肾小管上皮间充质转化与肾脏纤维化*

王来亮, 罗 群

(1宁波大学医学院， 2宁波市第二医院肾内科，浙江 宁波 315010)

肾脏纤维化是所有慢性肾脏疾病(chronickidneydisease,CKD)，包括原发性、继发性肾小球疾病，肾小管间质和血管疾病以及肾移植慢性排斥性病变发展至终末期肾脏病共同的最终通路。目前认为，肾脏纤维化是不可逆的进行性病变，最终需透析治疗或肾移植，对患者、家庭及社会造成沉重的负担。尽管世界各国肾脏病学者做了大量的工作，但目前对肾脏纤维化的发病机制仍缺乏全面认识，严重阻碍了临床抗纤维化治疗的有效进行。近年来，研究表明：在肾脏损伤过程中，多种因子可诱导上皮细胞转化为成纤维细胞/肌成纤维细胞，引起肾小管缺失与细胞外基质蛋白沉积，这一过程被称为上皮间充质转化(epithelial-mesenchymaltransition,EMT)[1-2]。本文就近年来肾小管上皮细胞EMT在肾脏纤维化的作用及机制研究进展进行综述。

1 EMT与肾脏纤维化

肾小管上皮细胞EMT是一复杂过程，主要包括4个重要特征：上皮细胞失去紧密黏附和极性；α-平滑肌肌动蛋白(α-smooth muscle actin, α-SMA)表达和肌动蛋白再合成；肾小管基底膜破损；细胞迁徙及浸润性增强[2]。研究表明，肾小管上皮细胞在转化生长因子-β(transforming growth factor β, TGF-β)诱导下发生表型转化，上皮标志蛋白E-钙黏蛋白(E-cadherin)、紧密黏连蛋白-1(zonula occludens 1, ZO-1)及细胞角蛋白(cytokeratin)表达减少，而间充质标志蛋白波形蛋白(vimentin)、α-SMA、成纤维细胞特异蛋白-1(fibroblast-specific protein 1, FSP-1)、纤连蛋白(fibronectin, FN)及I型胶原表达增加[1-3]。转分化的肾小管上皮细胞常伴细胞形态成纤维样改变及迁徙能力增强，分泌大量间质基质蛋白，从而促进肾脏纤维化[2-3]。

肾小管上皮细胞EMT为肾间质成纤维细胞/肌成纤维细胞的重要来源。研究表明，在单侧输尿管梗阻(unilateral ureteral obstruction, UUO)肾病模型早期，大量肾小管上皮细胞同时表达E-钙黏蛋白与α-SMA，提示小管上皮细胞正发生EMT；随着病程进展，病变部位E-钙黏蛋白消失，代之以α-SMA阳性的肌成纤维细胞[2]。与动物研究相似，在人的肾活检组织中同样可以观察到肾小管上皮细胞EMT现象。研究报道，在不同肾脏病患者的肾活检组织中均存在肾小管上皮细胞EMT，小管上皮可不同程度地表达肌成纤维细胞标志蛋白α-SMA及间充质蛋白波形蛋白[4]。此外，肾小管间质成纤维细胞/肌成纤维细胞还源于内皮细胞-间充质细胞转分化(endothelial-mesenchymal transition, EndoMT)[5]。可见，肾小管间质纤维化的成纤维细胞/肌成纤维细胞来源具有多重性。

体内肾小管上皮细胞EMT对肾脏纤维化的作用常无法被充分评估，主要原因可能包括以下几方面：首先，E-钙黏蛋白、ZO-1及细胞角蛋白的丢失可能为肾小管上皮细胞损伤的普遍特征，肾小管上皮细胞EMT缺乏特异性较高的表型标志物；其次，间充质标志物波形蛋白、α-SMA、FSP-1、FN及I型胶原等对成纤维细胞/肌成纤维细胞特异性较差，可同时存在于其它细胞如炎症细胞和内皮细胞等；此外，EMT为一动态过程，肾损伤后肾小管上皮细胞与内皮细胞常发生不完全性EMT，可仅表现为1～2种表型蛋白的改变，且细胞可能并不离开固有的局灶微环境。因此，即使伴随着基因标记技术的高度发展，在人体进行肾小管上皮细胞EMT的动态研究并不现实。可见，肾小管上皮细胞EMT在体内肾脏纤维化，尤其是在人慢性肾脏疾病纤维化的作用至今尚未完全阐明，仍将是未来研究肾脏纤维化的重要主题。

2 EMT调节因子

2.1正调节因子 在肾脏纤维化不同阶段，肾小管及毛细血管微环境中存在多种EMT调节因子。TGF-β、血管紧张素II、醛固酮、高糖及尿白蛋白诱导EMT及肾脏纤维化，而腺苷酸活化蛋白激酶(adenosine monophosphate-activated protein kinase, AMPK)的激活可抑制此过程。在人肾近曲小管上皮细胞(HK-2)中，AMPK激活剂二甲双胍(metformin)诱导血红素加氧酶-1(heme oxygenase 1, HO-1)及内源性抗氧化剂硫氧还蛋白(thioredoxin, TRX)的表达，调控活性氧簇(reactive oxygen species, ROS)的活性，从而抑制EMT。AMPK抑制剂复合维生素C及小干扰RNA抑制可阻断此过程[6]。

除了经典的调节因子TGF-β、血管紧张素II等外，近年研究发现了多种新型EMT调节因子。在肾脏纤维化早期，淋巴细胞功能相关抗原-1(lymphocyte function-associated antigen 1, LFA-1)及细胞间黏附分子-1(intracellular adhesion molecule 1, ICAM-1)可分别作用于外周单核细胞及肾小管上皮细胞，促进小管上皮细胞EMT的发生[7]。补体系统与蛋白对肾小管上皮细胞EMT也有促进作用[4,8-10]。研究发现，补体C3在小鼠UUO模型退行性肾小管中呈高表达，肾小管上皮细胞出现EMT[9]。此外，运用微流控与区划芯片(microfluidic and compartmental chips)技术模拟活体近端小管微环境，也发现补体C3a及血清蛋白可诱导上皮细胞发生EMT，并促进细胞迁徙及形态改变[11]。有趣的是，草酸钙可诱导巨噬细胞合成分泌促纤维化因子，促进肾小管上皮细胞EMT的发生，出现间充质标志物波形蛋白表达上调，而上皮细胞标志物E-钙黏蛋白及细胞角蛋白表达下调，此过程由小G蛋白RhoA及泛素-蛋白水解酶复合体通路(ubiquitin-proteasome pathway, UPP)依赖的TGF-β1信号转号途径介导[12]。CKD患者常伴尿酸升高，可诱导肾小管上皮细胞发生EMT，表现为E-钙黏蛋白表达水平降低，α-SMA表达水平升高。这与尿酸促进转录因子Snail与Slug合成，同时增加E-钙黏蛋白泛素化并降解相关[13]。此外，在糖尿病肾病患者中，近端小管上皮细胞神经胶质瘤致病相关蛋白-2(glioma pathogenesis related protein 2, GLIPR-2)水平增加[14]。研究发现，GLIPR-2高表达可诱导近端小管上皮细胞EMT，表现为间充质标志物如波形蛋白、α-SMA合成增加，细胞迁徙能力增强，这与细胞外信号调节蛋白激酶(extracellular signal-regulated protein kinase, ERK)1/2的激活密切相关[14]。

肾脏纤维化常伴组织修复与重塑，多种蛋白酶被激活并分泌进入肾小管间质，可诱导肾小管上皮细胞发生EMT，促进肾脏纤维化[15-18]。在小鼠UUO模型中，纤维化肾脏小管上皮细胞基质金属蛋白酶(matrix metalloproteinase, MMP)-2与MMP-9表达增加，引起邻近小管基底膜破坏，小管上皮细胞发生EMT且迁徙力增强[16-18]。其机制与MMP激活Wnt5a-Ror2信号途径及骨桥蛋白(osteopontin, OPN)裂解有关[16-17]。需要注意的是，在肾脏纤维化的早期与晚期，MMP来源细胞可能不同，小鼠UUO模型早期，MMP-9来源主要为肾小管上皮细胞，而晚期除了肾小管上皮细胞，还包括巨噬细胞及肌成纤维细胞[17]。

2.2负调节因子 在众多EMT调节因子中还存在多种EMT负调节因子。其中经典负调节因子包括肝细胞生长因子(hepatocytegrowthfactor,HGF)及骨形态发生蛋白 7(bonemorphogenicprotein7,BMP-7)，可直接调控TGF-β/Smad信号途径，阻断肾小管上皮细胞EMT及肾脏纤维化。近年研究发现了多种新型肾小管上皮细胞EMT负调节因子，包括抗衰老蛋白Klotho、活性维生素D、血管内皮生长因子(vascularendothelialgrowthfactor,VEGF)、IL-7等[19-22]。在UUO动物模型中，肾脏Klotho缺乏可诱导小管上皮细胞间充质标志物的表达增加，而外源性Klotho可抑制此过程[19-20]，提示Klotho可阻断肾小管上皮细胞EMT及肾脏纤维化。Klotho为Wnt内源性拮抗剂[23-24]，其缺乏可引起Wnt/β-catenin信号通路激活，从而促进肾小管上皮细胞EMT及肾脏纤维化，其机制可能与Wnt3a延长小管细胞在细胞周期G2/M期的停滞时间，并促进TGF-β1的释放有关[25]。可见，Klotho可通过抑制Wnt/β-catenin与TGF-β1信号途径减轻肾小管上皮EMT及肾脏纤维化。CKD患者维生素D受体(vitaminDreceptor,VDR)表达水平下降，出现肾小管上皮细胞EMT及肾脏纤维化，活性维生素D可促进VDR的表达并抑制此过程[22]。其内在机制尚未阐明，但研究发现活性维生素D类似物帕立骨化醇可刺激慢性肾脏病小鼠Klotho合成分泌，升高血清和尿液Klotho水平，阻断肾小管上皮细胞EMT[26-27]。此外，VEGF及IL-7也可阻断肾小管上皮细胞EMT，其与肾小管上皮细胞TGF-β、TGF-βⅡ型受体、磷酸化Smad2/3、Smad3、Snai1或miR192表达受抑制[21,28]及促进Smad7合成有关[28]。

2.3microRNA 肾小管上皮细胞microRNA (miRNA)表达水平也与小管上皮细胞EMT及肾脏纤维化密切相关。研究发现，低氧环境中肾小管上皮细胞miR34a表达水平下降，Notch信号通路激活，出现EMT，引起上皮细胞标志物ZO-1、E-钙黏蛋白表达减少，间充质标志物α-SMA、波形蛋白表达增加；而miR34a类似物可抑制此过程[29]。这提示低氧环境中miR34a的低表达可能通过激活Notch信号通路调控肾小管上皮细胞EMT。此外，研究表明Notch促进EMT的机制之一与其激活诱导Snail1的表达有关[30]。甲状腺激素T3可促进miR34a表达，阻断TGF-β1诱导的肾小管上皮细胞EMT[31]。在肾脏纤维化早期，miRNA-200家族水平即可降低，同样促进肾小管上皮细胞EMT[32]。研究表明，miRNA-200家族可与锌指E-盒结合同源异形盒1(Zinc finger E-box-binding homeobox 1，ZEB1)及ZEB2靶向结合，促进肾小管上皮细胞E-钙黏蛋白合成，抑制纤连蛋白表达，从而维持小管上皮细胞形态特征[32-33]。miRNA-200对E-钙黏蛋白与纤连蛋白表达的调控并不依赖于磷酸化Smad2/3、p38丝裂原活化蛋白激酶(mitogen-activated protein kinase, p38 MAPK)或p42/44 MAPK信号通路的介导[33]，但也有研究得出与此不一致的结论[32]。

3 EMT信号转导途径

3.1TGF-β信号通路 TGF-β在纤维化肾脏中表达普遍增加，可介导肾小管上皮细胞EMT，在肾脏纤维化的发生发展中备受关注。TGF-β可通过Smad依赖性信号途径介导EMT。TGF-β通过跨膜丝/苏氨酸I型和II型受体促进Smad2与Smad3磷酸化，磷酸化Smad2、Smad3及Smad4形成异聚体复合物，转移进入细胞核调控相关基因的转录，包括分化抑制因子2(inhibitor of differentiation 2, Id2)、过氧化物酶体增殖物激活受体γ(peroxisome proliferator-activated receptor γ, PPAR-γ)、β-catenin、烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸氧化酶2(NADPH oxidase 2, Nox2)、激活蛋白1(activator protein 1, AP-1)、Snail等[22,34-37]。需要注意的是，Smad3分子不同结构部位的磷酸化可对下游信号的表达产生截然相反的作用[34]。研究表明，TGF-β1通过经典Smad 2/3信号途径抑制Id2合成，诱导肾小管上皮细胞EMT，而BMP-7依赖Smad 1/5信号途径可诱导Id2表达，拮抗以上过程[38]，这提示Id2可抑制上皮细胞去分化。最新研究发现，TGF-β1可抑制另一EMT负调节因子癌细胞扩散抑制因子(suppressor of cancer cell invasion, SCAI)的表达，加重肾脏纤维化[39]。Gremlin为TGF-β1信号途径下游因子，研究表明重组gremlin可诱导肾小管上皮细胞TGF-β1的表达，促进细胞外基质沉积及小管上皮细胞EMT；利用小干扰RNA(small interfering RNA)阻断内源性gremlin表达可抑制此过程，提示gremlin可能成为抗肾小管上皮细胞EMT及肾脏纤维化的新治疗靶点[40]。

TGF-β还可激活肾小管上皮细胞多条非Smad依赖性EMT相关信号通路，包括p38 MAPK、磷脂酰肌醇3-激酶(phosphatidylinositol 3-kinase, PI3K)/蛋白激酶B(protein kinase B, PKB/Akt)及RhoA等。研究表明，低糖环境下TGF-β1可激活p38 MAPK，促进下游基因AP-1表达，从而引起肾小管上皮细胞EMT[37]。事实上，高糖可单独激活p38 MAPK，促进肾小管上皮细胞下游基因AP-1的表达及EMT[37]。TGF-β激活p38 MAPK依赖于β1-整合素，而p38 MAPK激活可使糖原合成酶激酶3β(glycogen synthase kinase 3β, GSK-3β)C端磷酸化并使其失活，引起β-catenin积聚[41]。PI3K/Akt信号通路激活也与高糖环境下肾小管上皮细胞EMT紧密相关，其机制可能通过促进GSK-3β磷酸化及Snail1和β-catenin的表达相关[42]。此外，肾小管上皮细胞在TGF-β诱导下发生EMT时，小G蛋白RhoA对细胞形态变化、间质标志物如纤连蛋白、波形蛋白的表达及细胞骨架重塑也具有重要作用[12]。

3.2Wnt信号通路Wnt蛋白属分泌型生长因子的高度保守家族成员，通过FZD受体(frizzledreceptors)共受体低密度脂蛋白受体相关蛋白(LDL-receptor-relatedprotein,LRP)5/6调控器官发生、组织稳态及肿瘤形成。Wnt蛋白与受体结合后，通过信号转导促使β-catenin去磷酸化。β-catenin去磷酸化可抑制由泛素介导的降解，使其在胞浆积聚，进而与胞核T细胞因子/淋巴增强因子 1(Tcellfactor/lymphoidenhancer-bindingfactor1,TCF/LEF1)结合，促进Wnt目标基因的转录。

近年研究发现，Wnt/β-catenin信号途径除了调控器官形成、肿瘤转移等，也参与CKD尤其糖尿病肾病的肾小管上皮细胞EMT及肾脏纤维化。Wnt信号活化主要集中在肾小管上皮细胞和肾脏间质。研究发现高糖环境中，肾小管上皮细胞Wnt、α-SMA表达增加，E-钙黏蛋白表达降低，β-catenin在细胞浆及核内聚积，提示糖尿病肾病肾小管间质纤维化与Wnt/β-catenin信号通路激活密切相关[19]。Zhou等[43]研究表明高糖可以活化Aktia小鼠糖尿病模型中经典Wnt信号通路，使用胰岛素控制血糖可明显降低该模型中Wnt信号的活化，使Wnt信号通路的组成成分表达下调；通过单克隆抗体阻断LRP6抑制经典Wnt信号通路能减轻肾小管上皮细胞EMT与肾脏纤维化。TGF-β与Wnt信号途径都可激活β-catenin，β-catenin激活可能作为信号转导的重要枢纽，促进下游基因(Snail、Twist等)的转录，从而调控肾小管上皮细胞EMT及肾脏纤维化。

最新研究发现，非β-catenin依赖Wnt信号通路如Wnt5a-Ror2也可介导肾小管上皮细胞EMT及肾脏纤维化。在小鼠UUO模型中，Wnt5a与Ror2表达均上调，而Ror2在小管上皮细胞尤为明显，同时伴间充质标志物Snail及波形蛋白水平升高[16]。与Ror2+/-相比，Ror2+/+小鼠肾小管基底膜破坏程度明显增加，这可能与肾小管上皮细胞Ror2的高表达常伴MMP-2合成增加，从而引起邻近小管基底膜破坏有关[16]。

4 展望

近年，EMT在胚胎发育、肿瘤转移及器官纤维化中的作用已成为重要的研究主题。在肾脏损伤或应激时，肾小管上皮细胞发生EMT，其对肾脏纤维化的作用日益受到关注。细胞内外存在多种调节因子，调控EMT相关信号的表达与转导。虽然近年研究获得一些成果，但肾小管上皮细胞EMT与肾脏纤维化还存在如下重要问题尚未解决。首先，除了上皮细胞与内皮细胞，间质成纤维细胞、循环纤维细胞及血管管周细胞也参与了肾脏纤维化，肾小管上皮细胞EMT在肾脏纤维化中的地位还未明确。其次，EMT涉及多种分子机制，但完整的EMT调控机制有待进一步阐明。此外，肾小管上皮细胞EMT机制的深入研究可启动更具针对性的抗纤维化治疗，但如何将已取得的研究成果转化为具体临床治疗手段是未来工作的巨大挑战。

[参 考 文 献]

[1]KimMK,MaengYI,SungWJ,etal.ThedifferentialexpressionofTGF-β1,ILKandwntsignalinginducingepithelialtomesenchymaltransitioninhumanrenalfibrogenesis:animmunohistochemicalstudy[J].IntJClinExpPathol,2013,6(9):1747-1758.

[2] Liu Y. New insights into epithelial-mesenchymal transition in kidney fibrosis[J]. J Am Soc Nephrol, 2010,21(2):212-222.

[3]López-HernándezFJ,López-NovoaJM.RoleofTGF-βinchronickidneydisease:anintegrationoftubular,glomerularandvasculareffects[J].CellTissueRes,2012,347(1): 141-154.

[4] Habib SL. Alterations in tubular epithelial cells in diabetic nephropathy[J]. J Nephrol,2013,26(5):865-869.

[5]HeJ,XuY,KoyaD,etal.Roleoftheendothelial-to-mesenchymaltransitioninrenalfibrosisofchronickidneydisease[J].ClinExpNephrol,2013,17(4):488-497.

[6] Lee JH, Kim JH, Kim JS, et al. AMP-activated protein kinase inhibits TGF-β-, angiotensin II-, aldosterone-, high glucose-, and albumin-induced epithelial-mesenchymal transition[J]. Am J Physiol Renal Physiol,2013,304(6):F686-F697.

[7]MorishitaY,WatanabeM,NakazawaE,etal.TheinteractionofLFA-1onmononuclearcellsandICAM-1ontubularepithelialcellsacceleratesTGF-β1-inducedrenalepithelial-mesenchymaltransition[J].PLoSOne,2011,6(8):e23267.

[8] Ibrini J, Fadel S, Chana RS, et al. Albumin-induced epithelial mesenchymal transformation[J]. Nephron Exp Nephrol,2012,120(3):e91-e102.

[9]ZhouX,FukudaN,MatsudaH,etal.Complement3activatestherenalrenin-angiotensinsystembyinductionofepithelial-to-mesenchymaltransitionofthenephrotubulusinmice[J].AmJPhysiolRenalPhysiol,2013,305(7):F957-F967.

[10] 孙良忠,岳智慧,陈述枚. 白蛋白超载诱导近端肾小管上皮细胞表达α-平滑肌肌动蛋白[J]. 中国病理生理杂志,2008,24(8):1575-1580.

[11]ZhouM,MaH,LinH,etal.Inductionofepithelial-to-mesenchymaltransitioninproximaltubularepithelialcellsonmicrofluidicdevices[J].Biomaterials,2014,35(5):1390-1401.

[12] Kanlaya R, Sintiprungrat K, Thongboonkerd V. Secreted products of macrophages exposed to calcium oxalate crystals induce epithelial mesenchymal transition of renal tubular cells via RhoA-dependent TGF-β1pathway[J]. Cell Biochem Biophys,2013,67(3):1207-1215.

[13]RyuES,KimMJ,ShinHS,etal.Uricacid-inducedphenotypictransitionofrenaltubularcellsasanovelmechanismofchronickidneydisease[J].AmJPhysiolRenalPhysiol,2013,304(5):F471-F480.

[14] Huang S, Liu F, Niu Q, et al. GLIPR-2 overexpression in HK-2 cells promotes cell EMT and migration through ERK1/2 activation[J]. PLoS One,2013,8(3):e58574.

[15]AresuL,BenaliS,GarbisaS,etal.Matrixmetalloproteinasesandtheirroleintherenalepithelialmesenchymaltransition[J].HistolHistopathol,2011,26(3):307-313.

[16] Li X, Yamagata K, Nishita M, et al. Activation of Wnt5a-Ror2 signaling associated with epithelial-to-mesenchymal transition of tubular epithelial cells during renal fibrosis[J]. Genes Cells,2013,18(7):608-619.

[17]TanTK,ZhengG,HsuTT,etal.Matrixmetalloproteinase-9oftubularandmacrophageorigincontributestothepathogenesisofrenalfibrosisviamacrophagerecruitmentthroughosteopontincleavage[J].LabInvest,2013,93(4):434-449.

[18] Du X, Shimizu A, Masuda Y, et al. Involvement of matrix metalloproteinase-2 in the development of renal interstitial fibrosis in mouse obstructive nephropathy[J]. Lab Invest,2012,92(8):1149-1160.

[19]SugiuraH,YoshidaT,ShiohiraS,etal.ReducedKlothoexpressionlevelinkidneyaggravatesrenalinterstitialfibrosis[J].AmJPhysiolRenalPhysiol,2012,302(10):F1252-F1264.

[20] Doi S, Zou Y, Togao O, et al. Klotho inhibits transforming growth factor-beta 1 (TGF-beta 1) signaling and suppresses renal fibrosis and cancer metastasis in mice[J]. J Biol Chem, 2011,286 (10):8655-8665.

[21]HongJP,LiXM,LiMX,etal.VEGFsuppressesepithelial-mesenchymaltransitionbyinhibitingtheexpressionofSmad3andmiR192,aSmad3-dependentmicroRNA[J].IntJMolMed,2013,31(6):1436-1442.

[22] Xiong M, Gong J, Liu Y, et al. Loss of vitamin D receptor in chronic kidney disease: a potential mechanism linking inflammation to epithelial-to-mesenchymal transition[J]. Am J Physiol Renal Physiol,2012,303(7):F1107- F1115.

[23]ChenB,MaX,LiuS,etal.Inhibitionoflungcancercellsgrowth,motilityandinductionofapoptosisbyKlotho,anovelsecretedWntantagonist,inadose-dependentmanner[J].CancerBiolTher,2012,13(12):1221-1228.

[24] Zhou L, Li Y, Zhou D, et al. Loss of Klotho contributes to kidney injury by derepression of Wnt/β-catenin signaling[J]. J Am Soc Nephrol,2013,24(5):771-785.

[25]SatohM,NagasuH,MoritaY,etal.KlothoprotectsagainstmouserenalfibrosisbyinhibitingWntsignaling[J].AmJPhysiolRenalPhysiol,2012,303(12):F1641-F1651.

[26] He W, Kang YS, Dai C, et al. Blockade of Wnt/β-catenin signaling by paricalcitol ameliorates proteinuria and kidney injury[J]. J Am Soc Nephrol,2011,22(1):90-103.

[27]LauWL，LeafEM，HuMC，etal.VitaminDreceptoragonistsincreaseklothoandosteopontinwhiledecreasingaorticcalcificationinmicewithchronickidneydiseasefedahighphosphatediet[J].KidneyInt,2012,82(12):1261-1270.

[28] Hsieh PF, Liu SF, Lee TC, et al. The role of IL-7 in renal proximal tubule epithelial cells fibrosis[J]. Mol Immunol,2012,50(1-2):74-82.

[29]DuR,SunW,XiaL,etal.Hypoxia-induceddown-regulationofmicroRNA-34apromotesEMTbytargetingtheNotchsignalingpathwayintubularepithelialcells[J].PLoSOne,2012,7(2):e30771.

[30] Matsuno Y, Coelho AL, Jarai G, et al. Notch signaling mediates TGF-β1-induced epithelial-mesenchymal transition through the induction of Snai1[J]. Int J Biochem Cell Biol,2012,44(5):776-789.

[31]LuX,ChenZ,LiangH,etal.ThyroidhormoneinhibitsTGFβ1-inducedrenaltubularepithe-lialtomesenchymaltransitionbyincreasingmiR34aexpression[J].CellSignal,2013,25(10):1949-1954.

[32] Xiong M, Jiang L, Zhou Y, et al. The miR-200 family regulates TGF-β1-induced renal tubular epithelial to mesenchymal transition through Smad pathway by targeting ZEB1 and ZEB2 expression[J]. Am J Physiol Renal Physiol,2012,302(3):F369- F379.

[33]TangO,ChenXM,ShenS,etal.MiRNA-200brepressestransforminggrowthfactor-β1-inducedEMTandfibronectinexpressioninkidneyproximaltubularcells[J].AmJPhysiolRenalPhysiol,2013,304(10):F1266-F1273.

[34]BaeE,KimSJ,HongS,etal.Smad3linkerphosphorylationattenuatesSmad3transcriptionalactivityandTGF-β1/Smad3-inducedepithelial-mesenchymaltransitioninrenalepithelialcells[J].BiochemBiophysResCommun,2012,427(3):593-599.

[35] Djamali A, Reese S, Hafez O, et al. Nox2 is a mediator of chronic CsA nephrotoxicity[J]. Am J Transplant,2012,12(8):1997-2007.

[36]OhnukiK,UmezonoT,AbeM,etal.ExpressionoftranscriptionfactorSnai1andtubulointerstitialfibrosisinprogressivenephropathy[J].JNephrol,2012,25(2):233-239.

[37] Lv ZM, Wang Q, Wan Q, et al. The role of the p38 MAPK signaling pathway in high glucose-induced epithe-lial-mesenchymal transition of cultured human renal tubular epithelial cells[J]. PLoS One,2011,6(7):e22806.

[38]VeerasamyM,PhanishM,DockrellME.SmadmediatedregulationofinhibitorofDNAbinding2anditsroleinphenotypicmaintenanceofhumanrenalproximaltubuleepithelialcells[J].PLoSOne,2013,8(1):e51842.

[39] Fintha A, Gasparics, Fang L, et al. Characterization and role of SCAI during renal fibrosis and epithelial-to-mesenchymal transition[J]. Am J Pathol,2013,182(2):388-400.

[40]Rodrigues-DiezR,LavozC,CarvajalG,etal.Gremlinisadownstreamprofibroticmediatoroftransforminggrowthfactor-betainculturedrenalcells[J].NephronExpNephrol, 2012,122(1-2):62-74.

[41] Thornton TM, Pedraza-Alva G, Deng B, et al. Phosphorylation by p38 MAPK as an alternative pathway for GSK3β inactivation[J]. Science,2008,320(5876):667-670.

[42]LeeYJ,HanHJ.Troglitazoneameliorateshighglucose-inducedEMTanddysfunctionofSGLTsthroughPI3K/Akt,GSK-3β,Snail1,andβ-catenininrenalproximaltubulecells[J].AmJPhysiolRenalPhysiol,2010,298(5):F1263-F1275.

[43] Zhou T, He X, Cheng R, et al. Implication of dysregulation of the canonical wingless-type MMTV integration site (WNT) pathway in diabetic nephropathy[J]. Diabetologia, 2012,55(1):255-266.