模式动物斑马鱼在肾脏疾病研究中的应用

陈朝红 综述 刘志红 审校

·基础医学·

模式动物斑马鱼在肾脏疾病研究中的应用

陈朝红 综述 刘志红 审校

斑马鱼的肾单位结构、功能和分子组成与高等哺乳动物后肾高度保守，已广泛应用于肾脏领域的研究。本文将介绍斑马鱼肾脏的基本生物学特征，阐述斑马鱼在肾脏发育及多种肾脏疾病中的应用。斑马鱼模型适合于多重基因编辑及高通量基因功能筛查，在功能基因组学研究中极具前景。

斑马鱼 肾脏发育 肾脏疾病 足细胞 急性肾损伤

斑马鱼是近年发展的脊椎动物模式生物,兼具“ 大 ” (小鼠 )和“ 小 ”(酵母、 线虫和果蝇 )模式生物的综合优势，被视为连接非脊椎动物 (小模式生物体 )和哺乳动物(大模式生物 )的“桥梁”。斑马鱼体型小，易于饲养维护；产卵量大,生长快,适合于高通量基因功能筛查，是功能基因组学研究的重要工具。斑马鱼肾脏在结构、功能和分子组成上均与人类肾脏相似，且斑马鱼具有独特的生理特征,如体外受精和体外发育,胚胎透明等,为人类肾脏发育和肾脏疾病的研究提供可视化窗口[1]。

本文就近年来斑马鱼在肾脏领域研究中的应用作一综述，重点阐释斑马鱼在肾脏发育、肾小球疾病、急性肾损伤(AKI)和肾脏再生、多囊性肾病等领域中的应用及进展。

斑马鱼在肾脏发育研究中的应用

从鱼类到哺乳动物，肾脏发育均起源于中胚层。哺乳动物的肾脏发育经历前肾、中肾和后肾三个阶段，前肾和中肾是哺乳动物胚胎时期的暂时器官，作为后肾分化的前驱阶段，它们出现不久即逐渐退化，只有后肾继续发育成体内永久性的泌尿器官。斑马鱼的肾脏发育经历前肾和中肾两个阶段，其肾单位与哺乳动物/人类的后肾在结构和功能上非常相似。前肾是斑马鱼胚胎和幼鱼阶段的功能性泌尿器官，受精后80h(80hpf)发育成熟，由起源于鱼体两侧条状胚层的肾祖细胞分化形成两个肾单位，两个肾单位前端的肾小球在第3体节处背主动脉腹侧融合，余下的中胚层细胞经历间充质上皮细胞转分化(MET)，向后形成肾小管和导管，共同开口于泄殖腔(图1)。溶质转运蛋白编码基因的表达谱分析结果显示，斑马鱼前肾肾单位有8个功能区，与哺乳动物后肾相似，从头部向尾部，依次为肾小球、颈部(球管连接部)、近曲小管、近直小管、远端小管前段、斯坦尼氏小体(CS)、远端小管后段和前肾导管[2]。中肾肾单位在受精后12～14dpf开始形成,前肾随之在30～60dpf退化。中肾发育成熟后，后续生命过程中还会不断有新的肾单位产生，以适应体重增加和损伤后修复的需要[3]。

图1 斑马鱼前肾发育过程红色代表间介中胚层,蓝色代表前肾上皮结构；12 hpf：受精后12h

由于哺乳动物胚胎于体内发育，肾脏结构复杂，难以研究，人们对于肾脏发生和肾单位结构分段的过程和机制了解较少。斑马鱼肾脏结构和功能与人肾脏高度保守，近年来通过对斑马鱼肾脏发育的研究，发现pax2a、pax8，wt1a/b、irx3b等转录因子和视黄酸信号通路在肾脏发育和肾单位节段化形成过程中具有重要作用[4]。

pax (paired box)是一类控制器官发育的基因家族，其中pax2a与肾脏发育关系密切。斑马鱼5～15体节期的前肾祖细胞区表达pax2a和pax8。研究显示pax2a在斑马鱼肾脏球管连接部，即颈部发育形成中发挥了重要作用，诱导间质向成熟上皮细胞转化。在pax2a基因突变的斑马鱼模型中，pax2a的功能缺失导致胚胎异位表达WT1于原颈部区域的小管细胞，导致这些细胞不表达小管上皮细胞的标志物Na+/K+ATP酶蛋白，而是表达足细胞分化标志物——血管内皮生长因子α(VEGF-α)，显示足细胞和颈部小管细胞定向发育异常。这一发现提示pax2a与WT1相互制衡，分别诱导肾祖细胞特异性向肾小管细胞和足细胞定位及分化[5]。近期研究发现，ponzr1(plac8 onzin related protein 1)是重要的pax2a调节子之一。ponzr1是正向遗传技术筛选出的与斑马鱼器官发生密切相关基因。在斑马鱼胚胎发育过程中，ponzr1表达于前肾和咽弓。吗啉基(Morpholino)特异性抑制ponzr1后，24hpf斑马鱼在鱼体中线区域异位表达pax2a，中线区域细胞同时表达WT1a和nphs2，导致足细胞分化异常，斑马鱼不能发育形成功能性肾小球[6]。上述研究进一步显示了pax2a的表达和分布对于足细胞和颈部细胞正常发育的重要作用。

视黄酸在脊椎动物生长、发育和细胞分化，尤其是胚胎发育过程中有重要作用，调节脊椎动物胚胎发生过程中多器官形成。视黄酸的合成与代谢受到酶的调节，摄入的维生素A(视黄醇)经视黄醇脱氢酶氧化为视黄醛，再经视黄醛脱氢酶(aldhs)氧化为视黄酸。Cheng等发现[7]，视黄酸合成酶aldh2缺失的突变斑马鱼模型或视黄酸合成抑制剂-二乙基氨基苯(DEAB)作用的胚胎，肾小球足细胞和近端肾小管发育阻滞，外源性给予视黄酸可逆转损伤，提示视黄酸信号在诱导足细胞和近端小管分化中的作用。de Groh等[8]研究发现，2hpf斑马鱼胚胎经组蛋白去乙酰化酶(HDAC)抑制剂PTBA、PBA或TSA作用，可剂量依赖性诱导肾祖细胞增加，在显性负性(dorminant-negative)视黄酸受体突变斑马鱼模型中，视黄酸信号通路的阻断可拮抗组蛋白去乙酰化酶(HDAC)抑制剂对肾祖细胞的效应，提示视黄酸信号通路介导了组蛋白去乙酰化酶(HDAC)对肾祖细胞分化发育的影响。

斑马鱼模型在肾小球疾病研究中的应用

肾脏的发育和行使功能需要固有细胞协调作用。足细胞在肾小球毛细血管袢的形成中发挥了至关重要的作用。斑马鱼前肾足细胞表达VEGF和血管生成素2，趋化表达VEGF受体和内皮细胞早期分化标志物FIK-1的内皮细胞进入肾小球上皮细胞区域，形成毛细血管袢。floating head基因突变的斑马鱼胚胎背主动脉缺失，导致从动脉分枝的新生肾小球的血管结构缺失，该突变体的足细胞持续表达WT1和VEGF，可趋化邻近静脉Flk-1阳性内皮细胞，形成功能性肾小球。血流剪切力、细胞外基质成分异常也在毛细血管袢形成起关键作用。在心肌细胞L型钙通道基因突变体中，斑马鱼心脏功能异常导致血流缺失，肾小球不能形成毛细血管袢结构。内皮细胞基质金属蛋白酶2表达缺失，或体内注射金属蛋白酶抑制剂同样导致毛细血管袢结构异常。

蛋白尿和肾病综合征动物模型在肾小球疾病发病机制和筛选靶向治疗药物的研究中必不可少。阿霉素和嘌呤霉素肾病小/大鼠模型是经典的啮齿类肾病模型。研究人员试图用阿霉素和嘌呤霉素作用斑马鱼肾脏，观察其对斑马鱼肾脏的影响。由于高剂量阿霉素有心脏毒性，Zennaro等[9]用低浓度阿霉素(10～20 μmol/L)作用9hpf斑马鱼胚胎48h，胚胎出现心包水肿，足细胞nephrin、WT1的表达减少，电镜下足突融合，70 kD葡聚糖排出率增出，显示肾小球滤过膜损伤。但上文已提到，前肾在80hpf才发育成熟，Zennaro等[9]的研究反映了阿霉素对肾脏发育的影响，我们的实验显示低浓度阿霉素(10～20 μmol/L)对80hpf的斑马鱼前肾功能没有影响。

Hentschel等[10]注射250～350 mg/kg氨基核苷嘌呤霉素于80hpf斑马鱼胚胎的心脏静脉窦，胚胎在注射后18h(18 dpi)即出现心包和眼周水肿，并随着时间的延长进一步加重，伴足突融合。肾小球对荧光标记70 kD 葡聚糖(dextran)排除实验显示，嘌呤霉素能够加速血管内70 kD dextran的排除，注射后24h时，心脏和视网膜血管内的荧光信号较正常对照显著减弱，同时近端肾小管出现荧光信号的聚集。但嘌呤霉素模型需将1～5 nl药物注入斑马鱼胚胎心脏，药物剂量不易控制，对胚胎损伤性大。

足细胞是维持肾小球滤过膜结构和功能完整的主要细胞之一，足细胞损伤与蛋白尿水平和肾小球硬化密切相关。Zhou等[11]和Huang等[12]构建了可诱导性损伤足细胞的转基因斑马鱼模型(pod:NTR-mCherry)，该转基因斑马鱼足细胞上高表达硝基还原酶(pod:NTR-mCherry)，在含有甲硝唑(MTZ)的溶液中时，硝基还原酶将甲硝唑的硝基还原为具有细胞毒性的氨基代谢物，特异性诱导表达硝基还原酶的足细胞损伤，斑马鱼出现严重足突融合，足细胞凋亡，随着肾小球滤过屏障破坏，斑马鱼出现蛋白尿，眼周和心包水肿。这些表型与足细胞损伤的啮齿类动物模型和人类肾病综合征患者表型高度一致，进一步支持了斑马鱼作为肾病动物模型的有效性。斑马鱼循环中不含白蛋白，Zhou等[11]建立了肝脏特异性表达维生素D结合蛋白(VDBP)转基因斑马鱼(l-fabp:VDBP-GFP)模型，使肝细胞特异性表达分泌VDBP。VDBP与白蛋白有相同的肝脏合成模式，分子量和电荷与白蛋白也相似，该转基因模型可用于肾小球屏障功能和蛋白尿测定与评估。

应用podocin启动子驱动的转录激活蛋白/上游激活序列(Gal4/OAS)系统，我们在斑马鱼足细胞上特异性高表达生长抑制与DNA损伤基因45b(gadd45ba/b)，利用足细胞可诱导性斑马鱼损伤模型和VDBP转基因斑马鱼，发现足细胞上高表达gadd45b能够显著加重MTZ诱导的足细胞损伤，gadd45ba/b转基因鱼的眼周和心包水肿发生率、蛋白尿水平均显著高于野生型斑马鱼,电镜下足突融合显著。活性caspase3染色结果显示，gadd45b转基因鱼发生凋亡的足细胞数显著高于非转基因鱼。Morpholino抑制斑马鱼gadd45ba/b基因表达，则MTZ诱导的斑马鱼水肿发生率和蛋白尿水平显著降低[13]。

Gee等[14]应用外显子测序和纯合子定位技术(homozygosity mapping and whole-exome sequencing)发现上皮膜蛋白2突变(EMP2)单基因突变可致肾病综合征。Wan等[15]应用基因组编辑核酸酶TALEN技术在对斑马鱼EMP2突变体的研究中，发现emp2缺失可上调肾小球内窖蛋白1(Caveolin-1)的表达，并加重MTZ诱导的NTR转基因鱼的损伤。在足细胞上特异性高表达窖蛋白1，能够重现emp2斑马鱼突变体的表型，激素类药物能减少Caveolin-1基因在足细胞中的表达，进而改善emp2突变体中足细胞损伤和蛋白尿。提示Caveolin-1基因可能是一个新的治疗肾病综合征和足细胞损伤的药物靶点。

在组学时代，肾小球滤过屏障功能或蛋白尿发生相关的基因不断被发现。通过morpholino瞬时抑制斑马鱼基因表达，研究人员相继发现核孔蛋白107(Nucleoporin 107 kD，NUP107)[16]，KANK(KN Motif And Ankyrin Repeat Domains)[17],TMEM234(Transmembrane Protein 234)[18]，鼠双微体2(Murine double minute-2，MDM2)[19]，发动蛋白2 (dynamin2)[20]，Rho-GTPase 结合蛋白 IQGAP2(IQ Motif Containing GTPase Activating Protein 2)[21]，载脂蛋白L1(APOL1)[22]，ADCK4(AarF Domain Containing Kinase 4)[23]，ARHGDIA[Rho GDP Dissociation Inhibitor (GDI) Alpha][24]，Fan1(FANCD2/FANCI-Associated Nuclease 1)等基因缺失可模拟人类肾病表型。Morpholino的结果还需要在斑马鱼基因突变体中进一步验证，Sanger 斑马鱼基因组突变计划显示，只有约20% morpholino表型可在突变体中得到证实[25]。得益于CRISPR/Cas9等基因组编辑技术的进步，研究人员能够更加迅速且准确地编辑基因靶标，上述应用显示斑马鱼模型是强大的高通量基因功能筛选评价平台。

斑马鱼在AKI和肾脏再生研究中的应用

AKI是一种常见的临床综合征。Hentschel等[26]首次建立了斑马鱼AKI模型，应用庆大霉素或顺铂注射50hpf或72hpf的斑马鱼胚胎的心脏静脉窦，可剂量依赖性诱导斑马鱼模型出现眼周和心包水肿，肾小球和肾小管扩张，随后脱落的上皮细胞堵塞管腔，造成梗阻；超微结构可观察到肾小管上皮细胞内溶酶体增加，这是氨基糖甙类药物肾损伤的典型病理特征。在庆大霉素肾损伤斑马鱼血管内注入菊粉或10 kD荧光素标记葡聚糖，可发现斑马鱼菊粉清除率和近端肾小管重吸收葡聚糖能力明显减弱，庆大霉素诱导的上述斑马鱼肾损伤表型与人AKI的临床表现相似。

Kramer-Zucker等[27]用尖头镊物理压迫斑马鱼泄殖腔，观察机械性梗阻对斑马鱼胚胎肾小管损伤作用，肾小管液流受阻后，30 min内肾囊肿形成，囊性扩张的肾小管和肾导管恰位于机械阻塞点前端。进一步的工作显示，这类阻塞性囊肿的形成和纤毛摆动率增加与foxj1a基因表达升高有关。foxj1a作为FOX家族的成员之一，其编码的转录因子在纤毛生成的调控中发挥重要作用，在形成囊肿的局部肾小管上皮细胞中，可检测到foxj1a的表达上调。

Johnson等[28]利用激光烧蚀法建立斑马鱼AKI模型。荧光标记的低分子葡聚糖注入斑马鱼胚胎后，被近端肾小管上皮细胞通过内吞作用吸收，由于斑马鱼胚胎的光学透明性，通过荧光显像，可在显微镜下定位近端小管上皮细胞，通过脉冲式激光系统，针对性地对一侧肾单位的上皮细胞进行消融，对侧完好的肾单位可以作为损伤对照，同时也保留了部分肾功能，对胚胎的损伤小。

目前，人们对AKI损伤后肾单位再生情况所知甚少。肾损伤分子1(KIM-1)是T细胞免疫球蛋白及黏蛋白域分子4(TIMD4)和甲型肝炎病毒的膜受体，在急性和慢性肾损伤情况下，近曲小管KIM-1表达上调。斑马鱼的KIM家族包含KIM-1，KIM-3和KIM-4。Yin等[29]研究显示，持续的KIM-1表达可通过mTOR通路导致斑马鱼慢性肾损害。庆大霉素诱导的斑马鱼肾脏急性损伤中，KIM-1表达明显上调，并且伴斑马鱼的生长抑制，斑马鱼肾小管组成型或诱导性表达Kim-1可致小管刷状缘脱落，GFR降低，心包水肿，鱼生长减缓和死亡率增加。由于KIM-1表达可激活哺乳动物雷帕霉素靶蛋白(mTOR)通路，研究人员应用雷帕霉素抑制mTOR信号通路可明显提高斑马鱼模型的生存率。

视黄酸已应用于AKI模型的治疗，可减组织损伤和纤维化，但具体机制不明，Chiba等[30]发现在小鼠和斑马鱼AKI模型中，视黄酸信号通路被激活，激活的视黄酸信号可影响M1和M2型巨噬细胞平衡。M1型巨噬细胞参与促炎反应，且在宿主防御细菌和病毒感染中发挥核心作用。M2巨噬细胞与抗炎反应、组织重构、纤维化及肿瘤疾病发展相关。AKI后局部视黄酸表达上调可抑制M1型促炎巨噬细胞，减轻AKI后巨噬细胞依赖的炎性损伤；同时活化M2型巨噬细胞，促进组织修复。因为视黄酸信号在肾脏发育中起重要作用，而在发育成熟的肾脏表达量低，这一发现提示胚胎发育相关信号通路参与AKI后的组织修复。

斑马鱼在囊性肾病发病机制及治疗中的应用

囊性肾病是最普遍的人类遗传性疾病之一。常染色体显性多囊肾(ADPKD)的致病基因有多囊蛋白1(PKDl)和多囊蛋白2(PKD2)。常染色体隐性多囊肾(ARPKD)的致病基因为PKHDJ。这3种基因编码的蛋白均位于肾小管上皮细胞的初级纤毛内，提示纤毛结构、功能异常可能是囊肿形成的共同通路。纤毛是以微管为结构基础的细胞表面突起。在纤毛的生成阶段，轴丝从纤毛的底部向远端生长，由于纤毛自身没有合成蛋白的能力，纤毛必须将细胞浆内产生的蛋白从纤毛的底部转运到纤毛的顶部，同时，将细胞生存内环境的外界信息或者物质从纤毛顶部转运到纤毛的底部，这就使纤毛拥有正向转运和逆向转运的功能。纤毛行使双向转运功能的物质基础就是细胞纤毛内转运蛋白(IFT)。IFT表达异常与肾囊肿的发生密切相关。如IFT46是纤毛转运体的核心组成部分，参与所有类型纤毛的形成。Lee等[31]用morpholino 抑制斑马鱼ift46表达，可引起斑马鱼身体向腹部弯曲弯曲、肾囊肿，心包水肿和视网膜发育异常等典型的纤毛病表型，其他类型的IFT，如IFT54[32]，IFT57，IFT81和IFT172等功能异常也可导致相同表型的病变[33]。

在常染色体显性多囊肾病(ADPKD)中，PKD2基因突变可导致囊性纤维化转膜传导调节因子(CFTR)激活。CFTR是一个由1 480个氨基酸组成的跨膜蛋白，主要参与膜内外氯离子运输。CFTR介导离子和体液分泌入囊腔，导致囊肿不断扩大。Roxo-Rosa等[34]应用斑马鱼枯否氏囊(Kupffer’s vesicle)这一在体模型研究PKD2对CFTR的作用。枯否氏囊是一个充满液体的囊状器官，内衬表达CFTR和多囊蛋白-2的上皮细胞。枯否氏囊源自聚集于尾芽处的背部前驱细胞(DFCS)，短暂存在于斑马鱼胚胎早期(约14 hpf)，后期发育成体腔。PKD2 morphant 可使KV体积明显增大，CTFR抑制剂(ouabain或CFTRinh-172)可以抑制囊腔的扩大，而CTFR激动剂(forskolin和IBMX)则能使囊腔的体积进一步扩大，显示KV囊腔的扩大依赖于CTFR的活性。这一研究揭示了CTFR在多囊肾进展中的重要作用，同时提出了多囊肾病的体内研究模型，由于斑马鱼胚胎的透明性，可实时观察和测量囊腔的体积，为多囊肾的研究提供了一个潜在的工具。

展 望

斑马鱼肾脏的分子组成、结构和功能与高等哺乳动物后肾高度保守，是连接体外细胞研究模型和传统的啮齿类动物模型的“桥梁”。斑马鱼已用于正向和反向遗传学技术分析影响肾脏发育和疾病的基因及其功能，还包括药物筛选等。在组学时代，与肾小球滤过屏障功能或蛋白尿相关的基因不断被发现。较之小鼠模型，斑马鱼卵的体外受精可人为控制，斑马鱼卵的基因敲除敲入较小鼠易于操作，适合于多重复杂基因操作以及高通量基因功能筛查，是一种极具前景的动物模型，将在肾脏病发育、疾病研究和治疗药物的筛选中发挥重要作用。

1 Boucher RC,Zhou W.Zebrafish Models of podocytopathies∥ZH Liu,JC He.Podocypathy.Contrib Nephrol.Basel:Karger,2014:224-234.

2 Desgrange A,Cereghini S.Nephron Patterning:Lessons from Xenopus,Zebrafish,and Mouse Studies.Cells,2015,4(3):483-499.

3 Zhou W,Boucher RC,Bollig F,et al.Characterization of mesonephric development and regeneration using transgenic zebrafish.Am J Physiol Renal Physiol,2010,299(5):F1040-1047.

4 McCampbell KK,Wingert RA.New tides:using zebrafish to study renal regeneration.Transl Res,2014,163(2):109-122.

5 Majumdar A,Lun K,Brand M,et al.Zebrafish no isthmus reveals a role for pax2.1 in tubule differentiation and patterning events in the pronephric primordia.Development,2000,127(10):2089-2098.

6 Bedell VM,Person AD,Larson JD,et al.The lineage-specific gene ponzr1 is essential for zebrafish pronephric and pharyngeal arch development.Development,2012,139(4):793-804.

7 Cheng CN,Wingert RA.Nephron proximal tubule patterning and corpuscles of Stannius formation are regulated by the sim1a transcription factor and retinoic acid in zebrafish.Dev Biol,2015,399(1):100-116.

8 de Groh ED,Swanhart LM,Cosentino CC,et al.Inhibition of histone deacetylase expands the renal progenitor cell population.J Am Soc Nephrol,2010,21(5):794-802.

9 Zennaro C,Mariotti M,Carraro M,et al.Podocyte developmental defects caused by adriamycin in zebrafish embryos and larvae:a novel model of glomerular damage.PLoS One,2014,9(5):e98131.

10 Hentschel DM,Mengel M,Boehme L,et al.Rapid screening of glomerular slit diaphragm integrity in larval zebrafish.Am J Physiol Renal Physiol,2007,293(5):F1746-1750.

11 Zhou W,Hildebrandt F.Inducible podocyte injury and proteinuria in transgenic zebrafish.J Am Soc Nephrol,2012,23(6):1039-1047.

12 Huang J,McKee M,Huang HD,et al.A zebrafish model of conditional targeted podocyte ablation and regeneration.Kidney Int,2013,83(6):1193-1200.

13 Chen Z,Wan X,Hou Q,et al.GADD45B mediates podocyte injury in zebrafish by activating the ROS-GADD45B-p38 pathway.Cell Deah Dis,2016,7:e2068.

14 Gee HY,Ashraf S,Wan X,et al.Mutations in EMP2 cause childhood-onset nephrotic syndrome.Am J Hum Genet,2014,94(6):884-890.

15 Wan X,Chen Z,Choi WI,et al.Loss of Epithelial Membrane Protein 2 Aggravates Podocyte Injury via Upregulation of Caveolin-1.J Am Soc Nephrol,2015.

16 Miyake N,Tsukaguchi H,Koshimizu E,et al.Biallelic Mutations in Nuclear Pore Complex Subunit NUP107 Cause Early-Childhood-Onset Steroid-Resistant Nephrotic Syndrome.Am J Hum Genet,2015,97(4):555-566.

17 Gee HY,Zhang F,Ashraf S,et al.KANK deficiency leads to podocyte dysfunction and nephrotic syndrome.J Clin Invest,2015,125(6):2375-2384.

18 Rodriguez PQ,Oddsson A,Ebarasi L,et al.Knockdown of Tmem234 in zebrafish results in proteinuria.Am J Physiol Renal Physiol,2015,309(11):F955-966.

19 Thomasova D,Bruns HA,Kretschmer V,et al.Murine Double Minute-2 Prevents p53-Overactivation-Related Cell Death (Podoptosis) of Podocytes.J Am Soc Nephrol,2015,26(7):1513-1523.

20 Schiffer M,Teng B,Gu C,et al.Pharmacological targeting of actin-dependent dynamin oligomerization ameliorates chronic kidney disease in diverse animal models.Nat Med,2015,21(6):601-609.

21 Sugano Y,Lindenmeyer MT,Auberger I,et al.The Rho-GTPase binding protein IQGAP2 is required for the glomerular filtration barrier.Kidney Int,2015,88(5):1047-1056.

22 Anderson BR,Howell DN,Soldano K,et al.In vivo Modeling Implicates APOL1 in Nephropathy:Evidence for Dominant Negative Effects and Epistasis under Anemic Stress.PLoS Genet,2015,11(7):e1005349.

23 Ashraf S,Gee HY,Woerner S,et al.ADCK4 mutations promote steroid-resistant nephrotic syndrome through CoQ10 biosynthesis disruption.J Clin Invest,2013,123(12):5179-5189.

24 Gee HY,Saisawat P,Ashraf S,et al.ARHGDIA mutations cause nephrotic syndrome via defective RHO GTPase signaling.J Clin Invest,2013,123(8):3243-3253.

25 Kok FO,Shin M,Ni CW,et al.Reverse genetic screening reveals poor correlation between morpholino-induced and mutant phenotypes in zebrafish.Dev Cell,2015,32(1):97-108.

26 Hentschel DM,Park KM,Cilenti L,et al.Acute renal failure in zebrafish:a novel system to study a complex disease.Am J Physiol Renal Physiol,2005,288(5):F923-929.

27 Kramer-Zucker AG,Olale F,Haycraft CJ,et al.Cilia-driven fluid flow in the zebrafish pronephros,brain and Kupffer′s vesicle is required for normal organogenesis.Development,2005,132(8):1907-1921.

28 Johnson CS,Holzemer NF,Wingert RA.Laser ablation of the zebrafish pronephros to study renal epithelial regeneration.J Vis Exp,2011,(54):pii 2845.

29 Yin W,Naini SM,Chen G,et al.Mammalian Target of Rapamycin Mediates Kidney Injury Molecule 1-Dependent Tubule Injury in a Surrogate Model.J Am Soc Nephrol,2015.

30 Chiba T,Skrypnyk NI,Skvarca LB,et al.Retinoic Acid Signaling Coordinates Macrophage-Dependent Injury and Repair after AKI.J Am Soc Nephrol,2015,27(2):495-508.

31 Lee MS,Hwang KS,oH HW,et al.IF T46 plays an essential role in cilia development.Dev Biol,2015,400(2):248-257.

32 Bizet AA,Becker-Heck A,Ryan R,et al.Mutations in TRAF3IP1/IFT54 reveal a new role for IFT proteins in microtubule stabilization.Nat Commun,2015,6:8666.

33 Sun Z,Amsterdam A,Pazour GJ,et al.A genetic screen in zebrafish identifies cilia genes as a principal cause of cystic kidney.Development,2004,131(16):4085-4093.

34 Roxo-Rosa M,Jacinto R,Sampaio P,et al.The zebrafish Kupffer′s vesicle as a model system for the molecular mechanisms by which the lack of Polycystin-2 leads to stimulation of CFTR.Biol Open,2015,4(11):1356-1366.

(本文编辑 青 松 加 则)

Zebrafish as a genetic system for studying kidney development and kidney diseases

CHENZhaohong，LIUZhihong

NationalClinicalResearchCenterofKidneyDiseases,JinlingHospital,NanjingUniversitySchoolofMedicine,Nanjing210016,China

Zebrafish has emerged as a new vertebrate model system for kidney research. Zebrafish kidney is structurally, molecularly and functionally conserved, and the rendering zebrafish is a valuable and relevant model for studying kidney development and diseases. In this paper, the biological characteristics of zebrafish kidney, as well as its potential model for human kidney development and diseases are reviewed. At last, the prospects of zebrafish in functional genomics research are also discussed.

zebrafish nephrogenesis kidney disease podocyte acute kidney disease

10.3969/cndt.j.issn.1006-298X.2016.02.013

国家重点基础研究发展计划(2012CB517606)，国家自然科学基金(81470943)

南京军区南京总医院肾脏科 国家肾脏疾病临床医学研究中心 全军肾脏病研究所(南京，210016)

2015-12-14