗体C1142进行干预。实验结果显示，各相同时间点，C1142组MPAP值均较急性PTE组明显降低，差异有统计学意义。表明除血栓对肺动脉的机械阻塞作用外，急性PTE后MCP-1的表达增高参与肺动脉高压的形成。因此，抑制MCP-1表达是降低急性PTE后肺动脉压力的一种有效手段。

中药单体白藜芦醇属芪类化合物, 目前已经在21个科、31个属的72种植物中发现了白藜芦醇，其中，葡萄、虎杖和花生中白藜芦醇含量较高。化学名为3,4′,5-三羟基-1,2-二苯乙烯(3,4′,5- trihydrolystilbene)，分子式C14H12O3，相对分子质量为228.25，有顺、反两种结构。单体白藜芦醇为无色针状晶体溶于丙酮、乙醇、甲醇等有机溶剂，难溶于水。溶点为256℃～258℃。自从1997年Jang等[7]在《Science》发表中药单体白藜芦醇具有抗肿瘤作用后，该药备受关注。其药理作用包括抗癌、心血管保护作用、抗氧化及抗自由基作用[15-16]。其抗炎效应也已被证实。Park等[17]发现，白藜芦醇在动脉粥样硬化形成中可明显下调MCP-1的表达，预防血管壁泡沫细胞生成。Zhu等[18]亦证实了白藜芦醇可减少在TNF-α诱导下MCP-1的大量表达。本实验利用在体大鼠急性PTE模型，探究白藜芦醇对急性PTE后MCP-1表达及肺动脉高压的效应。实验结果发现，白藜芦醇可通过下调急性PTE后MCP-1 mRNA和蛋白水平，从而明显降低急性PET后肺动脉高压，减少栓塞后肺损伤。然而，目前关于白藜芦醇如何下调急性PTE后MCP-1表达，降低肺动脉压力的机制仍尚不明确。丝裂原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinases, MAPKs)是生物细胞内一类丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶。多项研究表明，MAPKs信号转导通路将细胞外刺激信号转导至细胞质及其核内，在引起生物学反应(如细胞分化、增殖、转化、凋亡等)过程中具有十分重要的作用。p38 MAPK通路是1993年发现的信号转导通路，属于MAPKs成员之一，一旦它被激活，细胞质中的非磷酸化p38 MAPK转化为磷酸化p38 MAPK，而后移位到细胞核内。既往研究证实p38 MAPK是MCP-1产生的关键上游分子，抑制p38 MAPK通道可以减少MCP-1的大量表达[19,20]。Gresele等[21]发现白藜芦醇在急性缺血性心脏疾病中可通过p38 MAPK信号转导通路减少大量炎症趋化因子产生。Chakraborty等[22]亦报道白藜芦醇可通过抑制p38 MAPK信号转导通路激活减少炎症反应发生。SB203580是p38 MAPK的特异性的吡啶异咪哒唑类抑制剂的突出代表。本实验后续实验将加用p38 MAPK通路特效抑制剂SB203580预孵育，继续探究在急性PTE后白藜芦醇是否可通过抑制p38MAPK信号转导通路减少MCP-1的大量表达，抑制急性PTE后肺动脉高压的分子机制。 综上所述，本研究显示除血栓的机械性阻塞作用外，MCP-1的大量表达也参与急性PTE后肺动脉高压的形成；白藜芦醇通过下调急性PTE后MCP-1表达，从而降低肺动脉高压。白藜芦醇可能成为一种新型的预防急性PTE后肺动脉高压形成的药物。

(致谢：本实验主要在温州医科大学科研平台中心完成，在此对实验室各位老师及同学的帮助表示衷心的感谢！)

[1] Smulders Y M. Pathophysiology and treatment of haemodynamic instability in acute pulmonary embolism: the pivotal role of pulmonary vasoconstriction[J].CardiovascRes, 2000,48(1): 23-33.

[2] Kimura H, Okada O, Tanabe N, et al. Plasma monocyte chemoattractant protein-1 and pulmonary vascular resistance in chronic thromboembolic pulmonary hypertension[J].AmJRespirCritCareMed, 2001,164(2): 319-24.

[3] Langer F,Schramm R,Bauer M,et al. Cytokine response to pulmonary thromboendarterectomy[J].Chest, 2004,126(1): 135-41.

[4] 姜懿纳，陈乃宏. CCL2/MCP-1在其相关疾病的机制研究[J].中国药理学通报, 2016,32(12):1634-8.

[4] Jiang Y N, Chen N H. Mechanism of CCL2 / MCP-1 in its relevant diseases[J].ChinPharmacolBull, 2016,32(12):1634-8.

[5] Katsoulidis E, Li Y Z, Mears H, et al. The p38 mitogen-activated protein kinase pathway in interferon signal transduction[J].JInterferonCytokineRes,2005,25(12):749-56.

[6] Eagleton M J, Henke P K, Luke C E, et al. Inflammation and intimal hyperplasia associated with experimental pulmonary embolism[J].JVascSurg, 2000,36(3): 581-8.

[7] Jang M, Cai L, Udeani G O, et al. Cancer chemopreventive activity of resveratrol a natural product derived from grapes[J].Science, 1997,275(5297):218-20.

[8] Cullen J P, Morrow D, Jin Y, et al. Resveratrol, a polyphenolic phytostilbene, inhibits endothelial monocyte chemotactic protein-1 synthesis and secretion[J].JVascRes, 2007,44(1):75-84.

[9] Rius C, Abu-Taha M, Hermenegildo C, et al. Trans- but not cis-resveratrol impairs angiotensin-Ⅱ-mediated vascular inflammation through inhibition of NF-kappa B activation and peroxisome proliferator-activated receptor-gamma upregulation[J].JImmunol, 2010,185(6):3718-27.

[8] Runyon M S, Gellar M A, Sanapareddy N, et al. Development and comparison of a minimally-invasive model of autologous clot pulmonary embolism in Sprague-Dawley and Copenhagen rats[J].Thromb,2010,8(3): 35-43.

[11] Urs J, Heidemann S M. Heat stress decreases pulmonary MCP-1 production in endotoxemia[J].Cytokine, 2014,26(6):243-6.

[12] Watts J A, Zagorski J, Gellar M A, et al. Cardiac inflammation contributes to right ventricular dysfunction following experimental pulmonary embolism in rats[J].MolCellCardiol, 2006,41(2):296-307.

[13] 宋 伟，明章银.血小板在静脉血栓形成及诊断中的作用研究进展[J].中国药理学通报,2017,33(7):889-92.

[13] Song W, Ming Z Y. Resarch progress on role of platelets in development and diagnosis of venous thrombosis[J].ChinPharmacolBull, 2017,33(7):889-92.

[14] Rectenwald J E, Deatrick K B, Sukheepod P, et al. Experimental pulmonary embolism: Effects of the thrombus and attenuation of pulmonary artery injury by low-molecular-weight heparin[J].JVascSurg, 2006,43(4):800-8.

[15] Subbaramaiah K, Chung W J, Michaluart P, et al. Resveratrol inhibits cyclooxygenase-2 transcription and activity in phorbol ester-treated human mammary epithelial cells[J].JBiolChem,1998,273(34):21875-82.

[16] Asou H, Koshizuka K, Kyo T, et al. Resveratrol, a natural product derived from grapes, is a new inducer of differentiation in human myeloid leukemias[J].IntJHematol, 2012,75(5):528-33.

[17] Park D W, Baek K, Kim J R, et al. Resveratrol inhibits foam cell formation via nadph oxidase 1-mediated reactive oxygen species and monocyte chemotactic protein-1[J].ExpMolMed, 2009,41(3):171-9.

[18] Zhu J, Yong W, Wu X H, et al. Anti-inflammatory effect of resveratrol on TNF-alpha-induced MCP-1 expression in adipocytes[J].BiochemBiophysResCommun, 2008,369(2):471-7.

[19] 李学娟，陈泽彬，魏 红, 等.大黄素对高糖培养的GMC增殖、FN表达及p38MAPK的影响[J].中国药理学通报, 2014,30(2):233-8.

[19] Li X J, Chen Z B,Wei H, et al. Effects of emodin on cell proliferation,FN expression and p38MAPK pathway in rat mesangial cells cultured under high glucose[J].ChinPharmacolBull, 2014,30(2):233-8.

[20] Green S R, Han K H, Chen Y, et al. The CC chemokine MCP-1 stimulates surface expression of CX3CR1 and enhances the adhesion of monocytes to fractalkine/CX3CL1 via p38 MAPK[J].JImmunol,2006,176(12):7412-20.

[21] Gresele P, Pignatelli P, Guglielmini G, et al. Resveratrol at concentrations attainable with moderate wine consumption, stimulates human platelet nitric oxide production[J].Nutr, 2008,138(9):1602-8.

[22] Chakraborty P K,Mustafi S B,Raha S.Pro-survival effects of repetitive low-grade oxidative stress are inhibited by simultaneous exposure to resveratrol[J].PharmacolRes,2008,58(5-6):281-9.

Resveratroldown-regulatesacutepulmonarythromboembolism-inducedpulmonaryarteryhypertensionandmonocytechemoattractantprotein-1inrats

CHEN Chun1, LIN Jian-wei2, LI Guo-ping3,REN Zhuo-chao1,LI Ya-qing1, YAN Jian-ping1, WANG Liang-xing4

(1.DeptofRespiratoryMedicine,ZhejiangProvincialPeople′sHospital,People′sHospitalofHangzhouMedicalCollege,Hangzhou310014,China;2.DeptofCardiology,SirRunRunShawHospital,ClinicalMedicineofZhejiangUniversity,Hangzhou310016,China;3.DeptofRespiratoryMedicine,TongdeHospitalofZheJiangProvince,Hangzhou310012,China;4.DeptofRespiratoryMedicine,theFirstAffiliatedHospital,WenzhouMedicalCollege,WenzhouZhejiang325000,China)

AimTo investigate the relationship between monocyte chemoattractant protein-1(MCP-1) and pulmonary artery hypertension after acute pulmonary thromboembolism(PTE), and to explore the effects and mechanisms of resveratrol with MCP-1 in the acute PTE as well.MethodsThe acute PTE model of Sprague-Dawley rats was replicated using self-thrombosis. The rats were randomly divided into five groups(Normal, Solvent, acute PTE, antibody Cl142, and resveratrol ), and 1h, 4h, 8h and 3 points were observed in each group. A model of acute PTE was established by infusion of an autologous blood clot into the pulmonary artery through a polyethylene catheter.Resveratrol or Cl142, dissolved in 1% dimethyl sulfoxide(DMSO), was administered to the animals through caudalvein 1 h prior to the beginning of acute PTE modeling. Rats in normal control group and solvent control group were injected with normal saline and 1% DMSO respectively. The mean pulmonary artery pressure(MPAP) and the mRNA and protein expression of MCP-1 were measured at each time point.Results① The acute PTE group MPAP, MCP-1 mRNA and protein expression were significantly higher than those of the control group(P<0.05) at the same time;② The resveratrol group′s MPAP and MCP-1 mRNA, protein expression were significantly lower than those of the acute PTE group(P<0.05) at the same time;③ The Cl142 group MPAP and MCP-1 mRNA, protein expression were markedly reduced in the acute PTE group(P<0.05) at the same time.ConclusionsThe large expression of MCP-1 after acute PTE is involved in the formation of pulmonary hypertension after acute PTE. Resveratrol can reduce the pressure of pulmonary artery after acute PTE by down-regulating the MCP-1 expression.

resveratrol; acute pulmonary thromboembolism; pulmonary artery hypertension; monocyte chemoattraetantprotein-1; inflammatory factor; inflammatory response

10.3969/j.issn.1001-1978.2017.10.021

A

：1001-1978(2017)10-1436-06

R-332；R284.1；R364.5；R544；R563.502.2；R977.6

时间：2017-9-5 9:26 网络出版地址：http://kns.cnki.net/kcms/detail/34.1086.R.20170905.0925.042.html

2017-05-21,

2017-08-24

国家自然科学基金资助项目(No 30871138)

陈 淳(1982-)，女，博士，主治医师，研究方向：肺栓塞后肺动脉高压机制，E-mail：candy.355@163.com； 林建伟(1983-)，男，硕士，主治医师，研究方向：心血管电生理学，共同第一作者，E-mail:weiyi920@163.com； 严建平(1958-)，男，主任医师，研究方向：呼吸危重症疾病，通讯作者，E-mail:yjp.1234@163.com； 王良兴(1963-)，男，博士，主任医师，研究方向：肺动脉高压的机制及防治，通讯作者，E-mail:185078785@qq.com