蛛网膜下腔出血动物模型制作的研究进展

钱冬喜，毛 捷

（皖南医学院弋矶山医院神经外科，安徽 芜湖 241001）

蛛网膜下腔出血动物模型制作的研究进展

钱冬喜，毛 捷*

（皖南医学院弋矶山医院神经外科，安徽 芜湖 241001）

蛛网膜下腔出血（SAH）作为一种严重危害人类健康的出血性脑血管疾病，其发生机制至今尚未明确。SAH动物模型的研究对疾病的发病机制和治疗预后具有重要意义，但是目前没有一种完全等同于人SAH的“完美模型”。本文就各种SAH动物模型的制作方法、优缺点及应用范围进行综述，以期对疾病的病理生理机制的研究和诊治提供进一步的帮助。

蛛网膜下腔出血；脑血管疾病；动物模型

蛛网膜下腔出血（subarachnoid hemorrhage，SAH）是一种严重危害人类健康的出血性脑血管疾病，具有较高的死亡率和致残率。SAH由多种病因导致，最常见的是颅内动脉瘤和动静脉畸形破裂，其次为高血压脑出血［1］。随着现代医疗水平的提升，SAH的发病机制和治疗方法取得了一定的进展，但其所造成的多种并发症，如脑损伤［2］、脑血管痉挛（cerebral vasospasm，CVS）［3］、神经功能损伤［4］等一系列病理生理的分子机制仍不明确。因此，深入研究SAH的病理机制，对于减低SAH致残率和病死率具有重要意义。由于临床研究受到多种因素的制约，迫切需要建立一种简单、有效、微创、稳定的动物模型。本文就各种SAH动物模型的制作方法、优缺点及应用范围进行综述。

1 实验动物的选择

多种动物如鼠、兔、猫、猴、狗和猪等都可以成功复制SAH模型。构建动物模型与多种因素密切相关，而模型动物的体积是实验中重要因素。动物体积越大，出血损伤的大小和定位的差异性越大，不同的动物适用于不同的模型建立。大鼠是实验室较常用的动物，因其价格相对便宜，容易获取，操作较方便简单，同时具有与人类相似的脑血管解剖特点，便于大量重复实验研究。因此大鼠成为制作SAH模型较为理想的实验对象［5］。

2 SAH模型的制备方法

目前，有多种实验方法可以成功构建SAH动物模型［6］，报道较多的方法有如下几种。

2.1 脑池注血法 在实验中根据SAH的观察阶段以及注血次数，分为单次注血法和二次注血法。单次注血法多适用于SAH后急性CVS研究，却无法恒定的形成类似于人SAH后CVS的两个阶段现象。关于大鼠枕大池单次注血法动物模型的研究最早见于Delgado等［7］报道。制备方法是将实验大鼠麻醉成功后，沿其颈部皮肤中间线纵行剪开至枕外隆凸，将皮下软组织钝性分离，使环枕膜充分暴露，最后将股动脉抽取的自体血注入枕大池造成SAH。此模型操作简单，出血量可控制，能够较真实地模拟SAH的病理生理机制，但是该模型不能稳定地诱发CVS。

二次注血法克服了单次注血法的欠缺与不足，适用于慢性CVS的观察和治疗研究，是目前最常用的方法。具体操作方法有很多种，按照注血部位或入路的不同又可分为枕大池注血法、视交叉池注血法、经额颞顶部蛛网膜下腔注血法和基底池注血法等。目前报道最多的是枕大池注血法［8］。Suzuki等［9］在上述研究基础上进行适当的改进，间隔48 h再次向大鼠枕大池注射自体动脉血。枕大池二次注血法是对单次注血法的改良，具有可重复性，成功率较高，可诱发更为持久和严重的CVS等优点。但是枕大池二次注血法也有其局限性，操作复杂，增加颅内感染几率；穿刺可能会损伤脑干，动物死亡率高［10-11］。

改良的视交叉池注血模型［12］，即通过立体定向技术准确定位视交叉，抽取适量自体血及时注入。操作简单，注血量可控制，可以在术后48 h重复操作，改良为二次注血法。这种方法可以诱导与脑血管类似的病理改变，但是诱发的CVS程度相对较轻。

目前，通过开颅方法经额颞顶下入路置管建立SAH模型的应用较为广泛［12］。将实验动物麻醉成功后仰卧体位固定于脑立体定位仪，将实验动物颅脑进行消毒，并沿正中矢状线垂直切开皮肤，然后钝性分离颅部额颞肌肉和骨膜，在冠状缝前5 mm，中线旁3 mm进行钻孔。挑破脑膜后见到清亮的脑脊液溢出，将细导管沿额极紧贴前颅窝底蛛网膜下腔向双耳连线置入到Willis环，再次回抽见脑脊液，证实未造成脑组织的损伤。进针深度约为10 mm，抽取自体血注入蛛网膜下腔，拔出导管，封闭骨孔。通过实验后脑组织标本观察，发现血液相对恒定的分布在前颅窝，与临床上较为常见的前循环动脉瘤性SAH类似。但是该模型通过开颅操作完成，操作复杂，脑损伤较大，可引起SAH急性期颅内压急剧变化。

基底池注血法［13］，主要制作步骤是将实验动物麻醉成功后，经软腭或者视神经孔穿刺进入基底池，然后注入适量自体血。其优点在于使基底动脉周围聚集较多的血凝块，造成较为明显的CVS，主要应用于后循环CVS变化的相关研究。

2.2 颅内动脉血管内穿刺法 颅内动脉穿刺法主要分为开颅法和非开颅法两种。开颅法最早见于Barry等［14］报道，通过开颅手术去除骨瓣，经斜坡暴露基底动脉，在显微镜下用钨微电极刺破基底动脉，使血液流入蛛网膜下腔，造成SAH。开颅手术操作较为复杂，脑组织损伤严重，死亡率偏高，现在已经很少使用。1986年Koizumi等［15］首次提出线栓法大脑中动脉闭塞模型的建立，被后人借鉴应用于建立诱导SAH的血管内线穿刺法模型［16］。在显微镜下游离结扎颈外动脉，将穿刺线由颈外动脉进入，往前推送至颈内外动脉分叉处，有轻微阻力感后再进线1～2 cm，穿破血管壁。这种方法成功地避免了开颅对颅内的损伤，能够真实地模拟颅内动脉破裂导致的SAH。但缺陷是结扎颈外动脉可导致局部缺陷，出血量和血流分布不可控制，死亡率高。

2.3 动脉周围置血法 动脉周围置血法［17］通常适用于猪、狗等大型动物SAH模型的建立。主要是通过开颅手术处理，暴露实验所需要的动脉，将尾动脉或股动脉抽取的自体血注入实验动脉周围，也可使用缩血管或者致痉挛物质代替，构建SAH模型。该方法可动态监测SAH后的脑血管痉挛变化，但是需要进行复杂的开颅手术，损伤大，应用范围局限，目前仅应用于CVS药物治疗的研究。

2.4 其他方法 感染法［18］、颅外动脉替代法［19］、细胞培养法［20］等方法，可直接或间接的研究蛛网膜下腔出血性脑血管痉挛，但存在着各自的缺点和不足，目前除特定的研究外，已很少使用。

3 构建SAH模型的影响因素

3.1 注血量和注血次数 CVS发生的严重程度与SAH的出血量密切相关。Delgado等［7］和Suzuki等［9］在实验时采用的注血量均是0.3 ml。Dudhani等［21］实验时第一次注血和第二次注血分别注入0.15 ml、0.15 ml。孟晗等［22］实验时注入自体动脉血0.25 ml。不同的实验动物所采取的注血量可能不同，可通过预实验选择合适的注血量。至于注血次数，相关研究证实，相比较一次注血，二次注血后的实验情况同临床CVS病理机制更为符合［23］。

3.2 其他相关因素 可能影响成功构建SAH模型的因素有［24］：（1）良好的麻醉状态，使动物保持头低位；（2）保持呼吸道通畅，可用止血钳拔出动物舌头，减少术中窒息或术后感染；（3）轻柔稳妥的操作手法，减少术中对脑组织的损伤及出血量；（4）保持适当的环境条件和良好的营养状态。

4 神经行为学评分

SAH动物模型的脑损伤，常导致迟发缺血性神经功能缺损（delayed ischemic neurological deficit，DIND）。所以需要一种能够反映实验动物脑损伤程度的指标，使动物研究更为客观和直接。根据损伤部位及严重程度，动物可表现运动、感觉、学习、认知、记忆等功能障碍。

小动物模型中常用的神经损伤后行为学改变评价方法，例如转圈实验、平衡木实验、莫里斯水迷宫实验等，同样适用于SAH建模后的小动物脑损伤评价。也可以根据动物精神状态及运动情况行自发活动评分［8］：1级表示实验动物行为正常，无活动障碍；2级为轻度活动障碍；3级为中度活动障碍，不伴有异常行为；4级则代表重度活动障碍，伴有行为异常。Kaoutzanis等［25］的神经行为学评分法，从运动反应、睁眼反应以及进食情况，对术前、术后的实验动物进行综合评价。当然，除神经行为学评价外，也可以利用数字成像技术如血管造影、微观电极观察以及脑水肿程度测定等评价实验动物脑损伤程度［26-27］。

综上所述，构建SAH动物模型方式有很多种，分别适用于研究不同部位的SAH。例如枕大池二次注血法适合后交通动脉瘤或后循环椎基底动脉破裂造成的SAH病理机制研究，而视交叉池注血法类似于临床常见的前循环动脉瘤的病理过程。虽然各种动物模型对SAH的病理机制和治疗研究提供了帮助，但是模型均存在各自的优点和欠缺，还需要进一步研究建立一种理想的SAH动物模型，对深入研究SAH的发病机制和治疗预后提供帮助。

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Research Progressof Animal Model of Subarachnoid Hemorrhage

QIANDongxi，MAOJie*
（Department of Neurosurgery， Yijishan Hospital， Wannan Medical College， Wuhu 241001，China）

Subarachnoid hemorrhage （SAH） isa seriousdamageto human health of hemorrhagic cerebrovascular disease，and its pathogenic mechanism has not yet clear.The study of animal models of SAH is important for its pathogenesis，treatment and prognosis.However， there is currently no “perfect model” that is exactly the same as SAH of human.In this paper， the production methods， advantages and disadvantages and application of animal models of SAH are reviewed， which will provide further help tothepathogenic mechanismand treatment of SAH.

subarachnoid hemorrhage；cerebrovascular disease； animal model

R743.3

A

1008-2344（2017）05-0448-03

10.16753/j.cnki.1008-2344.2017.05.020

毛捷（1971—），男（汉），主任医师，副教授，硕士生导师，研究方向：胶质瘤的基础和临床.E-mail：myw921@yahoo.com

2016-12-20

（毛亚萍编辑）