梁 峰 王 莉,2 夏保密 宋兆齐,2 张淑红,2 刘秀花,2
(1.商丘师范学院 生物精炼河南省工程实验室,河南 商丘 476000;2.商丘师范学院 生命科学学院,河南 商丘 476000)
微生物油脂(microbial oils)又称单细胞油脂(single cell oil,SCO),是由酵母、霉菌、细菌和藻类等微生物在一定条件下利用碳水化合物合成的一类物质。微生物油脂主要是由不饱和脂肪酸(PUFAs)组成的甘油三酯(TAG),在脂肪酸组成上与植物油(如菜籽油、棕榈油、大豆油等)相似。如果油脂积累量超过细胞总量的20%,即称为产油微生物[1]。微生物油脂的研究和开发,不仅丰富了传统的油脂工业技术,而且是工业化生产油脂的一个重要途径[2]。
目前,能够被用来生产油脂的微生物种类有酵母菌、霉菌、细菌和藻类等,其中以霉菌和藻类的真核生物居多。霉菌中脂肪酸类型要比酵母菌丰富,并含有丰富的γ-亚麻酸、花生四烯酸等多种不饱和脂肪酸[3]。同时,霉菌可以利用秸秆、食品工业废弃物等纤维素物质,分解产生单糖,并以此作为合成油脂的原料。在人口快速增长的情况下,研究并优化霉菌的产油条件,确定最经济高效的葡萄糖培养浓度,对于开辟新油源—微生物油脂具有重要的理论和实际意义[4]。
本实验所用的常现青霉P1(Penicillium flavidorsum)、土壤青霉P3(Penicillium terrestre)、绿色木霉L1(Trichoderma viride)、红色脉孢霉H1(Neurosporspp)均由本实验室收集保藏。
GMY 培养基[5]:磷酸二氢钾8g,硫酸镁0.5g,酵母提取 物3g,葡 萄 糖40g,水1L 调 至PH,5.5。GMY40、GMY60、GMY80、GMY100、GMY120(每升GMY 发酵液中葡萄糖的含量分别为40g、60g、80g、100g、120g),则发酵液中葡萄糖浓度分别为:4%、6%、8%、10%、12%。在115℃条件下高压蒸汽灭菌30min。
吸取1ml 无菌水,分别注入斜面培养的四株霉菌试管中,吹打,晃动试管;将孢子液吸到1.5ml 的离心管中,反复吹打,使孢子充分分散;用血球计数板进行孢子计数,若孢子浓度过高,则需要倍比稀释,最终保证每100ml发酵液的接种量为108个孢子[6]。在无菌条件下,分别接种P1、P3、L1、H1的孢子悬液于GMY40、GMY80、GMY120的发酵液中,在30℃、225r/min的条件下摇床培养3天,每隔24h进行定性定量检测,跟踪观察4天。
采用苏丹黑染色方法进行染色,并通过显微镜拍照获得霉菌在不同培养时间积累油脂滴的状况[7]。
每隔24h,利用真空水循环式抽滤泵,过滤收集菌丝体,再用真空冻干机冻干[8]。恒重后,得到菌体和称量瓶的总重m2;在收集菌体前,先恒重称量瓶,计为m1。那么,菌体的生物量M=m2-m1。
在接种前,先用阿贝折射仪检测发酵液中初始糖含量,计为W1。在培养至1d、2d、3d、4d 时,分别吸取发酵液,利用阿贝折射仪检测发酵液中残余糖含量,计为W2。那么,消耗的葡萄糖量为:mG(消耗糖量)=W1-W2;葡萄糖转化为生物量的效率(%)=mb(生物量)/mG(消耗糖量)×100%[9]。
油脂能溶于有机溶剂如乙醚、石油醚等,且有机溶剂具有易挥发性。索氏抽提器可以进行回流蒸发和蒸馏,反复抽提样品中的油脂[10]。菌体烘干,研磨粉碎后取一定重量的干菌体粉末用滤纸包好,放入索氏抽提器的提取管中,以30~60℃沸程的乙醚为抽提剂,取下抽提瓶,在80℃水浴中挥发掉残留石油醚,再置于95~105℃烘箱中烘干,准确称量粗油脂重量(m)[11-13]。
油脂含量(%)=m(油脂量)/M(生物量)×100%。
培养3d,收获菌体,烘干后,利用索氏抽提法提取油脂,计算油脂产量(g/L)变化见表1。随着葡萄糖浓度的升高,四株霉菌的油脂产量逐渐减小,在4%的糖浓度下积累的油脂量最多。其中,L1的油脂产量最大。
表1 四株霉菌的油脂产量(g/L)及细胞油脂含量(%)
表1所示四株霉菌的油脂含量M(%)变化,可知,L1、P1、P3菌株在葡萄糖浓度为4%的发酵液中,油脂含量较高;H1 菌株在葡萄糖浓度为8%的发酵液中,油脂含量较高。L1 菌株油脂含量却最高,说明L1 合成油脂的能力最大。L1 和P1 菌体积累的油脂量与生物量呈正比,随着糖浓度的升高,生物量逐渐降低,油脂量也逐渐降低;P3 在4%的浓度下菌体合成油脂的能力最大;H1 在8%的糖浓度下积累的生物量较少,但合成油脂的能力却相对较大,与相关报道一致[14]。
图1 四株霉菌利用葡萄糖转化为油脂的效率
如图1 所示不同霉菌葡萄糖-油脂的转化率(%)差异。随着葡萄糖浓度的升高,四株霉菌的葡萄糖-油脂转化率均呈现降低趋势;在葡萄糖浓度为4%的发酵液中,L1菌株的葡萄糖-油脂转化率最高。随着葡萄糖浓度升高,霉菌转化糖的能力却下降,消耗的糖并没有转化为更多的油脂和生物量,而是被呼吸作用消耗掉。
2.2.1 L1在不同糖浓度下积累生物量的能力。为了确定最经济高效的葡萄糖浓度,使霉菌具有最佳的油脂合成能力,在葡萄糖浓度分别为4%、6%、8%、10%、12%的发酵液中,培养L1,进行形态学观察和定性定量检测。在1d、2d、3d、4d 时,分别收获菌体,干燥后恒重,测定生物量(g),如图2所示。
图2 L1在不同葡萄糖浓度条件下的生物量
从图4 可知,在葡萄糖浓度为4%的发酵条件下,L1菌体的生物量较大;在12%的糖浓度下,L1 的生物量最小;随着发酵时间的延长,菌体的生物量逐渐增加;在4d时,L1积累的生物量达到最大值。
2.2.2 菌体L1 在不同糖浓度条件下葡萄糖消耗差异。分别在1d、2d、3d、4d 时,吸取发酵液,测得残糖量,并计算L1在不同糖浓度下消耗的葡萄糖量,如图3所示。
图3 L1在不同糖浓度下消耗的葡萄糖量
由图3可知,随着发酵液中糖浓度的增加、培养时间的延长,L1 消耗的葡萄糖量也在增加。在4d 时,消耗糖最多,且L1在含糖量为8%、10%、12%的发酵液中消耗的糖量几乎持平。
图4 L1利用葡萄糖转化为生物量的效率
从图4可知,随着发酵液中葡萄糖浓度的增加,L1对葡萄糖-生物量的转化率逐渐减小。在葡萄糖浓度为4%时,L1 利用葡萄糖转化为生物量的效率最大。在3d 以后,糖浓度10%、12%的发酵液中,L1 对糖的转化率几乎持平。糖含量越高,L1消耗的葡萄糖量越多,积累的生物量却减少,说明L1只能利用一部分葡萄糖积累生物量。
2.2.3 不同糖浓度L1脂肪积累的差异。分别在培养1d、2d、3d、4d时,获得干菌体,利用索氏抽提法,得到L1在不同葡糖糖浓度条件下的油脂产量(g/L),如表2所示。
表2 L1的油脂产量(g/L)和细胞含油量
由表2可知,随着葡萄糖浓度的增加,L1菌体的油脂产量逐渐降低;随着培养时间的延长,油脂产量逐渐增加。在4d时,L1在葡萄糖浓度为4%的发酵条件下,具有最高的油脂产量。在3d 以后,L1 在糖浓度为6%、8%、10%的条件下油脂产量几乎持平,油脂积累已经达到最大值。在12%的糖浓度下,L1 的油脂产量在3d 最大,而在4d有所下降,油脂被分解消耗掉。随着培养时间的延长,油脂含量先升高后降低,在3d 时达到最大值,为38.62%。L1的油脂产量与生物量呈正比,随葡萄糖浓度的升高而降低,在高浓度的葡萄糖条件下油脂含量反而不高。
图5 L1利用葡萄糖转化为油脂的效率
由图5可知,随着葡萄糖浓度的升高,L1菌株利用葡萄糖转化为油脂的效率逐渐降低。在葡糖糖浓度为4%的发酵条件下,L1消耗较少的葡萄糖却产生较多的油脂,转化率最大。葡萄糖浓度越高,转化为油脂的效率却越低,说明高浓度的葡萄糖会抑制油脂的合成,大量的葡萄糖通过呼吸作用而消耗。
2.2.4 菌体L1 的细胞内油脂滴连续变化。葡萄糖浓度为4%、6%、8%、10%、12%发酵条件下,分别在1d、2d、3d、4d时,对L1的菌丝体进行苏丹黑染色。镜检结果如图6 所示。由图6 可知,在相同的发酵时间,葡萄糖浓度越高,L1菌体积累的油脂滴密度越低,含量越少。随着培养时间的延长,L1积累的油脂逐渐增多,在4d时,油脂滴变大数目变小。在4%的糖浓度条件下,油脂滴密度较大,含量较多。说明高浓度的葡萄糖反而不利于油脂的积累,甚至会抑油脂的合成能力。
图6 L1在不同葡萄糖浓度下的油脂滴染色结果
本研究应用细胞形态学和细胞化学染色方法对霉菌进行跟踪观察,探究不同葡萄糖浓度的发酵条件对霉菌产油能力的影响。综上所述,葡萄糖浓度会明显影响霉菌的生物量、油脂积累量和葡萄糖转化率。随着葡萄糖浓度的升高,霉菌消耗的葡萄糖量逐渐增大,而霉菌的生物量并不一定增加;葡萄糖浓度越高,利用葡萄糖增加生物量和产生油脂的能力受到限制,大量的葡萄糖通过呼吸作用而被消耗,造成资源和能源的浪费。当培养基初始葡萄糖浓度过高,会出现明显的抑制作用,这可能是由于培养基的渗透压力随浓度的升高而增加,而到后期葡萄糖被消耗,渗透压的剧烈改变使菌体细胞不能耐受,导致菌体不能正常生长,继而影响代谢水平,造成发酵周期延长、产率降低。葡萄糖浓度过高会导致菌体自身的代谢非常旺盛,细胞内产生大量的有机酸,影响到微环境的pH,葡萄糖的代谢产物也会抑制其他产物的合成。
通过对不同葡萄糖浓度条件下,四株霉菌的生长状况和产油情况进行定性、定量分析,可以得出以下结论:四株霉菌中,L1的产脂能力最高;L1在葡萄糖浓度为4%的发酵条件下,油脂产量最佳为2.598g/L,油脂含量为38.62%,具有最大的油脂合成能力,且较低浓度时油脂积累较好,预示工业发酵可采用流加的工艺,下一步将就此开展研究。然而,本研究发酵底物为葡萄糖,当底物替换为其他糖(如木糖)或者混合糖时产油能力如何?这个问题将在后续研究中继续探讨。
[1]颜治,陈晶.微生物油脂及其开发利用研究进展[J].油脂工程,2003(7):13-15.
[2] Somashekar D,Venkateshwaran G,Sambaiah K,et al.Effect of culture conditions on lipid and gamma- linolenic acid production by mucoraceous fungi[J].Process Biochemistry,2002(38):1719-1724.
[3]王祯小旭.微生物油脂生产与利用[J].粮食与油脂,2005(10):13-17.
[4]钱存柔,黄仪秀.微生物学实验教程[M].北京:北京大学出版社,2008.
[5]Colin Ratledge.Fatty acid biosynthesis in microorganisms being used for Single Cell Oil production[J].Biochimie,2004(86):807-815.
[6] Sorger D,Daum G.Triacylglycerol biosynthesis in yeast[J].Appl Microbiol Biotechnol,2003(61):289-299.
[7]李植峰,张玲,沈晓京,等.四种真菌油脂提取方法的比较[J].微生物学报,2009,28(6):72-75.
[8]Ratledge C,Wynn J.The biochemistry and molecular biology of lipid accumulation in oleaginous microorganisms[J].Adr Appl Microbiol,2002,51:1-51.
[9]刘波,孙艳,刘永红,等.产油微生物油脂生物合成与代谢调控研究进展[J].微生物学报,2005,45(1):153-156.
[10]Ratledge C.Regulation of lipid accumulation in oleaginous microorganisms[J].Biochem Soc Trans,2002(30):1047-1050.
[11] Rattry J B M.Biotechnology and the fats and oils industry-An overview[J].J Am Oil chem.Aoc,2004(61):1701-1712.
[12]墨玉欣,刘宏娟.微生物发酵制备油脂的研究[J].可再生能源,2006(6):24-32.
[13] Teixeira P,Castro H,Kirby R.Evidence of membrane lipid oxidation of spraydried Lactobaciclus bulgarrcus during storage[J].Letters in Applied Microbiology,2006,22(1):34-38.
[14]马丽娟,邢大辉,王红蕾,等.培养条件对产油微生物生长的影响[J].生物工程学报,2009(1):55-59.