金黄色葡萄球菌杀白细胞素ED的研究进展

杨涵，刘庆中

上海交通大学附属第一人民医院检验医学中心，上海 200080

金黄色葡萄球菌杀白细胞素ED的研究进展

杨涵，刘庆中

上海交通大学附属第一人民医院检验医学中心，上海 200080

杀白细胞素ED(leukocidin ED，LukED)是金黄色葡萄球菌产生的双组分成孔杀白细胞素之一，由共转录于一条mRNA的lukE和lukD两个基因编码。LukED可与趋化因子受体CCR5结合以杀伤巨噬细胞、T细胞和树突细胞，或与中性粒细胞、单核细胞和自然杀伤(natural kiler，NK)细胞上的表面受体CXCR1/2结合以促进金黄色葡萄球菌的致病性及系统性感染宿主的死亡。此外，LukED还可结合Duffy 抗原趋化因子受体，使裂解红细胞释放血红蛋白，促进细菌的铁吸收和生长繁殖。LukED的表达受双组分信号转导系统附属基因调节子——毒素抑制子(Agr-Rot)通路和转录调节子RpiRc、SpoVG的调控。lukED基因在金黄色葡萄球菌中广泛流行，与金黄色葡萄球菌所致血流感染、脓疱病及抗生素相关性腹泻密切相关。这些进展对了解LukED的表达调控机制、临床意义及其在细菌致病机制中的作用，开发新的金黄色葡萄球菌感染抗毒素治疗药物具有重要意义。

金黄色葡萄球菌；毒力因子；杀白细胞素ED；抗毒素治疗

金黄色葡萄球菌是人类感染中最常见的病原菌之一，可引起严重的深部感染及威胁生命的系统性感染。金黄色葡萄球菌的致病力与其产生的多种毒力因子密切相关，其中双组分成孔杀白细胞素发挥重要作用[1]。目前已发现金黄色葡萄球菌产生6种双组分杀白细胞毒素：Panton-Valentine杀白细胞素(PVL，也称LukSF-PV)、杀白细胞素ED(LukED)、γ溶血素(包括HlgAB、HlgCB)、杀白细胞素AB(LukAB，也称LukGH)及杀白细胞素MF′(LukMF′)[1]。这些毒素均由两个独立的水溶性亚基S和F蛋白组成，其中S类蛋白包括HlgA、HlgC、LukA、LukE、LukM、LukS-PV等，F类蛋白包括 HlgB、LukB、LukD、LukF′、LukF-PV等[1]。两类蛋白靶向作用于宿主免疫细胞膜，形成横跨磷脂双层的β桶形孔，导致免疫细胞裂解，从而破坏宿主的主动免疫和被动免疫[2]。近年研究显示，LukED在金黄色葡萄球菌某些感染的致病机制中扮演了重要角色，本文对其研究进展进行综述。

1 LukED的发现

1998年，LukED首次从金黄色葡萄球菌Newman菌株中发现。Gravet等[3]收集Newman菌在YCP培养基中生长的培养液，分别与纯化的兔抗HlgA、抗HlgB、抗HlgC、抗LukF-PV、抗LukM、抗LukS-PV进行免疫沉淀反应，发现培养上清液内存在某种与HlgC、LukS-PV、LukF-PV有关的新型毒素。新毒素由S和F两个组分构成，其中S类命名为LukE，F类命名为LukD[3]。lukED基因全长2 571 bp，包括两个开放读码框(open reading frame，ORF)，分别位于碱基511～1 455、1 457～2 440位置，中间被一个胸苷(T)隔开。第1个ORF编码LukE，与其他S类组分具有58.7%～68%的同源性；第2个ORF编码LukD，与其他F类组分的同源性为71%～77%[3]。2003年，Morinaga等[4]在金黄色葡萄球菌V8菌株(ATCC 27733)中发现了变异型LukED(LukEDv)。LukEDv能杀伤多形核白细胞(polymorphonuclear leucocyte，PMN)，对红细胞有弱溶血效应，亚基LukEv和LukDv分别与LukE和LukD有91%和94%的氨基酸同源性。2012年，Alonzo等[5]发现LukE和LukD氨基酸序列在金黄色葡萄球菌中高度保守，Newman菌株的lukED基因序列与lukEDv完全相同，LukED和LukEDv是同一种蛋白，推测Gravet等提供的lukED原始基因序列可能存在一定的错误。

2 LukED的晶体结构和三维空间构象

Galy等[6]对金黄色葡萄球菌表达的野生型LukD和大肠埃希菌表达的重组LukE蛋白进行了晶体学研究，结果显示LukD晶体X线衍射分辨率为1.9 Å(1 Å=10-10m)，属于P212121空间群，晶胞参数为a=48.04 Å，b=50.99 Å，c=137.40 Å，每个晶胞中只有一个LukD分子，溶剂含量为49%；LukE晶体X线衍射分辨率为1.6 Å，属于I4空间群，晶胞参数为a=b=134.9 Å，c=64.13 Å，每个晶胞中有3个LukE分子，溶剂含量为46%。

2016年，Nocadello等[7]用PET-15b+载体在大肠埃希菌BL21(DE3)中表达LukE12-311和LukD27-327，并纯化用于空间结构分析。LukE和LukD均为椭圆球状，分别由22(175个氨基酸残基)和25(176个氨基酸残基)个β链组成的4段反平行β片层和3段很短的α螺旋(10个氨基酸残基)构成。LukE和LukD的三级空间构象与其他双组分成孔毒素非常相似，有3个典型结构域：CAP结构域、STEM结构域和RIM结构域。分析LukE氨基酸序列发现，Gln210-Ala219氨基酸序列(QSPNGPTGSA，对应于loop L3区)能特异性结合趋化因子受体CXCR1/2，与LukE表面性质有关，Gln210和Ser218可能对loop L3区表面有重要影响，Gly214可能与毒素的溶剂暴露面和loop L3区空间形状有关[8]。此外，Leu265-Arg295氨基酸序列(DR5区，LDITYATLFPRTGIYAERKHNA-FVNRNFVVR)对LukED的毒素活性较重要，Ile103、Pro215、Arg275、Thr276和Tyr279与其结合PMN、激活细胞成孔作用有关[7]。

3 LukED结合的细胞表面受体

传统观点认为，杀白细胞素的成孔作用依赖对细胞膜脂质的识别，但存在疑问，如毒素怎样实现与细胞的特异性结合，近几年新发现的蛋白质受体可回答这一问题[9]。2012年，Alonzo等[5]发现LukED可与趋化因子受体CCR5结合，从而杀伤巨噬细胞、T细胞和树突细胞。S亚基(LukE)先与宿主细胞表面的CCR5受体结合，然后募集F亚基(LukD)。CCR5是人类免疫缺陷病毒(human immunodeficiency virus，HIV)辅助受体，研究发现抗HIV药物Maraviroc能阻断LukED对CCR5+细胞的毒性作用，敲除CCR5基因的小鼠能有效抵抗金黄色葡萄球菌感染[8]。LukED还可与中性粒细胞、单核细胞和自然杀伤(natural killer，NK)细胞表面的受体CXCR1/2结合[6]，用LukED处理中性粒细胞可导致细胞死亡，但加入CXCL8(CXCR1/2受体的亲和性配体)后中性粒细胞膜保持完整，LukED不能诱导细胞坏死效应[10]。

红细胞表面也存在LukED特异性受体：Duffy 抗原趋化因子受体(Duffy antigen receptor for chemokines，DARC)[7]。LukED与DARC结合导致红细胞裂解，释放血红蛋白，促进细菌铁吸收，有利于细菌的生长繁殖[7]。红细胞对毒素的耐受性受DARC数量影响，DRAC过度表达的红细胞更敏感，更易受到毒素攻击[11]。

4 LukED的临床意义及其在金黄色葡萄球菌中的流行

LukED是金黄色葡萄球菌血流感染的主要毒力因子之一，且与金黄色葡萄球菌所致脓疱病及抗菌药物治疗后腹泻相关[5,7,10]。Gravet等从抗菌药物相关性腹泻患者体内分离的47株金黄色葡萄球菌中，93.6%能产生LukED；而在随机收集的金黄色葡萄球菌中，LukED阳性率仅为33.6%(49/146，P<0.05)[12]。131例脓疱病患者中，81.7%的金黄色葡萄球菌产生LukED[13]。在引起HIV相关性皮肤和黏膜损伤的金黄色葡萄球菌菌株中，LukED也呈现较高的流行率(55%～85%)[14]。此外，LukED表达量在社区获得性耐甲氧西林金黄色葡萄球菌(community-acquired methicillin resistantStaphylococcusaureus，CA-MRSA)中显著高于甲氧西林敏感金黄色葡萄球菌(methicillin sensitiveStaphylococcusaureus，MSSA)[15]。携带Ⅲ型mec基因盒(SCCmecⅢ)的MRSA菌株中，72.9%产生LukED[16]，表明LukED与mec基因可能存在一定联系。Eiff等对来自血液和鼻腔标本的429株金黄色葡萄球菌进行基因检测，发现约82%的血液菌株(180/219)lukED基因阳性，显著高于鼻腔菌株(60.5%，127/210)[17]。日本流行病学数据显示，lukED在临床金黄色葡萄球菌中的流行率高达87%[4]。本课题组对上海地区177株血液和分泌物来源的金黄色葡萄球菌进行lukED基因流行研究，结果显示83%的血液菌株(73/88)和80%的分泌物菌株(71/89)阳性(数据尚未发表)。

5 LukED表达水平的影响因素

5.1 培养基组成对lukED表达的影响

Gravet等分别用心浸液(heart infusion，HI)和YCP两种培养基培养金黄色葡萄球菌Newman菌株，发现lukED在HI培养基中检测不到，但在YCP培养基中表达显著升高[3]。半定量反转录聚合酶链反应(semi-quantitative reverse transcription-polymerase chain reaction，SqRT-PCR)结果显示，Newman菌株lukEDmRNA在HI培养基中表达水平很低，最高不超过(100±25)mRNA/104CFU，而在YCP培养基中可达(20±6)mRNA/CFU[18]。由此可见，培养基组成对金黄色葡萄球菌lukED表达具有重要影响，其机制有待进一步阐明。

5.2 细菌生长阶段对lukED表达的影响

细菌在不同生长阶段产生毒素的量有所不同。Bronner等发现，Newman菌株在对数生长早期(4 h)lukED表达水平为(5～7)×10-3mRNA/CFU，中期(5 h)为1.4～1.9 mRNA/CFU，后期(7 h，细菌密度为4×109CFU/mL)表达水平最高，为14～26 mRNA/CFU，而稳定期表达水平仅为对数后期的1/4[18]。本课题组对此展开研究，分别检测Newman菌株和3株临床分离金黄色葡萄球菌对数生长早、中、后期lukEDmRNA表达的相对值。结果显示，Newman菌株在对数生长中、晚期lukEDmRNA表达量分别是早期的10.5和62.5倍；其他3株临床菌株在对数生长中、晚期的表达量分别是早期的5.1和22.1倍、19.7和57.8倍、3.2 和 12.6 倍(数据尚未发表)。

6 LukED表达的相关调节机制

金黄色葡萄球菌具有多种调控系统，如双组分信号转导系统(Agr、SaeRS, SrrAB、ArlSR、LytRS、WalKR等)和转录因子(Sar、Rot、MgrA、SigmaB等)[1]。Agr受群体感应机制调节，细胞密度较低时，细菌产生的自诱导肽(autoinducing peptide，AIP)浓度也低，当细胞达一定密度，AIP积累达阈值浓度，转录调节子被大大激活，从而调节包括一系列毒力因子在内的多种基因表达[19]。Rot常被认为是一种毒素转录阻遏物，其与Agr似乎对基因表达有相反的调控作用[20]。构建金黄色葡萄球菌Newman野生株、agr敲除株、rot敲除株感染小鼠模型，结果显示Δagr菌株LukED表达量大大降低，毒力明显减弱，小鼠耐受不发生感染，而Δrot菌株表达量明显增高。agr和rot双敲除株感染小鼠实验发现，双突变的Newman菌株能产生大量毒素，与野生株接近或比野生株更高，提示Agr-Rot通路对LukED毒素表达调节有重要作用[5]。

RpiR类蛋白存在于很多细菌，包括大肠埃希菌、恶臭单胞菌、枯草芽胞杆菌等，属于参与糖代谢酶调节的转录因子家族[21]。金黄色葡萄球菌有3种RpiR同源物：RpiRa、RpiRb和RpiRc。rpiRc突变可引起RNA Ⅲ合成增加，细菌溶血性增强，生物膜形成减少[21]。Balasubramanian等对rpiRc突变金黄色葡萄球菌USA300和野生型进行研究[22]，结果显示rpiRc突变株有483种蛋白表达发生改变，其中96种蛋白变化在2倍以上。毒素中，LukED和LukSF-PV表达显著上调，其他如γ溶血素和LukAB受影响较小。转录组结果显示，476个基因上调或下调至少2倍，其中lukE和lukSF-PVmRNA提高6～7倍，RNAⅢ启动子活性升高5倍，rot转录水平不变，但其翻译水平大大下降。表明RpiRc调控编码RNA Ⅲ的agrP3启动子，进而减轻RNA Ⅲ对rotmRNA翻译的抑制作用，显著降低LukED和LukSF-PV水平。进一步的系统性感染小鼠模型研究显示，rpiRc突变的Newman菌株在小鼠心和肝内荷载量显著高于野生型菌株，而rpiRc和lukED双突变菌株的荷载量明显降低，提示RpiRc对LukED表达具有调控作用。

SpoVG(yabJ-spoVG操纵子的主要效应子)是一种高度保守的真细菌蛋白。金黄色葡萄球菌spoVG突变株的转录组测序发现一些与毒素相关的基因有明显改变(包括lukED)，凝胶迁移实验发现SpoVG可与lukED启动子高特异性结合，表明SpoVG也参与调节lukED的表达[23]。Kolar等发现，胞外蛋白酶也是影响分泌性、细胞壁相关毒力因子(包括LukAB/HG、PVL、LukE和HlgA)稳定性的关键介导子[24]。

7 LukED的毒性作用

7.1 LukED体内毒性作用相关动物模型

LukED对多种细胞表现出毒性作用[5]。Gravet等将LukE+LukD皮内注射兔，引起明显的局部炎症和皮肤坏死反应，毒性程度与PVL引起的皮肤坏死相当；而其他组合如LukE+LukF-PV、LukS-PV+LukD等需更大剂量或更长时间才引起类似程度的皮肤坏死[3]。在小鼠血流感染模型中，金黄色葡萄球菌lukED缺失突变株(ΔlukED)感染小鼠明显比野生株感染小鼠生存良好，肝、肾等器官中细菌复制能力降低，白细胞介素6(interleukin 6，IL-6)和粒细胞集落刺激因子(granulocyte colony stimulating factor，G-CSF)减少，回补lukED基因后细菌毒力恢复，引发小鼠感染[5]。在缺乏中性粒细胞的小鼠感染模型中，金黄色葡萄球菌野生株与ΔlukED株的感染力无统计学差异[5]，证实LukED在体内靶向作用于中性粒细胞以增强金黄色葡萄球菌的毒力。

7.2 LukED体外毒性作用

7.2.1LukED刺激下PMN的变化LukED可刺激PMN发生一系列变化，包括Ca2+内流、细胞膜破坏、染料进入细胞，体现了LukED的成孔作用[25]。蛋白质组学研究发现，LukED可刺激PMN分泌223种蛋白，其中27%与抗菌肽和免疫蛋白相关，如NADPH氧化酶产生活性氧杀伤病原菌、防御素增强宿主免疫功能、乳铁蛋白促进细胞成熟等[25]。

7.2.2LukED刺激下淋巴细胞的变化Bownik等研究鲤鱼头肾和脾T、B细胞发现，高浓度(5 000～25 000 ng/mL)LukED或LukE显著抑制淋巴细胞的增殖，低浓度(0.32～1.6 ng/mL)时则促进淋巴细胞增殖，而任何浓度LukD对淋巴细胞都不产生影响。这种现象的具体机制尚不明确[26]。Siwicki等研究犬淋巴细胞发现，当LukED浓度为25 000 ng/mL时，活性T细胞仅为原来T细胞总数的5%，活性B细胞为原来的4%，推测犬淋巴细胞膜成孔可能引起细胞酶和离子紊乱、失衡，诱导淋巴细胞裂解，最终导致细胞增殖减少[27]。

7.3 LukED和PVL的拮抗作用

2015年，Yoong等第1次提出“杀白细胞素的拮抗作用”概念，认为在金黄色葡萄球菌产生的众多毒素中，存在一种杀白细胞素抑制另一种杀白细胞素的现象[28]。LukED与LukSF-PV有很高的同源性，研究发现LukED可抑制LukSF-PV对PMN-HL60细胞和人中性粒细胞的毒性作用，而LukSF-PV可抑制LukED对小鼠白细胞的毒性作用和对红细胞的溶血作用[21]。有报道称lukSF-PV基因缺失的USA300菌株(USA300是目前美国CA-MRSA流行的主要类型)在小鼠肺炎模型中毒力反而增加[29]，杀白细胞素的拮抗作用或许可解释这一现象的发生。

8 结语

LukED的研究虽然取得了一定进展，但仍有很多疑问和机制需进一步阐明。Agr系统易受环境因素的影响，改变氧浓度、氨基酸成分、铁浓度、pH值等条件是否对LukED的表达产生影响；在LukED调控通路方面，目前已知的调控因子如Agr、Rot、RpiRc、SpoVG调控毒素表达的详细机制如何；细菌的代谢与毒力关系密切，某些与金黄色葡萄球菌代谢相关的调控因子如CcpA、CcpE、CodY对毒素也能起调节作用，这些调控因子是否对LukED的表达产生影响；既然不同培养基能影响LukED的表达水平，那么培养基中哪种成分在起作用；有研究称不同浓度的抗菌药物对PVL的表达有影响，是否也对LukED的表达产生影响。这些需更深层次的探索和研究，从而为发现金黄色葡萄球菌感染的抗毒素治疗新靶点提供线索。

[1] Alonzo F 3rd, Torres VJ. The bicomponent pore-forming leucocidins of Staphylococcus aureus [J]. Microbiol Mol Biol Rev, 2014, 78(2): 199-230.

[2] Vandenesch F, Lina G, Henry T. Staphylococcus aureus hemolysins, bi-component leukocidins, and cytolytic peptides: a redundant arsenal of membrane-damaging virulence factors? [J]. Front Cell Infect Microbiol, 2012. doi: 10.3389/fcimb.2012.00012.

[3] Gravet A, Colin DA, Keller D, Girardot R, Monteil H, Prévost G, Giradot R. Characterization of a novel structural member, LukE-LukD, of the bi-component staphylococcal leucotoxins family [J]. FEBS Lett, 1998, 436(2): 202-208.

[4] Morinaga N, Kaihou Y, Noda M. Purification, cloning and characterization of variant LukE-LukD with strong leukocidal activity of staphylococcal bi-component leukotoxin family [J]. Microbiol Immunol, 2003, 47(1): 81-90.

[5] Alonzo F 3rd, Benson MA, Chen J, Novick RP, Shopsin B, Torres VJ. Staphylococcus aureus leucocidin ED contributes to systemic infection by targeting neutrophils and promoting bacterial growth in vivo [J]. Mol Microbiol, 2012, 83(2): 423-435.

[6] Galy R, Bergeret F, Keller D, Mourey L, Prévost G, Maveyraud L. Crystallization and preliminary crystallographic studies of both components of the staphylococcal LukE-LukD leukotoxin [J]. Acta Crystallogr Sect F Struct Biol Cryst Commun, 2012, 68(Pt 6): 663-667.

[7] Nocadello S, Minasov G, Shuvalova L, Dubrovska I, Sabini E, Bagnoli F, Grandi G, Anderson WF. Crystal structures of the components of the Staphylococcus aureus leukotoxin ED [J]. Acta Crystallogr Sect D Struct Biol, 2016, 72(Pt 1): 113-120.

[8] Alonzo F 3rd, Kozhaya L, Rawlings SA, Reyes-Robles T, DuMont AL, Myszka DG, Landau NR, Unutmaz D, Torres VJ. CCR5 is a receptor for Staphylococcus aureus leukotoxin ED [J]. Nature, 2013, 493(7430): 51-55.

[9] Dumont AL, Torres VJ. Cell targeting by the Staphylococcus aureus pore-forming toxins: it’s not just about lipids [J]. Trends Microbiol, 2014, 22(1): 21-27.

[10] Reyes-Robles T, Alonzo F 3rd, Kozhaya L, Lacy DB, Unutmaz D, Torres VJ. Staphylococcus aureus leukotoxin ED targets the chemokine receptors CXCR1 and CXCR2 to kill leukocytes and promote infection [J]. Cell Host Microbe, 2013, 14(4): 453-459.

[11] Spaan AN, Reyes-Robles T, Badiou C, Cochet S, Boguslawski KM, Yoong P, Day CJ, de Haas CJ, van Kessel KP, Vandenesch F, Jennings MP, Le van Kim C, Colin Y, van Strijp JA, Henry T, Torres VJ. Staphylococcus aureus targets the duffy antigen receptor for chemokines(DARC) to lyse erythrocytes [J]. Cell Host Microbe, 2015, 18(3): 363-370.

[12] Gravet A, Rondeau M, Harf-Monteil C, Grunenberger F, Monteil H, Scheftel JM, Prévost G. Predominant Staphylococcus aureus isolated from antibiotic-associated diarrhea is clinically relevant and produces enterotoxin A and the bicomponent toxin LukE-lukD [J]. J Clin Microbiol, 1999, 37(12): 4012-4019.

[13] Gravet A, Couppié P, Meunier O, Clyti E, Moreau B, Pradinaud R, Monteil H, Prévost G. Staphylococcus aureus isolated in cases of impetigo produces both epidermolysin A or B and LukE-LukD in 78% of 131 retrospective and prospective cases [J]. J Clin Microbiol, 2001, 39(12): 4349-4356.

[14] Baba-Moussa L, Sina H, Scheftel JM, Moreau B, Sainte-Marie D, Kotchoni SO, Prévost G, Couppié P. Staphylococcal Panton-Valentine leucocidin as a major virulence factor associated to furuncles [J]. PLoS One, 2011, 6(10): e25716.

[15] Shukla SK, Karow ME, Brady JM, Stemper ME, Kislow J, Moore N, Wroblewski K, Chyou PH, Warshauer DM, Reed KD, Lynfield R, Schwan WR. Virulence genes and genotypic associations in nasal carriage, community-associated methicillin-susceptible and methicillin-resistant USA400 Staphylococcus aureus isolates [J]. J Clin Microbiol, 2010, 48(10): 3582-3592.

[16] Emaneini M, Jabalameli L, Iman-Eini H, Aligholi M, Ghasemi A, Nakhjavani FA, Taherikalani M, Khoramian B, Asadollahi P, Jabalameli F. Multiple-locus variable number of tandem repeats fingerprinting (MLVF) and virulence factor analysis of methicillin resistant Staphylococcus aureus SCCmec type III [J]. Pol J Microbiol, 2011, 60(4): 303-307.

[17] Von Eiff C, Friedrich AW, Peters G, Becker K. Prevalence of genes encoding for members of the staphylococcal leukotoxin family among clinical isolates of Staphylococcus aureus [J]. Diagn Microbiol Infect Dis, 2004, 49(3): 157-162.

[18] Bronner S, Stoessel P, Gravet A, Monteil H, Prévost G. Variable expressions of Staphylococcus aureus bicomponent leucotoxins semiquantified by competitive reverse transcription-PCR [J]. Appl Environ Microbiol, 2000, 66(9): 3931-3938.

[19] Le KY, Otto M. Quorum-sensing regulation in staphylococci—an overview [J]. Front Microbiol, 2015. doi: 10.3389/fmicb.2015.01174.

[20] Mootz JM, Benson MA, Heim CE, Crosby HA, Kavanaugh JS, Dunman PM, Kielian T, Torres VJ, Horswill AR. Rot is a key regulator of Staphylococcus aureus biofilm formation [J]. Mol Microbiol, 2015, 96(2): 388-404.

[21] Zhu Y, Nandakumar R, Sadykov MR, Madayiputhiya N, Luong TT, Gaupp R, Lee CY, Somerville GA. RpiR homologues may link Staphylococcus aureus RNAIII synthesis and pentose phosphate pathway regulation [J]. J Bacteriol, 2011, 193(22): 6187-6196.

[22] Balasubramanian D, Ohneck EA, Chapman J, Weiss A, Kim MK, Reyes-Robles T, Zhong J, Shaw LN, Lun DS, Ueberheide B, Shopsin B, Torres VJ. Staphylococcus aureus coordinates leukocidin expression and pathogenesis by sensing metabolic fluxes via RpiRc [J]. MBio, 2016, 7(3). doi: 10.1128/mBio.00818-16.

[23] Jutras BL, Chenail AM, Rowland CL, Carroll D, Miller MC, Bykowski T, Stevenson B. Eubacterial SpoVG homologs constitute a new family of site-specific DNA-binding proteins [J]. PLoS One, 2013, 8(6): e66683.

[24] Kolar SL, Ibarra JA, Rivera FE, Mootz JM, Davenport JE, Stevens SM, Horswill AR, Shaw LN. Extracellular proteases are key mediators of Staphylococcus aureus virulence via the global modulation of virulence-determinant stability [J]. MicrobiologyOpen, 2013, 2(1): 18-34.

[25] Aslam R, Laventie BJ, Marban C, Prévost G, Keller D, Strub JM, Dorsselaer AV, Haikel Y, Taddei C, Metz-Boutigue MH. Activation of neutrophils by the two-component leukotoxin LukE/D from Staphylococcus aureus: proteomic analysis of the secretions [J]. J Proteome Res, 2013, 12(8): 3667-3678.

[26] Bownik A. In vitro effects of staphylococcal leukocidin LukE/LukD on the proliferative ability of lymphocytes isolated from common carp (Cyprinus carpio L.) [J]. Fish Shellfish Immunol, 2006, 20(4): 656-659.

[27] Siwicki AK, Bownik A, Prévost G, Szmigielski S, Maaczewska J, Mikulska-Skupień E. In vitro effect of staphylococcal leukocidins (LukE, LukD) on the proliferative responses of dog blood lymphocytes (Canis familiaris) [J]. Bull Vet Inst Pulawy, 2003, 47(2): 395-401.

[28] Yoong P, Torres VJ. Counter inhibition between leukotoxins attenuates Staphylococcus aureus virulence [J]. Nat Commun, 2015. doi: 10.1038/ncomms9125.

[29] Malachowa N, Kobayashi SD, Braughton KR, Whitney AR, Parnell MJ, Gardner DJ, Deleo FR. Staphylococcus aureus leukotoxin GH promotes inflammation [J]. J Infect Dis, 2012, 206(8): 1185-1193.

. LIU Qingzhong, E-mail: jiaodamedicine@foxmail.com

ResearchupdatesonleukocidinEDofStaphylococcusaureus

YANG Han, LIU Qingzhong

DepartmentofClinicalLaboratory,ShanghaiGeneralHospital,ShanghaiJiaoTongUniversity,Shanghai200080,China

As a member of bicomponent pore-forming leucocidins fromStaphylococcusaureus(S.aureus), leukocidin ED (LukED) is encoded by two linked genes (lukEandlukD), which are co-transcribed into one mRNA. LukED is found to be able to target the chemokine receptor CCR5 to kill inflammatory macrophages, T cells, and dendritic cells, or to target receptor CXCR1/2 on neutrophils, monocytes and natural killer (NK) cells to enhance pathogenicity ofS.aureusand death of the host. In addition, LukED can also lyse erythrocytes to release hemoglobin by binding to the Duffy antigen receptor for chemokines, and further promote the absorption of iron and growth of bacteria. The expression of LukED is regulated by the accessory gene regulatory-repressor of toxins (agr-rot) pathway and transcriptional regulators such as RpiRc and SpoVG. Studies show thatlukEDgenes have a high frequency inS.aureusand have a close association with bloodstream infection, impetigo and antibiotic-associated diarrhea. Progress on researches of LukED not only improves our knowledge about clinical importance and the pathogenesis ofS.aureus, but also provides insight into the development of potential novel anti-toxin drugs for the treatment ofS.aureusinfection.

Staphylococcusaureus; Virulence factor; Leukocidin ED; Anti-toxin therapy

国家自然科学基金(81371872)，上海市自然科学基金(12ZR1425000)

刘庆中

2017-05-11)