植物多肽信号分子CLE家族

高丽

（河北化工医药职业技术学院，石家庄 050026）

植物多肽信号分子CLE家族

高丽

（河北化工医药职业技术学院，石家庄 050026）

动物中存在众多多肽信号分子，它们在信号转导方面发挥重要作用。近几年，对植物中多肽信号分子的研究取得了重大突破，它们积极参与调控植物生长发育的众多过程，同时也表明多肽信号分子在细胞之间的“交流”过程中发挥作用在进化上是保守的。CLE（CLAVATA3/EMBRYO SURROUNDING REGION）家族是目前植物领域研究较热的多肽信号分子家族，通过对拟南芥CLV3和百日草TDIF等CLE多肽信号分子的研究发现，CLE蛋白在成为有功能活性的信号分子之前，存在翻译后蛋白剪切和修饰的过程，这方面与动物中多肽信使的成熟过程相似。对CLE家族成员的分子特征、生物学功能、翻译后的加工修饰和研究中出现的问题进行综述，并对本领域未来的发展方向作出展望。

多肽信号分子 CLE多肽家族 受体激酶 信号转导途径 拟南芥

对于多细胞生物而言，细胞与细胞之间需要通过“交流”来调节其生长、增殖和分裂等发育过程。自1922年发现第一个动物细胞外多肽信使——胰岛素以来［1］，众多具有功能活性的胞外多肽信号分子被发现，其对于动物体内细胞间的交流发挥至关重要的调控作用［2］。它们在结构上具有一个明显的特征，即来自于一个分子量较大的蛋白前体，在经历去除信号肽和蛋白酶的剪切后，成为有功能活性的多肽信使［3］。

相较于动物，植物多肽信号分子的研究就显得较为滞后，虽然植物细胞间的通讯主要依赖植物激素（植物生长素、细胞分裂素、脱落酸和油菜素类固醇等），但是多肽信号分子已成为植物细胞间信号转导事件中的重要介质［4］。1991年发现植物界第一个多肽信使——系统素，番茄中成熟的系统素含有18个氨基酸，来自由200个氨基酸构成的蛋白前体。系统素诱导受伤叶片产生蛋白酶抑制剂，昆虫摄食后，将影响其消化系统的功能，从而阻止昆虫对植物的继续侵害［5］。从芦笋悬浮培养细胞中纯化得到一个经过磺酸化修饰的五肽-植物磺肽素

（Phytosulfokine，PSK），具有调节细胞的去分化和再分化的功能［6］。POLARIS（PLS）多肽分子由36个氨基酸构成，参与调控拟南芥根和叶脉管的发育过程［7］。Inflorescence Deficient in Abscission（IDA）多肽分子由77个氨基酸构成，参与调控拟南芥花器官的脱落［8］。ROUTUNDIFOLIA4（ROT4）多肽分子由53个氨基酸构成，其在叶子形态建成中调控极性依赖的细胞增殖过程［9］。

CLE基因编码一个迄今为止在植物中最庞大的多肽分子家族［10］，其名称源自最早发现的两个成员：拟南芥中的CLAVATA3（CLV3）［11］和玉米中的胚胎周边区（Embryo surrounding region，ESR）［12］。拟南芥基因组中含有32个CLE基因［13］。随着研究的深入，发现CLE多肽信号分子在植物生长发育的不同阶段发挥重要作用。本研究就CLE家族成员的分子结构特征、参与调控的发育过程和信号转导途径（包括多肽信使的受体和信号途径下游组分）进行综述，并对未来的研究趋势作出展望。

1 CLE基因家族成员的分子特征

CLE家族成员在分子结构上具有若干共同特点［14］：（1）均编码分子量小于15 kD的多肽；（2）CLE的氨基端（N端）均含有一段疏水的氨基酸序列，该序列能够引导CLE多肽进入分泌途径；（3）成员间的DNA序列或蛋白质序列有较大差异，但是其都含有一段靠近羧基端（C端）的由14个氨基酸构成的保守序列——CLE基序（CLE motif）（表1）。利用飞行时间质谱仪（MALDI-TOF MS）在超表达CLV3的愈伤组织中发现有活性的CLV3多肽分子，该多肽仅由CLE motif中的12个氨基酸构成（CLE基序N端和C端各去除一个氨基酸），即十二肽基序［15］。

拟南芥32个CLE基因分散于基因组的各个部位，在5条染色体上均有分布。CLE基因拷贝在拟南芥中有惊人的丰富度，猜测是在进化过程中基因组的至少3次复制所致［16］。利用RT-PCR分析拟南芥CLE基因的表达模式，大多数成员具有较大的表达范围，但也有少数成员的表达范围局限在特定的组织或器官中，并且大多数组织中均能检测到多个CLE基因的表达［17］。同源性相近的CLE基因不一定具有相同的表达模式，如旁系同源基因CLE3和CLE4的表达区域并不完全重合，暗示它们虽然是基因复制的产物，但却进化出在不同的组织行使相类似或者不同的功能；而另一对旁系同源基因CLE5和CLE6的表达区域重合，暗示它们在功能上可能具有冗余性，共同调控某一发育过程［10，18-20］。

表1 CLE多肽分子家族

2 CLE基因的生物学功能

2.1 CLV3调控拟南芥茎顶端分生区发育

植物茎顶端分生区（Shoot apical meristem，

SAM）中心区的干细胞将进入到旁侧外围区和肋侧区，发育成为新的器官和组织，所以对于SAM中干细胞增殖和分化的调控，将直接决定植物地上部分的生长发育［21］。受体激酶CLV1的胞外域具有21个亮氨酸重复序列，胞内为丝氨酸/苏氨酸激酶域。受体样蛋白CLV2的胞外域与CLV1的结构类似，但其胞内域极短无激酶域。CLV3编码由干细胞分泌到细胞外的多肽信使，含有96个氨基酸。CLV1在SAM中心区域的第2层和第3层细胞中表达，CLV2在所有组织中均有表达，CLV3在中心区域的第1层和第2层细胞中表达。clv突变体中SAM异常膨大，花器官数目增加，表明CLV具有抑制SAM中干细胞增殖，并促进其分化的功能［11］。

决定SAM中干细胞发育的另一重要基因是WUSCHEL（WUS），编码由291个氨基酸组成的转录因子。WUS在SAM的组织中心（SAM organizing center，OC），即中心区域第3层细胞下的区域中表达。wus突变体器官数量明显减少，并提前进入终分化阶段；WUS异位表达将诱导干细胞的形成，表明WUS具有决定干细胞表达的位置和维持其数量的作用［22］。利用动态共聚焦显微镜来捕获基因定量变化，去除CLV3信号后WUS表达从OC向外围扩展［23］，超表达CLV3会产生类似于wus突变体的表型［24］。表明WUS在OC区表达后，运动到其上方CLV3表达的区域，结合CLV3启动子并诱导CLV3表达；而CLV3则抑制WUS基因的表达，从而形成CLV3-WUS反馈环路来调控SAM干细胞增殖与分化间的平衡［25］（图1-A）。

2006 年发现CLV1的同源基因BAM1、BAM2和BAM3，均编码胞外域富含亮氨酸重复序列的受体激酶，蛋白质序列与CLV1具有高度的相似性。双突bam1 bam2的SAM减少至野生型的一半，三突bam1 bam2 bam3的SAM提前分化终止并且花器官数目减少，说明BAM和CLV1基因对于茎和花分生区中干细胞的调控作用相反［26］。利用免疫共沉淀技术，检测到CLV1/CLV1和CLV1/BAM1能够形成稳定的复合体。利用同位素标记的CLV3-CLE-motif检测到与之结合的CLV1、BAM1和BAM2，说明受体复合体CLV1/CLV1和CLV1/BAM参与CLV3信号传递［27］。2008年筛选得到基因CORYNE（CRN）的突变体，其SAM因干细胞大量增殖而变大。CRN编码一个胞外域很短的受体样蛋白激酶，在SAM的第1、2、3层细胞中有大量表达［28］。遗传学和分子生物学分析表明，CRN与CLV2相互作用与CLV1形成两条平行独立的通路来应答CLV3信号［29］。2010年筛选得到基因Receptor-like Protein Kinase2（RPK2）的突变体rpk2，其表型类似于CLV突变所产生的茎顶端膨大和多心皮的表型。RPK2编码一个受体激酶，其在茎、花和根的分生区及维管束中均有表达。双突wus rpk2呈现出类似于wus的表型，在rpk2突变体中超表达WUS，造成SAM增大，表明WUS基因位于RPK2基因的上位，RPK2是CLV3-WUS反馈调控环路中的一个成员。免疫共沉淀检测到RPK2不能与CLV1、CLV2或CRN相互作用，但却能够形成同源二聚体RPK2/RPK2［30］，说明RPK2可能以二聚体的形式参与CLV3信号的传递，从而对SAM干细胞的维持起作用。

目前发现的CLV3-WUS反馈调控环路中的信号组分有4种：（1）Kinase-associated protein phosphatase（KAPP）直接与CLV1胞内激酶域相互作用，作为负调控因子来调控CLV3信号转导［31］；（2）POLTERGEIST（POL）和POL-LIKE（PLL1）均为CLV下游的信号组分，具有维持并促进WUS在SAM表达的作用［32，33］；（3）Rho GTPase-related protein（ROP）与CLV1共处于一个蛋白复合体中，可能参与促分裂素原活化蛋白激酶（Mitogen-activated protein kinases，MAPK）级联途径［34］；（4）MAPKs参与CLV3的信号转导，CLV3信号将引发磷酸接力传递的信号转导过程［35］，暗示这种磷酸接力传递机制可能普遍存在于CLE的信号传递过程；（5）体外试验表明，由153个氨基酸构成的CCI1与CLV1胞内激酶域相互作用［36］，并且WUS调控CCI1的转录［37］，暗示CCI1可能参与CLV3的信号转导。

2.2 FON4/FON2调控水稻茎顶端分生区发育

通过研究水稻中FON4/FON2的功能，揭示出在其他植物物种中也存在类似于CLV3多肽信使调控SAM发育的信号转导途径。FON4/FON2与CLV3具有相似的基因结构，并且含有高度保守的CLE motif。fon4/fon2突变体的SAM异常膨大，并且花器

官数目明显多于野生型。对FON4/FON2转录产物进行组织定位分析，结果类似于CLV3的表达模式，即仅在茎和花顶端的一小群细胞中转录。遗传学分析表明，FON4/FON2能够恢复clv3突变体的表型，并且在拟南芥野生型中超表达FON4/FON2，能够模拟出CLV3超表达产生的表型［13］。

图1 CLE参与植物发育的分子调控示意图

FON1编码一个类似于CLV1的质膜受体样蛋白激酶，其在水稻花分生区干细胞增殖和分化过程中发挥作用［38］。FON4/FON2和FON1在遗传上相互作用，表明FON4/FON2-FON1信号转导途径类似于拟南芥CLV3-CLV1信号转导途径［13］。fon4/fon2突变体表型强于fon1突变体表型，说明FON4/FON2的受体不仅仅只有FON1。受体样蛋白激酶OsLRK1与FON1具有高度的同源性，利用RAN干扰技术，干扰OsLRK1基因正常表达，植株表现出SAM增大和花器官明显增多的表型［39］，暗示OsLRK1是FON4/FON2的受体，与FON1共同参与调控水稻SAM中干细胞的发育。虽然拟南芥和水稻两个物种的关系较远，但存在相似的调控茎和花分生区干细胞增殖与分化的机制，推测在较大范围的开花植物中存在类似于CLV3多肽信使调控的信号转导途径。

2.3 CLE19/CLE40调控拟南芥根（向重力性和根尖分生区）发育

目前为止，只有CLE40和CLV3在其功能缺失时，植株能够产生相应的表型，这可能是CLE motif的高度同源性和表达区域重合所造成的［40］。转座因子插入CLE40中CLE motif上游时，得到功能缺失突变体cle40-En，其根部表现出明显的在重力感知和应答方面的缺陷，即根发育变短并且严重地向左倾斜，表明CLE40在植物根部发育过程中发挥重要作用，同时也暗示CLE40信号转导途径可能与激素信号途径整合在一起，共同调控植物根向重力生长的过程［40］。CLE40的受体ACR4，其胞外域仅有一个亮氨酸重复序列，而CLV3的受体CLV1、CLV2和RPK2的胞外域具有多个亮氨酸重复序列，表明不同类型的受体蛋白激酶参与CLE信号分子的应答过程。在cle40和acr4中，呈现出大量柱状干细胞积累、短根和不规则形状根尖的表型［41］，说明CLE40和ACR4具有抑制根顶端分生区（Root apical meristem，RAM）中干细胞增殖的功能。

WUS的同源 基 因WOX5（WUSCHEL-related homeobox，WOX）仅在RAM的静止中心（Quiescent

center，QC）表达，具有促进QC区干细胞增殖的功能。根尖柱状细胞分泌的CLE40与未分化的柱状干细胞上的受体ACR4结合后，激活下游信号转导途径，最终抑制WOX5的表达，由此形成了一个类似于CLV3-WUS的CLE40-WOX5反馈调节环路来维持RAM干细胞增殖与分化间的平衡［41］（图1-B）。2013年，在水稻中也发现了一个类似的信号途径FCP2p-QHB来调控RAM中干细胞的发育，FCP2p和QHB分别与FON2和WOX5具有高度的同源性［42］。CLV3-WUS、CLE40-WOX5和FCP2p-QHB的研究表明，不同CLE家族的成员可以在不同物种的不同分生组织中，启动相类似的信号转导途径来调控干细胞的增殖和分化。

借助功能获得技术发现CLE的功能和信号途径中的成员：拟南芥根部异位表达的CLE19和CLE40能够促进RAM干细胞分化［43］。体外施加多肽CLE19-CLE-motif和CLE40-CLE-motif，均能够促进RAM干细胞分化［19］，说明CLE19与CLE40一同参与调控RAM发育过程。sol2突变体对施加的多肽CLE19-CLE-motif不敏感，SOL2就是在SAM发育中起重要调控作用的CRN［28］，暗示与CLV3激活的CRN信号转导途径相类似，CLE19可能激活SOL2来调控RAM中干细胞的发育过程。此外，突变体clv2、crn和rpk2对体外施加的多肽CLE19-CLE-motif和CLE40-CLE-motif均不敏感，说明CLV2、CRN和RPK2介导的信号途径可能参与RAM中CLE信号分子对干细胞的增殖和分化的调控过程［19，30，44］。

利用启动子融合GUS（β-glucuronidase）的方法，检测在根发育过程中CLE基因的空间表达模式［45］，结果表明CLV3启动子不能够驱动GUS报告基因在拟南芥根顶端分生区表达，而CLE11、CLE13、CLE17和CLE18的启动子能够驱动GUS报告基因在RAM中高效表达，暗示这4个基因可能在RAM发育的过程中发挥作用。

2.4 TDIF/CLE41/CLE42/CLE44调控植物维管（原）形成层发育

与CLV3、CEL19和CLE40抑制干细胞增殖并促进其分化的功能不同，CLE家族中的其他成员能够抑制细胞分化。最早从百日草叶肉组织分离到的胞外因子，因其能够抑制维管形成层干细胞分化成导管分子而得名导管分子分化抑制因子（Tracheary element differentiation inhibitory factor，TDIF）。TDIF编码一个由132个氨基酸组成的蛋白，在其C端含有CLE家族高度保守的十二肽基序［18］。

拟南芥韧皮部分泌的CLE41和CLE44，其十二肽基序与TDIF的十二肽基序完全相同，CLE42的十二肽基序与TDIF的仅有一个氨基酸不同。向百日草细胞培养体系中体外施加合成的十二肽基序发现，CLE41、CLE44和CLE42的十二肽基序均能够发挥较强的类似于TDIF的功能，抑制维管形成层细胞分化并促进其增殖，造成明显的导管束断裂表型，而CLV3的十二肽基序却具有相反的功能，即促进维管形成层细胞分化成导管分子［18］，揭示这两条CLE信号途径可以调控维管组织导管细胞的发育过程：TDIF调控的抑制维管形成层干细胞分化过程和异位CLV3调控的促进维管形成层干细胞分化过程。

CLE41/CLE44的质膜蛋白激酶受体PXY/TDR分布于维管形成层，其分子结构类似于CLV1。cle41和pxy/tdr突变体因形成层干细胞分化成为木质部细胞，造成形成层细胞数量减少［46］。WOX4在维管形成层表达，wox4突变体中形成层细胞数量减少，表明WOX4对于维持维管形成层干细胞数量和形成层的形态是必须的。分子遗传学分析说明，WOX4具有促进维管形成层干细胞增殖的作用，CLE41和CLE44也促进WOX4表达来进一步增强干细胞的增殖，而WOX4则对CLE41和CLE44的表达没有影响［47，48］（图1-C）。CLE41/CLE44-WOX4对于维管形成层发育的调控机制，与CLV3-WUS对于SAM和CLE40-WOX5对于RAM的发育调控机制不同，表明在维管形成层和顶端分生区中干细胞增殖与分化的调控过程中，具有成员构成上相似，但调控机制不同的特点。最近，发现一个与PXY/TDR具有同源性的质膜类受体蛋白激酶PXY1也参与到维管发育的过程中，这种模式与多个受体共同应答CLV3多肽信使的机制相类似［49］。

2.5 其他CLE基因

利用启动子融合GUS的方法，发现CLE8和WOX8在拟南芥种子发育早期阶段的胚和胚乳中表

达。cle8-1突变体中，胚和胚乳细胞数量减少，暗示CLE8具有促进胚和胚乳细胞增殖的功能。与野生型种子的长和宽相比较，CLE8超表达植株所产生的种子，长和宽均显著增加；而wox8-1突变体种子的长和宽则显著减少，并且在CLE8超表达株系中，WOX8的表达量显著升高，表明CLE8能够促进WOX8的表达，CLE8-WOX8信号转导途径参与拟南芥种子形态建成和种子萌发早期阶段胚和胚乳的发育过程［50，51］（图1-D），但是目前还未找到CLE8信号分子的质膜受体。

拟南芥中超表达CLE19、CLE21、CLE25和CLE22Thr6（十二肽基序第六位的Gly突变为Thr），表现出生长发育明显延迟、植株矮小、莲座变小和短根等现象；超表达CLE42或CLE44，呈现灌木丛状、叶片变得小而圆和顶端优势减弱等表型［10，51］，说明CLE在拟南芥发育过程中的多个环节发挥作用，其信号转导途径还有待人们去探索。

在玉米中发现的CLE基因家族成员Esr1、Esr2和Esr3，其核酸序列具有80%-90%的同源性，并且具有相似的表达模式，即在授粉后的4-28 d内仅在靠近胚的胚乳中表达［52］，推测其可能参与玉米早期发育过程中胚与胚乳之间的信号转导。2005年，在玉米中发现CLE家族新的成员Esr-6，推测Esr-6具有在种子发育早期保护胚的功能，并且在防御细菌和真菌的侵害过程中发挥作用［53］。目前在水稻中鉴定出13个CLE基因家族成员［13］，在卷柏和小立碗藓中也分别鉴定出6个和1个CLE家族成员［54］。利用生物信息学从松柏门下属8个科中鉴定出93个推测的CLE基因和11个类CLE基因，对系统发育分析发现，它们与其在拟南芥中的同源蛋白之间的系统发生关系较近。更为重要的是，存在于TDIF、CLE41和CLE44中的具有抑制维管形成层细胞分化功能的十二肽基序，亦广泛存在于松柏门下属的8个科中，并且TDIF的同源蛋白在松树的韧皮部表达，推测它们亦具有调控植物维管发育的功能。调控维管发育的CLE基因优先在双子叶植物和松柏门植物的韧皮部表达，暗示在双子叶植物和裸子植物中调控维管发育具有类似的机制［55］。随着CLE基因在众多物种中被发现，揭示出这个家族是在陆生植物进化过程中迅速发展壮大的。

一直认为CLE基因家族是植物所特有的，但在大豆孢囊线虫中发现了一个与CLE同源的蛋白HGSYV46，该蛋白被认为是趋同进化的一个典型代表，推测其是在线虫入侵大豆根部后分泌的，目的是效仿植物体内源的CLE信号分子行使功能，即促进根部细胞转化为线虫营养来源的合胞体的生成［56］。

3 翻译后的修饰和加工

大量试验表明，CLE信号分子存在翻译后剪切的成熟过程：（1）体外施加CLV3、CLE19和CLE40的CLE-motif均能够模拟CLV3、CLE19和CLE40超表达的表型，说明CLE motif足以起到相应蛋白的作用［19］；（2）CLV3基因进行缺失功能分析和域交换试验发现，CLE motif对于CLV3行使功能是必需的，并且不依赖其周边序列发挥作用［20，57］；（3）分泌型的丝氨酸蛋白酶参与CLE的成熟过程，如细胞外的蛋白酶subtilisin参与蒺藜苜蓿中CLE36的N端剪切过程［58］，暗示CLE36蛋白前体N端成熟及多肽信号分子稳定性的调控过程在细胞外进行；（4）SOL1编码的羧肽酶能够抑制超表达的CLE19对RAM的影响，SOL1在动物体中的同源蛋白能够切割C端的赖氨酸和精氨酸残基，参与激素前体和神经肽的成熟加工过程，暗示其可能参与CLE家族多肽信使C端的成熟过程［59］；（5）通常CLE只含有一个CLE motif，但是水稻中3个CLE（OsCLE502、OsCLE504和OsCLE506）含有多个CLE motif，每个基序被多聚脯氨酸分隔开［60］，推测不同类型的能作用于多聚脯氨酸序列的肽酶，可能在CLE多肽信号分子成熟的过程中发挥作用［61］。以上试验说明CLE信号分子与动物体内的多肽信使一样，先翻译生成一个无活性的蛋白前体，然后通过多种蛋白酶和肽酶的水解作用，最终释放出有功能活性的CLE motif。

CLV3十二肽基序中第4和第7位的脯氨酸均有羟基修饰，此修饰对CLV3行使多肽信使功能不是必需的，推测在促进多肽信使的稳定性方面起作用。TDIF十二肽基序中第4和第7位的脯氨酸也有羟基化修饰，暗示TDIF与CLV3多肽信使的形成机制相似，也存在翻译后氨基酸的修饰过程［15，18］。在CLV3超表达株系中，利用nano-LC-MS/MS技术发现，CLV3在细胞外行使多肽信使功能的是一个含有2个

羟脯氨酸的由13个氨基酸构成的多肽（仅比CLV3的十二肽基序在C端多了一个氨基酸残基），其中的一个羟脯氨酸带有阿拉伯糖残基修饰，表明翻译后阿拉伯糖的修饰作用，对CLV3行使多肽信使的功能以及与下游受体的结合起着决定性的作用［62］。以上试验表明，CLE信号分子在成熟过程中存在氨基酸修饰的过程，说明这些修饰对于维持多肽信使的稳定性及发挥其功能具有促进作用。

4 展望

通过近20年的研究，人们对CLE家族成员的构成、分子结构、表达模式、功能和参与的信号转导途径有了一定程度的了解。在动物中的多肽信号分子，如TGF-β、EGF和Wnt在植物体内没有同源蛋白，而CLE家族和其他分子量较小的多肽信号分子也是植物独有的，表明动植物细胞间的多肽信号分子存在较大差异，但是动植物细胞内的信号转导机制存在一定的共性。例如，受体激酶、蛋白磷酸化酶和Ras超蛋白家族等都可以在动植物细胞内共享，表明动植物进化出相似的机制来应答细胞间的不同的多肽信号分子。

目前为止，CLE家族中研究的较为透彻的只有 CLV3、FON4/FON2、CLE19、CLE40、TDIF、CLE41和CLE44等少数成员参与的信号转导途径，所以鉴定CLE信号途径下游的成分成为一个亟待解决的问题。首先需要找到CLE多肽分子的受体，随着拟南芥基因组测序计划完成，发现在植物中存在400多个功能尚不确定的与动物中受体蛋白激酶结构相似的蛋白，故称为类受体蛋白激酶（Receptor-like kinase，RLK）。已发现的CLE受体（CLV1、BAM、CLV2、RPK2和ACR4等）均为受体激酶，故推测RLK作为受体在植物细胞间多肽信号分子传递中发挥重要作用［63］。今后借助遗传学和生物化学的相关技术。例如，Suppressor screens、Pull down、免疫共沉淀和双分子荧光互补等，筛选出能够与CLE相互作用的受体样蛋白。

细胞内的信号组分可能在多个CLE信号转导途径中发挥作用。例如，受体CLV2可以应答CLV3和CLE19；在植物体中普遍表达的蛋白磷酸酶POL可能参与不同的CLE信号转导途径［32］；MAPK级联途径参与植物中多个LRR-RLKs（包括CLV1）的信号途径［35］，推测MAPK级联途径可能参与CLE信号转导途径；WUS及其同源蛋白WOX4、WOX5和WOX8参与CLV3、CLE41/CLE44、CLE40和CLE8的信号途径，还发现多个WOX基因家族中的成员具有调控花发育［64］、细胞分裂［65］、根尖干细胞发育［41］及胚发育［66］的作用，暗示可能存在新的CLE-WOX信号转导途径调控这些发育过程，也表明CLE-WOX模式在植物生长发育过程中具有广谱性。

研究发现，PSK能够同植物生长素和细胞分裂素一起，共同调节细胞的去分化和再分化［67］，CLE信号途径亦存在与植物激素（如生长素和细胞分裂素等）信号途径交叉或整合的现象：CLE40信号转导途径很可能与植物激素信号途径整合在一起，共同调控植物根向重力生长的过程［40］；超表达CLE42或CLE44时，顶端优势明显减弱，暗示CLE42或CLE44可能与生长素一起共同参与植株顶端优势的调控［10］；CLE10可能通过激活细胞分裂素信号途径来抑制原生木质部导管的形成［68］；对赤霉素缺陷型突变体的茎施加赤霉素，不仅促进其茎的发育，还能够促进根的发育。研究发现施加的赤霉素促进CLE6基因在根中柱中大量表达，在根部表达的CLE6继而参与调控茎的生长发育过程，CLE6和赤霉素究竟是如何长距离地调控茎和根的发育过程还需要进一步研究［69］。今后，CLE信号途径与植物激素信号途径如何在一起协同工作，这将是人们所需解决的问题。

相信随着生物化学、遗传学和分子生物学等技术的进一步发展，以上问题会被逐一解决，多肽信使CLE及其信号途径中相关组分的深入研究，必将有利于全面解析CLE信号转导通路调控的植物发育的机理。

［1］Bliss M. The discovery of insulin［M］. Chicago：University of Chicago Press, 1982.

［2］Brivanlou AH, Darnell JE. Signal transduction and the control of gene expression［J］. Science, 2002, 295（5556）：813-818.

［3］Todorovica V, Jurukovskia V, Chena Y, et al. Latent TGF- β binding proteins［J］. Int J Biochem Cell Biol, 2005, 37（1）：38-41.

［4］Gaspar TH, Kevers C, Faivre-Rampant O, et al. Changing concepts in plant hormone action［J］. In Vitro Cell Dev Biol Plant, 2003, 39（2）：85-106.

［5］Pearce G, Strydom D, Johnson S, et al. A polypeptide from tomato leaves activates the expression of proteinase inhibitor genes［J］. Science, 1991, 253（5022）：895-898.

［6］Matsubayashi Y, Sakagami Y. Phytosulfokine, sulfated peptides that induce the proliferation of single mesophyll cells of Asparagus officinalis L［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 1996, 93（15）：7623-7627.

［7］Casson SA, Chilley PM, Topping JE, et al. The POLARIS gene of Arabidopsis encodes a predicted peptide required for correct root growth and leaf vascular patterning［J］. Plant Cell, 2002, 14（8）：1705-1721.

［8］Butenko MA, Patterson SE, Grini PE, et al. INFLORESCENCE DEFICIENT IN ABSCISSION controls floral organ abscission in Arabidopsis and identifies a novel family of putative ligands in plants［J］. Plant Cell, 2003, 15（10）：2296-2307.

［9］Narita NN, Moore S, Horiguchi G, et al. Overexpression of a novel small peptide ROTUNDIFOLIA4 decreases cell proliferation and alters leaf shape in Arabidopsis thaliana［J］. Plant J, 2004, 38（4）：699-713.

［10］Strabala TJ, O'Donnell PJ, Smit AM, et al. Gain-of-function phenotypes for many CLAVATA3/ESR genes, including four new family members, correlate with tandem variations in the conserved CLAVATA3/ESR domain［J］. Plant Physiol, 2006, 140（4）：1331-1344.

［11］Fletcher JC, Brand U, Running MP, et al. Signaling of cell fate decisions by CLAVATA3 in Arabidopsis shoot meristem［J］. Science, 1999, 283（5409）：1911-1914.

［12］Opsahl-Ferstad HG, Le Deunff E, Dumas C, et al. ZmEsr, a novel endosperm-specific gene expressed in restricted region around the maize embryo［J］. Plant J, 1997, 12（1）：235-246.

［13］Chu H, Qian Q, Liang W, et al. The FLORAL ORGAN NUMBER4 gene encoding a putative ortholog of Arabidopsis CLAVATA3 regulates apical meristem size in rice［J］. Plant Physiol, 2006, 142（3）：1039-1052.

［14］Cock JM, Mccormick S. A large family of genes that share homology with CLAVATA3［J］. Plant Physiol, 2001, 126：939-942.

［15］Kondo T, Sawa S, Kinoshita A, et al. A plant peptide encoded by CLV3 identified by in situ MALDI-TOF MS analysis［J］. Science, 2006, 313：845-848.

［16］Bowers JE, Chapman BA, Rong JK, et al. Unravelling angiosperm genome evolution by phylogenetic analysis of chromosomal duplication events［J］. Nature, 2003, 422（6930）：433-438.

［17］Sharma VK, Ramirez J, Fletcher JC. The Arabidopsis CLV3-like（CLE）genes are expressed in diverse tissues and encode secreted proteins［J］. Plant Mol Biol, 2003, 51（3）：415-425.

［18］Ito Y, Nakanomyo I, Motose H, et al. Dodeca-CLE peptides as suppressors of plant stem cell differentiation［J］. Science, 2006, 313（5788）：842-845.

［19］Fiers M, Golemiec E, Xu J, et al. The 14-amino acid CLV3, CLE19, and CLE40 peptides trigger consumption of the root meristem in Arabidopsis through a CLAVATA2-dependent pathway［J］. Plant Cell, 2005, 17：2542-2553.

［20］Ni J, Clark SE. Evidence for functional conservation, sufficiency, and proteolytic processing of the CLAVATA3 CLE domain［J］. Plant Physiol, 2006, 140（2）：726-733.

［21］Durbak AR, Tax FE. CLAVATA signaling pathway receptors of Arabidopsis regulate cell proliferation in fruit organ formation as well as in meristem［J］. Genetics, 2011, 189：177-194.

［22］Yadav RK, Reddy GV. WUSCHEL protein movement and stem cell homeostasis［J］. Plant Signal Behav, 2012, 7（5）：592-594.

［23］Jonsson H, Heisler M, Reddy GV, et al. Modeling the organization of the WUSCHEL expression domain in the shoot apical meristem［J］. Bioinformatics, 2005, 21（Suppl. 1）：i232-i240.

［24］Müller R, Borghi L, Kwiatkowska D, et al. Dynamic and compensatory responses of Arabidopsis shoot and floral meristem to CLV3 signaling［J］. The Plant Cell, 2006, 18：1188-1198.

［25］Yadav RK, Perales M, Gruel J, et al. WUSCHEL protein movement mediates stem cell homeostasis in the Arabidopsis shoot apex［J］. Genes Dev, 2011, 25：2025-2030.

［26］Deyoung BJ, Bickle KL, Schrage KJ, et al. The CLAVATA1-related BAM1, BAM2 and BAM3 receptor kinase-like proteins are required for meristem function in Arabidopsis［J］. Plant J, 2006, 45：1-16.

［27］Guo YF, Han LQ, Hymes M, et al. CLAVATA2 forms a distinct CLE-binding receptor complex regulating Arabidopsis stem cell specification［J］. Plant J, 2010, 63（6）：889-900.

［28］Müller R, Bleckmann A, Simon R. The receptor kinase CORYNE of Arabidopsis transmits the stem cell-limiting signal CLAVATA3

independently of CLAVATA1［J］. Plant Cell, 2008, 20（4）：934-946.

［29］Zhu YF, Wang YQ, Li R, et al. Analysis of interactions among the CLAVATA3 receptors reveals a direct interaction between CLAVATA2 and CORYNE in Arabidopsis［J］. Plant J, 2010, 61：223-233.

［30］Kinoshita A, Betsuyaku S, Osakabe Y, et al. RPK2 is an essential receptor-like kinase that transmits the CLV3 signal in Arabidopsis［J］. Development, 2010, 137（2）：3911-3920.

［31］Stone JM, Trotochaud AE, Walker JC, et al. Control of meristem development by CLAVATA1 receptor kinase and kinase-associated protein phosphatase interactions［J］. Plant Physiol, 1998, 117（4）：1217-1225.

［32］Yu LP, Miller AK, Clark SE. POLTERGEIST encodes a protein phosphatase 2C that regulates CLAVATA pathways controlling stem cell identity at Arabidopsis shoot and flower meristems［J］. Curr Biol, 2003, 13：179-188.

［33］Song SK, Lee MM, Clark SE. POL and PLL1 phosphatases are CLAVATA1 signaling intermediates required for Arabidopsis shoot and floral stem cells［J］. Development, 2006, 133：4691-4698.

［34］Trotochaud AE, Hao T, Wu G, et al. The CLAVATA1 receptorlike kinase requires CLAVATA3 for its assembly into a signaling complex that includes KAPP and a Rho-related protein［J］. Plant Cell, 1999, 11（3）：393-406.

［35］Betsuyaku S, Takahashi F, Kinoshita A, et al. Mitogen-activated protein kinase regulated by the CLAVATA receptors contributes to shoot apical meristem homeostasis［J］. Plant Cell Physiol, 2011, 52（1）：14-29.

［36］Gish LA, Gagne JM, Brody LH, et al. WUSCHEL-responsive At5g65480 interacts with CLAVATA components in vitro and in transient expression［J］. PLoS One, 2013, 8（6）：e66345.

［37］Yadav RK, Perales M, Gruel J, et al. Plant stem cell maintenance involves direct transcriptional repression of differentiation program［J］. Mol Syst Biol, 2013, 9：654.

［38］Suzaki T, Sato M, Ashikari M, et al. The gene FLORAL ORGAN NUMBER1 regulates floral meristem size in rice and encodes a leucine rich repeat receptor kinase orthologous to Arabidopsis CLAVATA1［J］. Development, 2004, 131（22）：5649-5657.

［39］Kim C, Jeong DH, An G. Molecular cloning and characterization of OsLRK1 encoding a putative receptor-like protein kinase from Oryza sativa［J］. Plant Sci, 2000, 152：17-26.

［40］Hobe M, Müller R, Grünewald M, et al. Loss of CLE40, a protein functionally equivalent to the stem cell restricting signal CLV3, enhances root waving in Arabidopsis［J］. Dev Genes Evol, 2003, 213（8）：371-381.

［41］Stahl Y, Wink RH, Ingram GC, et al. A signaling module controlling the stem cell niche in Arabidopsis root meristems［J］. Curr Biol, 2009, 19（11）：909-914.

［42］Chu HW, Liang WQ, Li J, et al. A CLE-WOX signaling module regulates root meristem maintenance and vascular tissue development in rice［J］. J Exper Botany, 2013, 64（17）：5359-5369.

［43］Fiers M, Hause G, Boutilier K, et al. Mis-expression of the CLV3/ ESR-like gene CLE19 in Arabidopsis leads to a consumption of root meristem［J］. Gene, 2004, 327（1）：37-49.

［44］Wang GD, Long YC, Thomma BP, et al. Functional analyses of the CLAVATA2-like proteins and their domains that contribute to CALVATA2 specificity［J］. Plant Physiol, 2010, 152（1）：320-331.

［45］Jun J, Fiume E, Roeder AH, et al. Comprehensive analysis of CLE polypeptide signaling gene expression and overexpression activity in Arabidopsis［J］. Plant Physiol, 2010, 154（4）：1721-1736.

［46］Etchells JP, Turner SR. The PXY-CLE41 receptor ligand pair defines a multifunctional pathway that controls the rate and orientation of vascular cell division［J］. Development, 2010, 137（5）：767-774.

［47］Hirakawa Y, Kondo Y, Fukuda H. TDIF peptide signaling regulates vascular stem cell proliferation via the WOX4 homeobox gene in Arabidopsis［J］. Plant Cell, 2010, 22（8）：2618-2629.

［48］Qiang Y, Wu JB, Han HB, et al. CLE peptides in vascular development［J］. J Integrative Plant Biol, 2013, 55（4）：389-394.

［49］Wang JH, Kucukoglu M, Zhang LB, et al. The Arabidopsis LRRRLK, PXC1, is a regulator of secondary wall formation correlated with the TDIF-PXY/TDR-WOX4 signaling pathway［J］. BMC Plant Biol, 2013, 13：94.

［50］Fiume E, Fletcher JC. Regulation of Arabidopsis embryo and endosperm development by the polypeptide signaling molecule CLE8［J］. Plant Cell, 2012, 24（3）：1000-1012.

［51］Song XF, Guo P, Ren SC, et al. Antagonistic peptide technology for functional dissection of CLV3/ESR genes in Arabidopsis［J］.

Plant Physiol, 2013, 161：1076-1085.

［52］Bonello JF, Opsahl-Ferstad HG, Perez P, et al. Esr genes show different levels of expression in the same region of maize endosperm［J］. Gene, 2000, 246（1-2）：219-227.

［53］Balandín M, Royo J, Gómez E, et al. A protective role for the embryo surrounding region of the maize endosperm, as evidenced by the characterisation of ZmESR-6, a defensin gene specifically expressed in this region［J］. Plant Mol Biol, 2005, 58（2）：269-282.

［54］Floyd SK, Bowman JL. The ancestral developmental tool kit of land plants［J］. Int J Plant Sci, 2007, 168（1）：1-35.

［55］Strabala TJ, Phillips L, West M, et al. Bioinformatic and phylogenetic analysis of CLAVATA3/EMBRYO-SURROUNDING REGION（CLE）and the CLE-LIKE signal peptide genes in the Pinophyta［J］. BMC Plant Biol, 2014, 14：47.

［56］Wang X, Mitchum MG, Gao B, et al. A parasitism gene from a plant-parasitic nematode with function similar to CLAVATA3/ESR（CLE）of Arabidopsis thaliana［J］. Mol Plant Pathol, 2005, 6（2）：187-191.

［57］Fiers M, Golemiec E, van der Schors R, et al. The CLAVATA3/ESR motif of CLAVATA3 is functionally independent from the nonconserved flanking sequences［J］. Plant Physiol, 2006, 141（4）：1284-1292.

［58］Djordjevic MA, Oakes M, Wong CE, et al. Border sequences of Medicago truncatula CLE36 are specifically cleaved by endoproteases common to the extracellular fluids of Medicago and soybean［J］. J Exp Bot, 2011, 62（13）：4649-4659.

［59］Casamitjana-Martínez E, Hofhuis HF, Xu J, et al. Root-specific CLE19 overexpression and the sol1/2 suppressors implicate a CLV-like pathway in the control of Arabidopsis root meristem maintenance［J］. Curr Biol, 2003, 13（16）：1435-1441.

［60］Sawa S, Kinoshita A, Betsuyaku S, et al. A large family of genes that share homology with CLE domain in Arabidopsis and rice［J］. Plant Signal Behav, 2008, 3（5）：337-339.

［61］Lu SW, Chen S, Wang J, et al. Structural and functional diversity of CLAVATA3/ESR（CLE）-like genes from the potato cyst nematode Globodera rostochiensis［J］. Mol Plant Microbe Interact, 2009, 22（9）：1128-1142.

［62］Ohyama K, Shinohara H, Ogawa-Ohnishi M, et al. A glycopeptide regulating stem cell fate in Arabidopsis thaliana［J］. Nat Chem Biol, 2009, 5（8）：578-580.

［63］Shiu SH, Bleecker AB. Receptor-like kinases from Arabidopsis form a monophyletic gene family related to animal receptor kinases［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 2001, 98（19）：10763-10768.

［64］Matsumoto N, Okada K. A homeobox gene, PRESSED FLOWER, regulates lateral axis-dependent development of Arabidopsis flowers［J］. Genes Dev, 2001, 15（24）：3355-3364.

［65］Wu X, Dabi T, Weigel D. Requirement of homeobox, gene STIMPY/ WOX9 for Arabidopsis meristem growth and maintenance［J］. Curr Biol, 2005, 15（5）：436-440.

［66］Haecker A, Gross-Hardt R, Geiges B, et al. Expression dynamics of WOX genes mark cell fate decisions during early embryonic patterning in Arabidopsis thaliana［J］. Development, 2004, 131（3）：657-668.

［67］Yang H, Matsubayashi Y, Nakamura K, et al. Oryza sativa PSK gene encodes a precursor of phytosulfokine-alpha, a sulfated peptide growth factor found in plants［J］. Proc Natl Acad Sci USA, 1999, 96（23）：13560-13565.

［68］Kondo Y, Hirakawa Y, Kieber JJ, et al. CLE peptides can negatively regulate protoxylem vessel formation via cytokinin signaling［J］. Plant Cell Physiol, 2011, 52（1）：37-48.

［69］Bidadi H, Matsuoka K, Sage-Ono K, et al. CLE6 expression recovers gibberellin deficiency to promote shoot growth in Arabidopsis［J］. Plant J, 2014, 78（2）：241-252.

（责任编辑 狄艳红）

CLE Peptide Signaling Molecules in Plants

Gao Li
（Hebei Chemical and Pharmaceutical College，Shijiazhuang 050026）

Peptide ligands have long been recognized as signaling molecules which are involved in diverse developmental and physiological processes in animal systems. In recent years, peptide ligands have also well been known signaling molecules in plants, indicating that the function of peptides as singling molecules in inter-cellular communication is evolutionarily conserved. Recently, CLE（CLAVATA3/ EMBRYO SURROUNDING REGION）family is well be researched of signaling molecules in plants. Similar to peptide ligands maturation in animals, the CLE peptides are matured by post-translational proteolysis and modification by studying the CLV3 from Arabidopsis and TDIF from Zinnia. In this review, we outline the molecular characteristics, biological functions and the post-translational maturation of CLE gene family members. We also provide prospective vision in this field.

Peptide signaling molecule CLE peptide family Receptor kinase Signaling pathway Arabidopsis

2014-03-07

河北省教育厅高等学校科学研究项目（QN20131012），河北化工医药职业技术学院科研项目（YZ201406），河北化工医药职业技术学院博士科研项目（BQ32013007）

高丽，女，博士，讲师，研究方向：植物发育分子生物学；E-mail：cellgao@126.com