二乙基亚硝胺诱导建立Apc基因突变大鼠与F344大鼠肝癌模型的比较

谢 蓓, 赵 磊, 孙 婧, 张丽娟, 库本高志, 魏虎来

(1. 兰州大学基础医学院, 甘肃省新药临床前研究重点实验室, 兰州 730000;

2. 中牧实业股份有限公司兰州生物药厂, 兰州 730046;

3. 京都大学医学院实验动物研究所, 日本京都 6068501)

二乙基亚硝胺诱导建立Apc基因突变大鼠与F344大鼠肝癌模型的比较

谢 蓓1, 赵 磊2, 孙 婧1, 张丽娟1, 库本高志3, 魏虎来1

(1. 兰州大学基础医学院, 甘肃省新药临床前研究重点实验室, 兰州 730000;

2. 中牧实业股份有限公司兰州生物药厂, 兰州 730046;

3. 京都大学医学院实验动物研究所, 日本京都 6068501)

目的 采用二乙基亚硝胺(DEN)在F344大鼠、Kyoto Apc Delta(KAD)大鼠体内诱发制备肝癌模型，并比较其优劣。 方法 KAD大鼠25只，随机法分组，阴性对照组(5只)给予正常饮水; DEN造模组(20只)前5周饮水中添加40 mg/mL DEN，6～20周给予正常饮水; 定期解剖大鼠，肉眼观察肝脏病变并取病变组织及癌旁组织制作病理切片。25只F344大鼠采用相同方法进行实验。结果 F344大鼠和KAD大鼠均可成功诱发肝癌，且肝癌发生病理过程与人类相似。造模16周时KAD大鼠就可见灰白色病灶点，3/4大鼠成瘤，平均病灶数为1.00±0.82 个; 造模20周时，KAD大鼠全部(4/4)成瘤, 病灶数为3.50±1.29 个; 而F344大鼠迟至20周时才可观察到类似病灶，3/4大鼠成瘤，病灶数为1.25±0.96 个。KAD大鼠的诱导成瘤性显著高于亲代F344大鼠(P<0.05)。结论 与亲代F344大鼠相比，抑癌基因Apc突变的KAD大鼠经DEN诱导更易发生肝癌，且该模型具有肝癌诱发时间短、相同诱导时间肝癌发生率高、诱发病灶数多等优点，是化学诱发制备肝癌动物模型的良好模式动物。

KAD大鼠; F344大鼠; 肝癌诱导; 二乙基亚硝胺(DEN)

肝癌是我国最常见的恶性肿瘤之一，其发生涉及多因素、多阶段包含启动、促进和癌变的复杂病理过程，发病机制尚未完全阐明。类似肝癌发病特点及过程的动物模型在研究肝癌发病机制中起着重要的作用，建立一种理想的肝癌动物模型，不仅有助于探索肝癌发生发展的分子机制，而且对肝癌的预防、临床治疗肝癌药物的开发等具有重要意义。目前，肝癌动物模型建立的方法多样，有自发、诱发、移植、转基因等[1,2]，其中以诱发性肝癌模型应用最广。该模型接近于人类肝癌的发病特点和过程，但由于其诱导时间长(需3～5个月甚至1～2年)、动物死亡率高等因素制约其广泛应用[3]，迫切需要探索开发短时高效诱发肝癌模型的模式动物。二乙基亚硝胺(diethylnitrosamine, DEN)诱癌特点是成功率高，对肝脏专一，癌变过程与人类肝癌发生过程十分相似，是迄今应用最广泛的肝癌诱发化学物之一[4-7]。

Kyoto Apc Delta大鼠，即KAD大鼠，为Kuramoto Takashi实验室使用F344大鼠经N-乙基-N-亚硝基脲(ethylnitrosourea, ENU)诱发制备的结肠腺瘤样息肉(adenomatous polyposis coli, Apc)基因S2523位点发生无义突变的基因突变大鼠[8]。KAD大鼠的APC蛋白缺少碱基区(basic domain, BD)、EB1结合区及PDZ区域，但仍保留完整的b-catenin蛋白结合区。虽然，KAD大鼠Apc基因发生了无义突变，编码的APC蛋白翻译提前终止，但该大鼠体内并无任何疾病发生；经诱癌物氧化偶氮甲烷(zaoxymethane, AOM)和葡聚糖硫酸钠(dextran sodium sulfate, DSS)诱发后，KAD大鼠能高效快速的诱发结肠癌[8]; 经4-硝基喹啉N-氧化物(4-nitroquinoline 1-oxide, 4-NQO)诱导KAD大鼠易发生舌癌等[9]。

基于KAD大鼠使用不同诱癌剂诱发制备的肿瘤模型具有肿瘤诱发时间短、成功率高等优点，这些肿瘤动物模型对疾病的发生机制[10,11]及抗肿瘤药物的筛选具有重要意义[12]，且KAD大鼠是否经诱导易于发生肝癌目前尚未见报道。本实验拟以F344大鼠和KAD大鼠为研究对象，探索使用诱癌剂DEN在两种大鼠体内短期高效诱发肝癌模型的方法并比较其优劣。

1 材料与方法

1.1 主要试剂

诱癌剂: 二乙基亚硝胺(diethylnitrosamine, DEN)，分子式(C2H5)2NNO，密度: 0.95 g/mL，购自Sigma-Aldrich(上海)贸易有限公司。

1.2 实验动物

5对SPF级4周龄KAD大鼠由日本京都大学Kuramoto Takashi教授购自日本 SLC Inc.公司并赠送本实验室。经1～2周隔离检疫后, 大鼠饲养于兰州大学医学实验动物中心屏障系统设施 [SCXK(甘) 2013-0002]中繁殖传代, 定期使用实时荧光定量多聚核苷酸链式反应(qRT-PCR)方法检测KAD大鼠中Apc基因突变是否仍存在。SPF级F344大鼠由兰州大学医学实验中心供给 [SCXK(甘)2013-0002]。实验时取SPF级5周龄雄性KAD大鼠(体质量90～100 g)和SPF级F344大鼠(体质量110～120 g)各25只，实验在兰州大学医学实验动物中心屏障系统设施[SYXK(甘)2013-0003]中进行，光照周期明12 h∶12 h暗，自由摄食和饮水。动物实验方案经兰州大学实验动物管理机构审查，符合科技部《关于善待实验动物的指导性意见》的要求。

1.3 KAD大鼠突变基因的鉴定

取SPF级KAD大鼠和SPF级F344大鼠各3只，体质量200～220 g，剪尾法取大鼠尾部尖端组织。常规方法提取基因组DNA，使用Apc基因引物采用定量RT-PCR方法扩增基因，Apc基因引物序列：上游5'-ATCTGTTCAGGCAGGTGGAT-3'，下游5'-TCACTCGAGGAAGGGATGAG-3'。MnlI内切酶剪切基因扩增产物，琼脂糖凝胶电泳检测。

1.4 KAD大鼠和F344大鼠体内肝癌模型的制备

雄性KAD大鼠25只，采用随机法分组，1组(5只)为阴性对照组，给予正常饮水，饲养20周;另一组(20只)为DEN造模组，前5周饮水中添加40 mg/mL DEN，5周后给予正常饮水，继续饲养15周至共20周; 期间分别于4、8、12、16及20周分批次分别处死阴性对照组KAD大鼠1只，DEN造模组大鼠4只(随机选择)。雄性F344大鼠25只，使用与KAD大鼠相同的分组及造模方法处理。实验动物乙醚麻醉、颈椎脱臼处死后迅速开腹，肉眼观察肝脏是否发生病变后完整摘取肝脏组织，称其重量；切取部分肿瘤组织和癌旁组织分别放入体积分数10%中性甲醛溶液中进行固定，其余组织放入-80 ℃冰箱中备用。

1.5 实验动物整体观察

每日随时观察动物的精神、毛色、饮食、粪便及活动情况并进行记录。动物处死后，立即进行解剖学检查，称体质量、肝脏重量，观察肝脏大小、色泽、质地及有无肿瘤结节形成，无癌灶者取肝组织，出现癌灶者取癌结节及距癌灶边缘0.5～1 cm癌旁组织。

1.6 病理组织学显微结构观察

对所取组织常规行体积分数10%中性甲醛固定、脱水、石蜡包埋、切片, 苏木精-伊红(HE)染色后进行病理组织学检查, 光学显微镜下观察并拍照。

1.7 统计学分析

应用SPSS16.0 软件对数据进行统计分析，实验数据以表示，组间分析比较采用方差分析，P<0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 KAD大鼠突变基因鉴定

F344大鼠和KAD大鼠剪取鼠尾，分别提取DNA，经RT-PCR扩增和内切酶剪切后，产物由琼脂糖凝胶电泳检测KAD大鼠Apc基因突变状况。结果显示: KAD大鼠因Apc基因发生突变，基因中MnlI酶切位点消失、基因扩增产物不能被剪切；F344大鼠Apc基因未发生突变，MnlI酶切位点仍存在，经MnlI内切酶作用后Apc基因片段被剪切发生断裂(图1)，检测结果证实KAD大鼠中Apc基因突变并稳定遗传。

图1 KAD大鼠Apc基因突变鉴定Figure 1 Authentication results of Apc gene in F344 rats and KAD rats

2.2 大鼠一般状况观察

KAD大鼠和F344大鼠在诱癌过程中精神状态均良好，活动自如，毛色光亮，排粪排便自如，粪便形态良好，无稀释样，亦不干燥。大鼠在整个肝癌诱发过程中摄食、饮水自由，至造模结束摄食量变化如表1所示: 因KAD大鼠前期体型偏小,摄食量偏少(P<0.01), 后期体质量增至200～300 g时,各时间段摄食量无明显差异; 因F344大鼠对诱癌剂比较敏感, 造模组摄食量明显少于对照组(P<0.05或P<0.01); 而KAD大鼠对诱癌剂敏感性较弱，造模组KAD大鼠摄食量与对照组相比无明显差异。饮水量变化见表2: KAD大鼠和F344大鼠DEN造模组饮水量与阴性对照组相比均无明显差异，只是随大鼠体质量增长饮水量增加。至造模结束无任何动物意外死亡，大鼠存活率均为100%。肝癌诱发过程中，大鼠体质量增长变化如表3所示，随造模时间延长，KAD大鼠和F344大鼠造模组及阴性对照组体质量均增长; 因F344大鼠对DEN比较敏感，造模初期体质量增长缓慢(P<0.05)，后期两种大鼠的造模组与对照组相比体质量增长均无明显差异; KAD大鼠的体质量增长慢于同期F344大鼠。

2.3 KAD大鼠和F344大鼠诱发肝癌比较

定期选取大鼠，乙醚麻醉、颈椎脱臼处死后开腹, 观察肝脏的表观变化，结果如图2所示: 阴性对照组KAD大鼠和F344大鼠肝脏均颜色鲜红, 表面光滑，色泽明亮均一; 造模组前期，F344大鼠和KAD大鼠肝脏表观亦正常; 造模后期，F344大鼠和KAD大鼠肝脏均经历略失光泽－肝脏偏黄－色泽不均一不光亮－灰白色病灶出现等过程。造模16周时KAD大鼠肝脏实质中就已可见单发、圆形、边界清晰的灰白色病灶点, 体积较小。3/4大鼠成瘤, 平均病灶数为1.00±0.82个; 造模20周时, KAD大鼠全部(4/4)成瘤, 病灶数为3.50 ± 1.29个,且病灶体积明显增大，肝脏边缘部分亦可见病灶出现。而F344大鼠迟至20周时才可观察到类似病灶, 3/4大鼠成瘤, 病灶数为1.25 ± 0.96个。KAD大鼠的诱导成瘤性显著高于亲代F344大鼠(P<0.05)。上述实验结果初步提示抑癌基因Apc突变的KAD大鼠更易经DEN诱导发生肝细胞肝癌, 且具有诱发时间短、相同诱导时间成瘤率高、成瘤病灶明显且数目多等优点。整个造模过程中, 取样时未见KAD大鼠和F344大鼠的肝脏／体质量比有明显差异(表4)。

表1 F344和KAD大鼠在DEN诱发肝癌过程中摄食量变化Table 1 The food intake of F344 and KAD rats during DEN inducing hepatocarcinoma g

表2 F344和KAD大鼠在DEN诱发肝癌过程中饮水量变化Table 2 The water intake of F344 and KAD rats during DEN inducing hepatocarcinoma mL

表3 F344和KAD大鼠在DEN诱发肝癌过程中体质量增长变化Table 3 The body weight gains of F344 and KAD rats during DEN inducing hepatocarcinoma g

图2 DEN诱发肝癌形成时F344大鼠和KAD大鼠肝脏的表观变化Figure 2 The appearance of livers in F344 and KAD rats when the hepatocarcinomas were induced

HE染色光学显微镜观察结果显示: 阴性对照组KAD大鼠和F344大鼠细胞排列均比较整齐, 核/质比较接近; 造模组KAD大鼠和F344大鼠均经历脂肪样变性、脂肪变性空泡化、淋巴细胞侵润、嗜酸性小体出现、明显的癌变等过程。造模8周时，KAD大鼠脂肪细胞空泡化明显，细胞形态发生了明显的变化, 可见核/质比明显升高, 核异质明显，细胞形态不规则，排列比较松散; 造模12周时，出现明显的淋巴细胞侵润; 造模16周时，出现嗜酸性小体; 造模20周，则可观察到明显的癌变(图3)。F344大鼠造模8～12周时, 脂肪变性加剧; 造模16周,可见淋巴细胞侵润; 造模20周，可观察到嗜酸性小体出现，部分区域可见小的癌变病灶(图3)。

表4 DEN诱导KAD和F344大鼠肝癌过程中肝脏系数变化Table 4 The liver coefficient in F344 and KAD rats during the hepatocarcinoma formation %

图3 HE染色检测DEN诱导肝癌过程中F344和KAD大鼠肝脏组织病理变化Figure 3 Monitoring of the pathological changes by HE in F344 and KAD rats

3 讨论

肝癌是人类最常见的恶性肿瘤之一，肝癌的发生是一个多步骤多因素参与的复杂过程，迄今为止，有关肝癌发生和发展的生物学机制尚未完全阐明[2,13,14]。能真实反映人类疾病且类似人类疾病状态的大鼠、小鼠等肝癌动物模型已经成功建立, 为肝癌发生、发展的机制研究提供了有力的工具, 同时, 为药物筛选及临床治疗方法的临床前测试提供了良好的动物模型[2]。肝癌动物模型建立的方法多式多样, 主要有自发性肝癌动物模型、化学诱导动物模型、转基因动物模型、异种移植性动物模型等[1,2]; 每种方法都有其优点及缺点; 能忠实反映或者至少部分反映肝癌发生发展机制的动物模型的建立仍具挑战性[14]。化学诱导肝癌动物模型的建立历经启动、促进、演进和癌变的复杂过程, 与人类肝癌发生相似, 都经过肝损伤－纤维化－恶性化过程而大受青睐[1,15]。系列抗氧化剂和植物化学物等各类化合物已经作为致癌物在啮齿类动物中诱发肝癌形成; 如DEN、二甲基亚硝胺(dimethylnitrosamine, DMN)、硫代乙酰胺(thioacetamide, TAA)、四氯化碳(carbon tetrachloride, CCl4)、2-乙酰氨基芴(2-acetylaminofluorene, AAF)、N-亚硝基吗啉(N-nirosomorpholine, NMOR)、黄曲霉毒素(aflatoxin)等, 它们可通过摄食、饮水、灌胃、呼吸、腹腔注射、皮下注射等方式在啮齿类动物中诱发肝癌[2,14]。DEN诱发肝癌动物模型的发病过程不仅与人类肝癌发生过程相似，且操作比较简单、诱癌成功率较高，在肝癌及肝硬化癌前病变等研究中广泛使用[4,6,7]。DEN的致癌能力在于其可烷基化DNA结构, 引起DNA损伤及细胞变性和在肝细胞中通过激活细胞色素P450形成活性氧而发生诱癌功能[16]，主要局限性在于需要长期注射，一般建立肝癌模型的时间需50周。本实验使用5周龄雄性大鼠，饮水中加入40 mg/mL DEN, 仅诱导5周, KAD大鼠在16周即可观察到肿瘤结节形成，而F344大鼠16周时无病灶形成; 至造模结束20周时, 平均每只KAD大鼠诱发肝癌病灶数为3.50 ± 1.29个, 平均每只F344大鼠诱发病灶数仅为1.25 ± 0.96个, 两者间差异显著(P<0.05), 且两种大鼠死亡率均为0。KAD大鼠与F344大鼠相比, 不仅诱癌时间缩短、大鼠存活率100%、相同诱导时间肝癌发生率高、诱发病灶数多, 且在肝癌诱发过程中先后出现了肝细胞损伤－淋巴细胞浸润－嗜酸性小体出现－癌变的过程，是化学诱导建立肝癌动物模型的理想模型动物。

Wnt/b-catenin信号通路在肝癌发生过程中会异常激活，是人类肝癌发生的主要途径之一, 但是肝癌发生过程中此信号通路的作用仍未完全阐明[17]。已发现编码Wnt信号通路成分的多种基因在肝癌中发生突变：如b-catenin(19%～44%)，AXIN1 and AXIN2 (5%～14% and 3%～10%)[18-20]; 此外，免疫组织化学研究结果显示17～40%人肝癌中出现异常的b-catenin细胞质和细胞核的大量聚集[20]。80%的结肠癌中报道有Apc基因的体细胞突变和5q21 Apc位点杂合性丢失, 而肝细胞癌中尚无类似报道[17]。Colnot等[17]构建一种突变的小鼠模型Apclox/lox，即在Apc基因的14号外显子中插入loxP序列，发现肝细胞中b-catenin大量聚集，同时肝组织中因b-catenin靶向基因活化而活化b-catenin信号通路。相反，如在肝癌细胞中过表达Apc基因，则会对肝癌生长起抑制作用[21]。体细胞Apc基因的敲除可为人类肝癌研究提供一种极有价值的模型，对肝癌发生的研究非常必要[17]。本实验使用的KAD大鼠为Apc基因无义突变的大鼠，编码的APC蛋白翻译提前终止，但KAD大鼠体内无任何疾病发生; 经

DEN诱导后，Apc基因突变可促进肝癌发生、加快DEN诱导的肝癌发生进程，但具体机制有待进一步研究。

[1] Heindryckx F, Colle I, Van Vlierberghe H. Experimental mouse models for hepatocellular carcinoma research [J]. Int J Exp Pathol, 2009, 90(4):367-386.

[2] Wu L, Tang ZY, Li Y. Experimental models of hepatocellular carcinoma: developments and evolution [J]. J Cancer Res Clin Oncol, 2009, 135(8):969-981.

[3] Cortinovis C, Klimek F, Nogueira E. Rat hepatocarcinogenesis induced by N-nitrosodiethylamine and N-nitrosomorpholine continuously administered at low doses [J]. Am J Pathol, 1991, 139(5):1157-1171.

[4] Tanaka T, Kojima T, Kawamori T, et al. Chemoprevention of diethylnitrosamine-induced hepatocarcinogenesis by a simple phenolic acid protocatechuic acid in rats [J]. Cancer Res, 1993, 53(12):2775-2779.

[5] Okubo H, Moriyama M, Tanaka N, et al. Detection of serum and intrahepatic hepatocyte growth factor during DEN-induced carcinogenesis in the rat [J] . Hepatol Res, 2002, 24(4): 385-394.

[6] Jayaprakash R, Ramesh V, Sridhar MP, et al. Antioxidant activity of ethanolic extract of Tinospora cordifolia on N-nitrosodiethylamine (diethylnitrosamine) induced liver cancer in male Wistar albino rats [J] . J Pharm Bioallied Sci, 2015, 7(Suppl 1):S40-S45.

[7] Ma G, Bai R, Jiang H, et al. Assessment of hemodynamics in a rat model of liver cirrhosis with precancerous lesions using multislice spiral CT perfusion imaging [J]. Biomed Res Int, 2013, 813174.

[8] Yoshimi K, Tanaka T, Takizawa A, et al. Enhanced colitisassociated colon carcinogenesis in a novel Apc mutant rat [J]. Cancer Sci, 2009, 100(11):2022-2027.

[9] Tanaka T, Shimizu M, Kochi T, et al. Apc-mutant Kyoto Apc Delta (KAD) rats are susceptible to 4-NQO-induced tongue carcinogenesis [J]. Cancers (Based), 2014, 6(3):1522-1539.

[10] Yoshimi K, Tanaka T, Serikawa T, et al. Tumor suppressor APC protein is essential in mucosal repair from colonic inflammation through angiogenesis [J]. Am J Pathol, 2013, 182(4):1263-1274.

[11] Irving AA, Yoshimi K, Hart ML, et al. The utility of Apcmutant rats in modeling human colon cancer [J] . Dis Model Mech, 2014, 7(11):1215-1225.

[12] Yoshimi K, Hashimoto T, Niwa Y, et al. Use of a chemically induced-colon carcinogenesis-prone Apc-mutant rat in a chemotherapeutic bioassay [J] . BMC Cancer, 2012, 12:448.

[13] Newell P, Villanueva A, Friedman SL, et al. Experimental models of hepatocellular carcinoma [J]. J Hepatol, 2008, 48 (5):858-879.

[14] Hoshida Y, Fuchs BC, Tanabe KK. Prevention of hepatocellular carcinoma: potential targets, experimental models, and clinical challenges [J] . Curr Cancer Drug Targets, 2012, 12(9): 1129-1159.

[15] Park ST, Jang JW, Kim GD, et al. Beneficial effect of metronomic chemotherapy on tumor suppression and survival in a rat model of hepatocellular carcinoma with liver cirrhosis [J]. Cancer Chemother Pharmacol, 2010, 65(6): 1029-1037.

[16] De Minicis S, Kisseleva T, Francis H, et al. Liver carcinogenesis: rodent models of hepatocarcinoma and cholangiocarcinoma [J]. Dig Liver Dis, 2013, 45(6):450-459.

[17] Colnot S, Decaens T, Niwa-Kawakita M, et al. Liver-targeted disruption of Apc in mice activates b-catenin signaling and leads to hepatocellular carcinoma [J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2004, 101(49):17216-17221.

[18] Thompson MD, Monga SP. WNT/b-catenin signaling in liver health and disease [J] . Hepatology, 2007, 45(5):1298-1305.

[19] Shang N, Arteaga M, Zaidi A, et al. FAK is required for c-Met/b-catenin-driven hepatocarcinogenesis [J]. Hepatology, 2015, 61(1):214-226.

[20] Hoshida Y, Nijman SM, Kobayashi M, et al. Integrative transcriptome analysis reveals common molecular subclasses of human hepatocellular carcinoma [J]. Cancer Res, 2009, 69 (16):7385-7392.

[21] Liu LJ, Xie SX, Chen YT, et al. Aberrant regulation of Wnt signaling in hepatocellular carcinoma [J]. World J Gastroenterol, 2016, 22(33):7486-7499.

Comparison on Hepatocarcinoma Model Induced by Diethylnitrosamine in Apc-mutant Rat and F344 Rat

XIE Bei1, ZHAO Lei2, SUN Jing1, ZHANG Li-juan1, KURAMOTO Takashi3, WEI Hu-lai1
(1. Key Laboratory of Preclinical Study for New Drugs of Gansu Province, School of Basic Medical Sciences, Lanzhou University, Lanzhou 730000, China;
2. CAHIC Lanzhou Biological Pharmaceutical Factory, Lanzhou 730046, China;
3. Institute of Laboratory Animals, Graduate School of Medicine, Kyoto University, Kyoto 6068501, Japan)

ObjectiveTo establish hepatocarcinoma models induced by diethylnitrosamine (DEN) in F344 rats, KAD (Kyoto Apc Delta) rats and compare the advantages and disadvantages between them .MethodsTwenty-five KAD rats were randomly divided into 2 groups. The 5 rats in control group were given the normal water. The 20 rats in experimental group were given the water containing 40 mg/mL DEN for 5 weeks, and the remaining 15 weeks they were given the normal water. Every 4 weeks, part of KAD rats was sacrificed to undergo pathological examination and make pathological sections of liver tissues and tumor tissues. Twenty-five F344 rats were treated the same as KAD rats .ResultsHepatocarcinoma could be induced successfully in KAD rats and F344 rats. The same pathological developing process was found in them, which was similar with human. The average of 1.00±0.82 grey-white lesions could be found in 3 KAD rats (3/4) when they were induced in the 16th week, while no lesions could be found in F344 rats (0/4) at that time. Until the end of the experiments (20 weeks), 3.50 ±1.29 cancers and gray-white lesions had been developed in KAD rats, while only 1.25±0.96 could be found in F344 rats. The success rate of hepatocarcinoma induction in KAD rats was better than that in F344 rats significantly (P<0.05) .ConclusionComparing to F344 rats, KAD rats could be a better hepatocarcinoma induction model, with shorter induction time, higher sucess rate and numbers of hepatocarcinoma. KAD rat may be an ideal model for dynamically researching the hepatocarcinoma induction.

KAD rat; F344 rat; Hepatocarcinoma induction; Diethylnitrosamine (DEN)

Q95-33

A

1674-5817(2017)03-0191-07

10.3969/j.issn.1674-5817.2017.03.004

2017-01-05

甘肃省自然科学研究基金计划项目(1208RJZA190)

谢 蓓(1980-), 女, 讲师, 博士, 研究方向: 肿瘤分子生物学。E-mail: xieb@lzu.edu.cn

赵 磊(1980-), 共同第一作者, 男, 兽医师, 研究方向: 动物医学。E-mail: leilei8071@hotmail.com

魏虎来(1962-), 男, 教授, 研究方向: 肿瘤分子生物学。E-mail: weihulai@lzu.edu.cn