以ADSCs替代BMMSCs构建组织工程骨修复种植区骨缺损的实验研究

朱 彪, 张欣然, 赵 刚, 郭希民, 郭红延

(北京: 1. 武警总医院口腔医学中心, 100039; 2. 军事医学科学院基础医学研究所, 100850)



以ADSCs替代BMMSCs构建组织工程骨修复种植区骨缺损的实验研究

朱 彪1, 张欣然1, 赵 刚2, 郭希民2, 郭红延1

(北京: 1. 武警总医院口腔医学中心, 100039; 2. 军事医学科学院基础医学研究所, 100850)

目的: 探讨以脂肪来源干细胞(ADSCs)构建组织工程骨修复种植体周围骨缺损的成骨效果。方法：拔除6只 Beagle犬下颌双侧前磨牙。3个月后，在每侧下颌拔牙区植入2个种植体，并在每个种植体的远中制备5 mm×5 mm×5 mm的骨缺损，分别随机植入ADSCs复合富血小板血浆(PRP)(ADSCs-PRP)凝胶(n=12)和骨髓间充质干细胞(BMMSCs)复合富血小板血浆(BMMSCs-PRP)凝胶(n=12)。移植后1、3个月取材，行大体及组织学观察，影像学方法检测植骨区骨密度。结果： ADSCs组和BMSCs组术后即刻植骨区骨密度分别为75±9和77±10(P>0.05)，术后1个月为102±13和101±9(P>0.05)，术后3个月为109±14和111±12(P>0.05)。结论：ADSCs可以作为一种替代的间充质谱系来源细胞构建组织工程骨修复种植体周围骨缺损。

骨髓间充质干细胞; 脂肪来源干细胞; 组织工程骨; 口腔种植

[Chinese Journal of Conservative Dentistry,2015,25(11):651]

随着种植学的发展，对种植体成功率的要求不断提高。但种植区骨量不足，可直接影响种植体的稳定性和与骨界面的有效结合。传统的植骨材料有其局限性，近年来有学者将组织工程骨应用于修复种植体周围骨缺损，取得了一定进展[1-2]。目前构建组织工程骨大多以应用比较成熟的骨髓间充质干细胞(bone marrow mesenchymal stem cells， BMMSCs)为基础[2-5]，但BMMSCs在组织中含量极少、体外扩增周期长，随年龄增长成骨能力逐渐下降[6]，且抽取骨髓创伤大、技术复杂[7]，不易被患者所接受。因此有必要验证一种新组织来源间充质干细胞(mesenchymal stem cells，MSCs)在种植体周围的成骨潜能。脂肪来源干细胞(adipose derived stem cells， ADSCs)具有来源丰富、取材方便、细胞增殖传代速率快等优点。本实验拟采用ADSCs复合富血小板血浆(platelet- rich plasma，PRP) (BMMSCs复合PRP作为对照)构建组织工程骨植入到种植体周围骨缺损区，评价其成骨效果，为临床寻找一种更加可行的组织工程材料修复种植体周围骨缺损提供实验依据。

1 材料和方法

1.1 主要材料、试剂和仪器

1岁左右Beagle犬6只，体质量10～15 kg，雌雄不限(军事医学科学院实验动物中心提供, 合格证号: 0020139)。

α- MEM培养基、高糖DMEM培养基(Gibco，美国)；胎牛血清(HyClone，美国); 胰酶、β-甘油磷酸钠、左旋维生素C、地塞米松、L-谷氨酰胺、牛凝血酶(Sigma，美国)；进口脱钙液、Masson染色试剂盒(北京中杉金桥)；青、链霉素(石家庄华北制药)；3111型CO2恒温培养箱(Thermo, 美国)；X90-3生物净化工作台(北京中化)；SC-3610低速离心机(科大创新股份中佳分公司)；340型酶联仪(BDSL，英国)；BX53正置荧光显微镜(OLYMPUS，日本)；RM2016切片机(上海徕卡)；ZPJ-1A展片机、KPJ-1A烤片机(天津天利航空机电)。

1.2 ADSCs和BMMSCs的分离培养

30 g/L戊巴比妥静脉推注麻醉(1.0 mL/kg)Beagle犬后，无菌条件下切取其腹部脂肪组织，酶消化法获得细胞悬液；过滤后将液性部分716×g离心5 min，弃上层残余脂肪及上清液；然后加入含100 mL/L胎牛血清、100 U/mL青霉素、100 mg/mL链霉素的α- MEM培养基，轻轻吹打制成细胞悬液后接种于25 cm2培养瓶中，置于37 ℃，50 mL/L CO2培养箱中培养；24 h后首次换液，以后每2 d换液1次。约6 d细胞融合80%左右时进行传代。

双侧髂骨抽取骨髓液3 mL，肝素抗凝后全骨髓贴壁法分离培养BMMSCs：①骨髓液与等体积PBS磷酸盐缓冲液混匀后716×g离心5 min，弃上清；②5 mL PBS重悬细胞沉淀，716×g离心5 min，弃上清；接种于25 cm2培养瓶培养；3 d后首次换液，以后每2 d换液1次，约11 d后，细胞长满瓶底70%～80%，传代扩增。

1.3 ADSCs和BMMSCs的成骨向分化及其相关检测

Von Kossa染色：0.5 g/L胰酶分别消化P2代ADSCs和BMMSCs制成单细胞悬液备用；以每孔6.0×106个细胞的密度分别接种于24孔板(每种细胞设3个复孔)，待细胞长满80%左右时加入成骨诱导液(在高糖DMEM培养基中加入100 mL/L胎牛血清、100 nmol/L地塞米松、10 nmol/L β-甘油磷酸钠和50 mg/L的左旋维生素C)培养。诱导14 d后分别行Von Kossa染色。染色步骤如下：①轻轻倒去24孔板中培养液，PBS液冲洗2次，每孔加入1 mL 40 g/L多聚甲醛液固定5 min，双蒸水冲洗3次；②每孔中加入1 mL 50 g/L AgNO3液，然后将24孔板置于紫外灯下照射1 h；③倒掉AgNO3液，双蒸水冲洗3次；④每孔加入1 mL Na2S2O3中和残留的AgNO3液，吸出液体，室温下晾干封固。

ALP活性检测：调整ADSCs和BMMSCs细胞浓度均为1.0×105/ mL，每孔加入50 μL细胞悬液分别接种于96孔板；待细胞融合约80%时换为成骨诱导液培养，分别于诱导培养后第1、3、5、7天对2种细胞行ALP活性定量检测(每组设3个复孔)；吸去培养液，PBS洗3次，加入1 g/L Triton X-100 30 μL，4 ℃过夜，震荡后于显微镜下观察已无完整结构；每孔加入ALP缓冲液和基质液各 50 μL, 37 ℃孵育30 min后加入ALP显色液100 μL，用分光光度计检测各孔520 nm波长处的吸光度值(OD值)。

RT- PCR检测成骨相关基因和表达: 使用Trizol试剂盒分别提取成骨诱导培养后第3天的ADSCs和BMMSCs细胞总RNA，反转录为cDNA并扩增，扩增条件为94 ℃预变性3 min，94 ℃变性30 s，59 ℃退火30 s，72 ℃延伸45 s，扩增40个循环，最后72 ℃延伸10 min。检测以下成骨相关基因的表达水平：Ⅰ型胶原(collagen typeI)、骨钙素(osteocalcin，OCN)和骨涎蛋白(bone sialoprotein，BSP)。各引物由上海生工合成，以GAPDH为内参，各引物序列见表1。

表1 RT- PCR引物序列

1.4 MTT检测

分别取P2代ADSCs和BMMSCs单细胞悬液，以每孔1.0×103个细胞密度接种于96孔板中培养，每 2 d更换培养液(接种后第1、2天检测的实验孔无需换液)；接种后24 h开始检测，连续检测11 d；实验孔(6个复孔)中各加入20 μL MTT溶液(5 mg/mL)，继续培养4 h；吸弃培养液，每孔加入100 μL DMSO，置摇床上低速振荡10 min，于酶联免疫检测仪测定492 nm波长处(以空白孔调零)吸光度值(OD值)；取每天检测的吸光度平均值，以时间为横坐标，吸光度值为纵坐标，绘制ADSCs和BMMSCs的生长曲线，分析细胞生长规律。

1.5 血小板计数与PRP制备

无菌条件下抽取16 mL犬静脉血于EDTA抗凝真空采血管中，1 mL作血细胞分析计数全血血小板；15 mL两步离心法制作PRP：① 402 × g离心10 min，吸取上层血浆(约2.1 mL)，于另一离心管中；②1 610 × g离心10 min，吸弃上层血浆(约1.5 mL)，剩余即为PRP(约0.6 mL)，取10 μL PRP做血细胞分析计数血小板(需稀释至1 mL)。

1.6 制备组织工程骨

用 0.5 g/L胰蛋白酶分别消化P2代ADSCs和BMMSCs，258 × g离心5 min，吸弃上层液体留细胞沉淀备用；0.2 mL PRP重悬ADSCs(约5×106个细胞，P3代)，并加入0.1 mL激动剂(1 000 U牛凝血酶溶于1 mL 100 g/L的CaCl2溶液)即制备成组织工程骨A；另取0.2 mL PRP重悬BMMSCs并加入0.1 mL激动剂，制成组织工程骨B。所有制备成的组织工程骨均在10 min内植入动物体内。

1.7 制备骨缺损模型与植入组织工程骨

微创拔除Beagle犬下颌双侧4个前磨牙后严密缝合，待拔牙创自然愈合；3个月后全麻下全层切开前磨牙区牙槽顶上的黏骨膜，在大量冰生理盐水(4 ℃)冲洗降温下，于双侧牙槽嵴顶处定点钻孔，逐级扩孔，双侧各制备2个种植窝；在每个种植窝的远中，紧邻种植窝制备5 mm×5 mm×5 mm的立方体状骨缺损；植入种植体(SIC，瑞士)，组织工程骨A、B被随机植入到Beagle犬一侧下颌骨从近中至远中的骨缺损处，3只Beagle犬分组情况如图1所示，另外3只犬分组情况相同(术中采用的MSC和PRP均来自同体犬)；严密缝合黏骨膜瓣，拍摄术后即刻前磨牙区侧位根尖片。术后3 d 流质饮食，并肌注青霉素100万单位，2次/d。

▲组织工程骨A植入后1个月取材; ■组织工程骨B植入后1个月取材; △组织工程骨A植入后3个月取材; □组织工程骨B植入后3个月取材

图1 各只Beagle犬骨缺损区植入物示意图

1.8 样本采集与大体观察、X线分析和组织学分析

种植术后1、3个月分别处死1条Beagle犬。另1条Beagle犬双侧种植手术于不同的时间点完成：一侧下颌骨种植手术后2个月，进行对侧种植手术，再过1个月处死该犬。另外3条Beagle犬处理情况相同。

截取种植体区下颌骨标本进行①大体观察：种植体的稳定度，骨缺损区的组织愈合情况和成骨情况，有无炎症反应等；②拍摄前磨牙区侧位根尖片(60 kV，2 mA，0.1 s ，PROX，韩国)，尽量使X线发射球管与下颌骨的近远中平面垂直。再将根尖片导入Trophy Windows 5.0软件进行骨密度分析，每张根尖片(种植体周围的立方体状骨缺损在根尖片上显示为正方形状的二维平面，以根尖片上种植体直径4 mm为参照，可以定位5 mm×5 mm正方形状骨缺损对应的区域。将根尖片上正方形状骨缺损的长和宽均分为5等份，通过这些顶点作平行于正方形各边的直线，骨缺损区被成25个晶格。测量正方形平面内16个晶格交点的骨密度相对值)重复测量3次取均值(图2)。将标本根尖片与对应术后即刻根尖片比较，计算骨密度的变化值。③然后将标本置入40 g/L多聚甲醛中固定48 h后，以近远中向沿种植体长轴切割组织工程骨修复区为颊舌向2部分；机械脱离颊侧骨块，观察种植体-骨界面的骨结合情况；再将颊侧骨块标本浸入进口脱钙液中脱钙48 h(每隔12 h换液1次液)、水洗、脱水、常规石蜡包埋、切片、烤片后脱蜡、水化、HE染色；同时按Masson染色试剂盒说明行Masson染色(未进行黑核染色)，观察种植体周围新骨形成情况。

图2 骨密度测量示意图

1.9 统计学分析

2 结果

2.1 ADSCs和BMMSCs生长、增殖情况

ADSCs原代培养24 h后即有细胞贴壁，约6 d细胞融合至80%左右时即可传代。传代后细胞增殖迅速，1～2 d即可长满瓶底，在形态上与BMMSCs相似；原代培养BMMSCs后第7天，细胞即增殖为集落。细胞形态似短的成纤维细胞，有长短不同的突起。约6 d后传代细胞增殖迅速，胞体略增大，以成纤维细胞集落样方式生长，有形成旋涡的趋势(图3)。

ADSCs BMMSCs

图3 两组细胞传代培养的形态(倒置相差显微镜, × 4)

2.2 Von Kossa染色

用成骨诱导液培养2组P3代细胞，见细胞分泌基质增多。第14天行Von Kossa染色，均可见细胞密集区域颗粒状黑染结节，结节已矿化(图4)。

ADSCs BMMSCs

图4 两组细胞成骨诱导后的Von Kossa染色(倒置相差显微镜,×10)

2.3 ALP活性检测

随时间推移，两组细胞的ALP活性均在5 d左右达峰值，7 d时吸光度值回落。第3 天时BMMSCs的ALP活性明显高于ADSCs(P﹤0.05)(表2)。

表2 2组细胞ALP活性的比较

2.4 RT- PCR检测相关成骨基因的表达水平

RT- PCR检测结果表明：BMMSCs组细胞成骨相关基因Col- I的表达水平明显高于ADSCs组(P﹤0.05)，而OCN和BSP的表达水平在两组间无显著性差异(图5)。

图5 两组细胞成骨相关基因表达水平比较

2.5 MTT检测与细胞增殖曲线

两组细胞的生长趋势均呈“S”型，可以分为3个阶段：ADSCs接种后的前5 d，增殖缓慢，从第6天开始，增殖加速，第7天增殖加速最快，第8天达到平台期，直至第10 天细胞数量开始减少；BMMSCs第6天增殖速度最快，第9、10天处于平台期，曲线显示此阶段细胞数目不断增加，此后细胞数量开始减少(图6)。

图6 两组细胞增殖曲线的比较

2.6 PRP中血小板计数

各实验组PRP中血小板数目分别为对应全血中血小板数目的10.13～13.18倍(表3)。

表3 各组PRP中血小板浓缩倍数

2.7 大体观察

所有Beagle犬没有因意外死亡而退出实验者，种植区黏膜无红肿破溃，无脓肿形成等局部炎症反应。所植种植体均无松动、脱落，叩诊声音清脆。组织工程骨修复区未见明显的免疫排斥反应。

2.8 组织学观察

1个月时，Masson染色中骨缺损区充填有大量的胶原纤维结缔组织(胶原纤维等纤维结缔组织呈蓝色)，大量不规则的骨髓腔，新骨间可见新生的毛细血管和少量尚未钙化、不成熟的类骨质(类骨质、角质等组织呈红色)，以ADSCs为基础构建组织工程骨的修复区可见较多的胶原纤维(图7a、b)。以BMMSCs为基础构建组织工程骨的修复区可见较多不规则骨髓腔和毛细血管网(图8a、b)。HE染色中两种组织工程骨修复区均未见淋巴细胞灶性浸润(图7～8c、d)

3个月时，Masson染色显示新生骨量明显增加，新生骨致密且成熟，骨小梁粗大但排列紊乱，形成或者有趋势形成Haversian系统，纤维结缔组织明显减少，骨髓腔数量减少、直径变小。两种组织工程骨修复区修复效果差异不大，与种植体呈骨性结合(图9～10a、b)。HE染色中两种组织工程骨修复区可见成排的成骨细胞排列，未见淋巴细胞灶性浸润(图9～10 c、d)。

a．Masson染色(×4) b．Masson染色(×10) c．HE染色(×4) d．HE染色(×10)

图7 移植1个月后ADSCs组织工程骨修复区组织切片(倒置相差显微镜)

a．Masson染色(×4)b．Masson染色(×10) c．HE染色(×4) d．HE染色(×10)

图8 移植1个月后BMMSCs组织工程骨修复区的组织切片(倒置相差显微镜)

a．Masson染色(×4)b．Masson染色(×10)c．HE染色(×4)d．HE染色(×10)

图9 移植3个月后ADSCs组织工程骨修复区组织切片(倒置相差显微镜)

a．Masson染色(×4)b．Masson染色(×10)c．HE染色(×4)d．HE染色(×10)

图7～10中倍放大图片中黑色直线为组织工程修复区和正常组织的分界线，分界线的下方为组织工程骨修复区；黑色箭头示种植体所在部位；10倍图片为对应4倍图片矩形图框内的放大图像

图10 移植3个月后BMMSCs组织工程骨修复区的组织切片(倒置相差显微镜)

2.9 骨密度分析

单因素方差分析显示，两种组织工程骨植入后即刻骨密度值无统计学差异(P>0.05)(表4); 植入后1、3个月, 两种组织工程骨修复区骨密度增加值、无统计学差异(表5)。

表4 两种组织工程骨修复骨缺损区骨密度值

表5 两种组织工程骨修复骨缺损区骨密度变化值

3 讨论

种植修复已成为牙列缺损或缺失患者首选的治疗手段，但要保证种植治疗远期成功，前提是种植区骨量充足[8]; 当种植区骨量不足、密度欠佳时，种植义齿成功率将受到极大影响。相当多的患者由于牙槽骨吸收、创伤和肿瘤等原因导致局部骨量不足而不满足种植修复的适应证。自体骨、同种异体骨和无细胞生物衍生材料都曾作为移植物修复种植体周围骨缺损[9]，但因为自身各种缺点而限制了其临床应用。植入以细胞为基础的组织工程骨可能更利于与种植体发生骨结合：①种植体植入后，成骨细胞首先迁移到种植体表面，粘附、聚集、分泌骨基质，启动新骨生成。组织工程骨负载高密度具有骨向分化潜能的MSC，有望快速迁移促进早期成骨; ②骨缺损的形态不规则，为使组织工程骨与种植体紧密结合，支架材料的选择十分重要。本实验中选用的PRP可塑性良好，可增加骨-种植体界面的结合率; ③BMP- 2等成骨生长因子，能促进早期骨-种植体界面的骨生长，明显提高种植体周围骨结合的速率[10]。本实验中选用的PRP包含BMP- 2在内的多种生长因子。不同于传统的植骨修复，以细胞为基础的组织工程骨对于种植体发生骨结合有促进作用，种植体也会影响骨缺损区组织工程骨的修复。种植体位于骨缺损区的一个侧壁，它部分中断了组织工程材料的骨传导性，这样组织工程材料的骨诱导性就显得尤为重要。本研究中，PRP中包含的血小板来源的生长因子是否起了重要的骨诱导作用，这还有待于进一步研究。

间充质干细胞是组织工程骨移植获得骨再生的基础。BMMSCs于1966年首次成功鉴定，作为一种间充质谱系细胞具有骨向分化的能力已广为熟知，它能促进包括种植体周围骨缺损在内的不同类型骨缺损区骨再生[5，11-13]。但是BMMSCs用于临床必须行骨髓穿刺，给患者带来较大痛苦，因此限制了其临床应用。临床上迫切需要寻求一种替代组织来源的MSC行使BMMSCs的功能。ADSCs是2001年首次从人脂肪组织中发现，具有类似于BMMSCs的生物学特性和骨向分化潜能[14]。近年来随着肥胖人群的增多，吸脂手术广泛开展，可为ADSCs提供充足来源。而且脂肪组织容易再生，还可以反复进行吸脂术。本结果也显示，ADSCs首次传代时间短，并且传代后在形态上与BMMSCs差别不大，MTT结果显示其可较早进入细胞增殖平台期，这奠定了ADSCs作为一种替代间充质谱系种子细胞的基础。虽然ADSCs的体外成骨能力已被许多实验证实[15-16]，但本实验侧重于ADSCs和BMMSCs体外、体内原位成骨能力的比较，而这种比较对于ADSC作为替代组织来源的种子细胞构建组织工程骨修复种植体周围骨缺损至关重要。

表达ALP、合成I型胶原、骨钙素等骨基质蛋白、体外可以形成矿化结节等特征已被作为鉴定成骨细胞的经典标准。本实验中ADSC与BMMSCs经成骨诱导培养后，Von Kossa染色均显示有钙结节形成，ALP定量显示均有ALP表达，表明两种细胞均能在体外被诱导为成骨细胞。为进一步观察两种间充质谱系细胞的体外成骨能力，本实验选取Col- I、OCN和BSP 三种骨向分化相关的特异性基因作为检测指标。Col- I是早期骨向分化的标志，干细胞向成骨细胞分化一般均出现Col- I的表达。OCN是骨组织中含量最丰富的非胶原蛋白，能与矿物质结合，出现于成骨分化晚期，标志着细胞开始进入矿化期。BSP能与胶原纤维结合形成局部高浓度的钙，导致矿物质沉积，也是检验成骨细胞分化的特异性指标之一。本结果显示，两种细胞均有Col- I、OCN和BSP的阳性表达，提示ADSCs有很强的体外成骨能力。但在成骨诱导后第3天，BMMSCs的ALP活性、Col- I表达量均显著高于ADSCs，这可能是因为BMMSCs在成骨诱导时比ADSCs具有同向优越性：BMMSCs更容易向成骨细胞诱导分化，而ADSCs易向脂肪细胞分化[17]，但这并不影响ADSCs选作组织工程骨的种子细胞的可行性。Niemeyer[18]等在绵羊胫骨缺损的模型中比较了ADSCs和BMMSCs的成骨潜能，虽然ADSCs的成骨潜能弱于BMMSCs，但可通过加入PRP进行补偿。

组织工程骨一般包括向成骨方向诱导分化的间充质干细胞、具有引导成骨作用的支架材料和具有诱导、调节作用的生长因子[19]。其构建策略主要包括以细胞为基础的组织工程骨构建和无细胞的组织工程骨构建[20]，后者是以具有骨诱导活性的生长因子为基础构建，它可以诱导骨缺损周围机体自身的干细胞分化为成骨细胞，进而产生修复作用。以细胞为基础的组织工程骨的修复效果优于空白对照和具有骨传导性和(或)骨诱导性的生物衍生材料或生物活性材料，这已被国内外很多研究所证实[1，2，9，16，18]。而本实验侧重于比较以不同谱系的间充质干细胞为基础构建组织工程骨的修复效果。间充质干细胞的分化方向因机体发育的需要和它们所处的微环境(干细胞龛)而定，要真正评价以细胞为基础的组织工程骨成骨能力，需要将其原位植入体内。本实验以两种间充质干细胞为基础构建组织工程骨，将其植入到犬种植体周围骨缺损区，成骨效果相似：两种组织工程骨修复区骨密度值均随时间不断升高；且在1、3个月时，骨密度值均无统计学差异；两种组织工程骨修复区均能与种植体形成骨结合。但1个月时BMMSCs组织工程骨修复区似乎比ADSCs骨修复区形成有更多的骨髓腔，这可能是因为在某种程度上BMMSCs能够通过旁分泌作用创造有利于组织再生的微环境，尤其能够促进骨髓造血组织的形成[21]。

BMMSCs具有低免疫原性和较低的抗原提呈能力。Tse等[22]将BMMSCs与异基因外周血单个核细胞或同种异体T淋巴淋巴细胞共培养后不能引起T淋巴淋巴细胞的显著增殖。BMMSCs不表达MHC- Ⅱ类分子和FasL，不表达B7- 1、B7-2，低水平表达或者不表达MHC- I类分子、CD40和CD40L。本实验中，两种组织工程修复区在大体观察时均未见明显的免疫排斥反应，组织学观察也未见淋巴细胞灶性浸润，提示ADSCs与BMMSCs一样具有免疫豁免性。

综上所述，尽管ADSCs和BMMSCs的生物学特性和成骨潜能存在着细微差别，但是ADSCs仍可以作为一种替代间充质谱系细胞构建组织工程修复种植体周围骨量不足。

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Adipose derived stem cells as an alternative to bone marrow mesenchymal stem cells in tissue- engineeried bone for repairing bone defect in dental implant region: an experimental study

ZHU Biao*, ZHANG Xin- ran, ZHAO Gang, GUO Xi- min, GUO Hong- yan

(*StomatologyCenter,GeneralHospitalofArmedPoliceForces,Beijing100039,China)

AIM: To study the osteogenesis potential of tissue- engineered bone with adipose derived stem cells(ADSCs)for repairing bone defect in dental implant region. METHODS: Bilateral premolars were extracted in 6 Beagle dogs. 3 months later，2 implants were respectively implanted in each side of the mandibular，and a 5 mm×5 mm× 5 mm size bone defect was created in the distal area of each implant. ADSCs-platelet rich plasma (ADSCs- PRP) composite gel (n=12) and bone marrow mecenchymal stem cells-platelet rich plasma (BMMSCs-PRP) composite gel (n=12) were respectively applied into the defects. 1 and 3 months after transplation, gross investigation and histological observation were made. The bone density at the grafting area was measured by topographic technic. RESULTS: Immediately after implantation the bone density of ADSCs group and BMMSCs group was 75±9 and 77±10(P>0.05), 1 mouth after implantation 102±13 and 101±9(P>0.05), 3 months after implantation 109±14 and 111±12(P>0.05), respectively. CONCLUSION: ADSCs can be a alternative cell source for tissue- engineered bone for repairing bone defect in dental implant region.

bone marrow mesenchymal stem cells; adipose derived stem cells; tissue- engineered bones; oral implantology

2015-07-04;

2015-09-24

朱彪(1986-)，男，汉族，河北衡水人。硕士生(导师：郭红延)

郭希民，E-mail: guoxim@163.com; 郭红延，E-mail: ghyfmmu@126.com

R780.2

A

1005-2593(2015)11-0651-08

10.15956/j.cnki.chin.j.conserv.dent.2015.11.003