激肽释放酶-激肽系统对心梗后心肌细胞灌注的影响

2013-03-23 01:21黄长根姚玉宇马根山

东南大学学报（医学版） 2013年5期

黄长根，姚玉宇，马根山

(1.东南大学医学院心血管病研究所，江苏南京 210009;2.东南大学附属中大医院心血管内科，江苏南京 210009)

当人们发现血管紧张素转换酶抑制剂(ACEI)不仅可以通过降低血管紧张素Ⅱ的水平，而且可以通过抑制缓激肽的分解，来改善心肌梗死(心梗)后心肌扩张和心力衰竭后，人们开始关注激肽释放酶－激肽系统(kallikrein－kininsystem，KKS)在心梗后对心脏的影响。大量研究结果［1－3］显示，激肽释放酶－激肽系统广泛地存在于心血管系统中，但目前关于心梗后KKS的作用仍不十分清楚，大多数学者认为激肽释放酶激肽系统在心梗后有改善心室重构、缩小心肌梗死面积、减少心肌细胞凋亡、抑制心肌纤维化等作用。作者对关于KKS在心梗后增加心肌细胞灌注、减轻缺血－再灌注损伤的研究作一综述。

1 KKS的组成及生理作用

KKS主要包括前激肽释放酶/激肽释放酶原、激肽释放酶、激肽原、激肽和激肽受体。

激肽是KKS中具有多种药理学活性多肽的总称，主要有缓激肽(bradykinin，BK)、赖氨酰缓激肽和甲硫氨酰赖氨酰缓激肽。在血液或者尿液中，赖氨酰缓激肽和甲硫氨酰赖氨酰缓激肽可以在氨肽酶的作用下转化为缓激肽［4］，BK可被循环中的激肽酶迅速(小于15 s)降解而失活［5］，其中血管紧张素转换酶(ACE)就是激肽酶中最重要的一种。激肽的前体——激肽原来源于α2球蛋白，分为高分子量激肽原(high－molecularweight kininogen HMWK)和低分子量激肽原(lowmolecular－weight kininogen LMWK)。激肽释放酶分为血浆激肽释放酶(plasma kallikrein，PK)和组织激肽释放酶(tissue kallikrein，TK)两种，分别由前激肽释放酶和激肽释放酶原转换而来。PK存在于血液循环中，平时表现为非激活形式，即前激肽释放酶，前激肽释放酶可被Ⅻa因子激活而转换为具有活性的PK，PK可作用于HMWK，产生BK和赖氨酰缓激肽;TK以非活性的激肽释放酶原的形式在组织中合成，可被胰蛋白酶激活而形成具有活性的TK。TK可作用于LMWK，产生赖氨酰缓激肽，再经氨基肽酶水解生成BK。KKS发挥作用大多通过激肽激动激肽受体，激肽受体分为B1受体和B2受体。B1受体对羧基端缺如的激肽代谢产物具有很强的选择性和亲和力，一般认为，B1受体在正常的情况下不表达，而在应激和炎症时反应性地高表达，主要介导炎症反应和血管新生;B2受体存在于正常机体内，对BK、赖氨酰缓激肽敏感，介导大多数心血管效应、电解质代谢和器官保护功能［6］。

2 心肌细胞的灌注

心脏由冠状动脉供血。从主动脉根部发出左、右冠状动脉，分别开口于主动脉瓣左后叶和前叶。左冠状动脉自主动脉根部发出后是一段较短的左主干，然后分为左回旋支和左前降支。左回旋支沿房室沟走行，向下转向心尖，主要供应左心房和左心室侧壁，并与右冠状动脉共同供血至左心室后壁。左前降支沿室间沟走行，直至心尖，主要供应左心室游离壁、室间隔和心室前壁的一小部分。右冠状动脉沿心脏膈面的冠状沟走行，再向下至心尖部;它主要供应右心房、右心室游离壁，有时还不同程度地供应室间隔的后1/3和左心室后壁。各冠状动脉分支穿行于心肌之间，向远端分为小动脉、微动脉和后微动脉等一系列分支，最终形成丰富的毛细血管网。毛细血管位于膈肌纤维之间，并与之平行地走行。一般情况下一根肌纤维只有一条毛细血管供血，两者之间的最大扩散距离为8～10 μm。通常情况下只有3/5～4/5的心脏毛细血管处于开放状态，如果动脉血氧分压降低或从事运动，则处于开放状态的毛细血管将增加，以保证心肌细胞的代谢需要。冠状动脉基本上属于终末动脉，每一个小动脉分别灌注其所属的毛细血管床。一根冠状动脉如果突然发生闭塞，则导致区域性心肌缺血，甚至梗死。各冠状血管之间虽有吻合支存在，但通常较小，以致直径大于35～40 μm的微粒难以通过。因此，从功能上来看，它们不能成为各血管段之间的侧支血流通路。但是，如果某一冠状动脉的血流是逐步减少的，则上述吻合支随之扩大，可将血液自正常血管引入病变血管内［7－9］。

冠状动脉斑块破裂、裂隙或夹层引起冠脉内血栓形成，或继发于心肌氧供需失衡(如冠脉痉挛、心律失常、贫血、呼吸衰竭、高血压或低血压)均可导致心肌缺血以致梗死。心梗时病变血管相关的心肌出现血液供需的严重失衡(甚至完全没有血供)，从而引起心肌细胞功能紊乱，最终可导致心肌坏死。心肌坏死是由心内膜下扩展至心外膜下，坏死范围的大小取决于冠状动脉供血减少的程度、供血停止的时间和侧支循环血流的多少［10］。在体内多种因素的影响下，心梗后病变血管可出现扩张和再通，病变血管周边侧支血管开放和新生血管生成，相关缺血区域毛细血管密度增加，从而改善病变心肌细胞的血液灌注。在心梗后心肌细胞经历一段时间的缺血后在自身或医疗帮助下可一定程度地恢复心肌细胞的灌注，在这一过程中常发生缺血－再灌注损伤。心肌细胞在缺血－再灌注时，随着氧的重新供应，骤然产生大量的氧自由基，这些过多的自由基超出了机体抗氧化系统的代偿能力，而对包括细胞膜、线粒体膜、内质网等在内的膜结构产生严重的破坏作用。膜脂质被过氧化生成脂质过氧化物，溶酶体被破坏解体，钙离子大量涌入细胞，缺血心肌细胞在再灌注的损伤下很快从可逆性损伤过渡为不可逆性损伤。同时，在缺血心肌细胞及缺血心肌细胞周围有白细胞大量聚集;一方面白细胞可以产生氧自由基，破坏心肌细胞膜结构;另一方面白细胞因其直径大而堵塞微循环，造成微循环结构损伤、内皮功能障碍，进一步加重了缺血－再灌注时心肌细胞的损伤。缺血－再灌注损伤发生时主要表现为心肌舒缩功能降低、心律失常等，对心梗的预后产生不良的影响。

3 KKS在心梗后心肌细胞灌注中的作用

心梗后导致病变血管相关的心肌缺血，此时激肽可以通过增加冠状动脉的血流来改善缺血心肌细胞的灌注［11］。这种功能可能与激肽激动B2受体的效应有关，因为这样的效应可被B2受体拮抗剂HOE140所拮抗，又可被非肽类B2受体激动剂5FR190997所增强［12］;此外在转基因大鼠心脏中过表达的人激肽释放酶［13］或者在冠状动脉内输注额外的 BK［14］均可以进一步增加心梗后冠状动脉的血流而增加缺血心肌细胞的灌注。

心梗后如未能充分开通病变血管，心肌则会出现持续缺血，并会诱导病变血管周边侧支血管的开放和新生血管的生成，以减小心梗范围并抑制心脏重塑。体外实验显示，BK可以刺激内皮细胞的增殖［15］，在慢性血管闭塞病变中对血管新生至关重要［16］，激肽释放酶转基因疗法可以增加心梗后毛细血管密度［17－18］。

Munk等［19］在成年小鼠心脏的体外实验中发现，血管紧张素Ⅱ诱导的血管新生需依赖于B2受体，表明血管新生受血管紧张素Ⅱ受体影响而不是血管紧张素Ⅰ受体，这个效应也可以被B2受体拮抗剂HOE140所拮抗;而B2受体基因敲除的小鼠不管是用血管紧张素Ⅱ还是血管内皮生长因子来诱导，均不能诱导血管新生;激肽释放酶抑制剂也能抑制血管紧张素Ⅱ诱导的血管新生，上述结果提示，B2受体对心脏血管再生有着重要影响。尽管如此，增强新生血管形成的具体机制中，关于 B1受体［20］或 B2受体［21］是否参与其中仍存在争议。Parenti等［22］通过在体外的兔角膜环境中证实，BK诱导的血管新生是通过B1受体而不是B2受体，并且他们认为B1受体通过成纤维细胞生长因子2(fibroblast growth factor，FGF2)的产生来介导血管出芽，因为FGF2的抗体可以抑制血管新生。Knox等［23］在人支气管的环境中证实，BK可以通过B2受体激动蛋白激酶C和生成内源性前列腺素诱导血管内皮生长因子(vascular endothelial growth factor，VEGF)的分泌而刺激血管新生。Thuringer等［24］在体外实验中证实，BK可以通过B2受体反式激活VEGF受体(KDR/Flkl)而促进冠状动脉内皮细胞形成血管状结构。

Emanueli等［25］在腿部的缺血模型中发现，局部使用TK后通过Akt－eNOS信号通路导致血管新生，与VEGF－A 和 VEGFR－2无关。Yao 等［26］通过将携带有TK基因的腺病毒与或不与携带有不能激活的Akt突变体的腺病毒(Ad.DN－Akt)及始终处于活化状态的GSK－3β 突变体的腺病毒(Ad.GSK3β－S9A)一同注射入心梗后大鼠心肌层中，重组表达的TK在TK基因转导后10 d显著地提高了大鼠的心功能，减小了梗死面积，在增加了毛细血管及细小动脉密度的同时显著增加了心肌血液灌注;TK在增加了心脏Akt和GSK－3β磷酸化的同时，降低了GSK－3β的活性并上调了VEGF和VEGFR－2的表达。上述所有TK的功能均可被Ad.DN－Akt和 Ad.GSK3β－S9A 所阻止。提示 TK 可通过Akt－GSK－3β信号通路促进VEGF的表达继而促进血管新生。

内皮祖细胞(endothelial progenitor cells，EPCs)被认为对血管新生非常重要。Agata等［27］在左前降支结扎后的裸鼠心梗模型中植入了转TK基因的EPCs，与植入空载基因的EPCs相比，前者心肌梗死周边的毛细血管和小动脉的密度明显增加。Spillmann等［18］将激肽释放酶基因转移至心肌细胞，在心梗后可以发现内皮祖细胞全身性的增加，并导致毛细血管密度的增加。Kränkel等［28］通过体外实验证实，BK 可以通过PI3K/Akt/eNOS信号通路发挥对CD133+和 CD34+的血管新生祖细胞和EPCs强有力的趋化活性。Yao等［29］分别作了体外和小鼠体内的研究，在体外从大鼠外周血中分离出了包含EPCs的单核细胞，并在有或无TK、激肽B2受体拮抗剂(icatibant)、磷脂酰肌醇－3激酶抑制剂(LY294002)的条件下进行了TK对EPCs分化、凋亡、迁移和血管管状结构形成能力的研究;在心梗小鼠模型中，研究了TK基因转导对外周循环中CD34+Flk－1+祖细胞数量、血管新生的程度和心功能的影响。体外实验结果显示，TK加快了EPCs的分化、提高了EPCs迁移和形成血管管状结构的能力、降低了因缺氧所致的EPCs的凋亡，并增加了Akt的磷酸化和caspase－3裂解蛋白的水平，但上述所有TK的功能均可被icatibant或LY294002所阻止。在体实验结果显示，TK基因转导后小鼠心脏内表达出来大量TK，并在TK基因转导后7 d显著提高心肌收缩能力，缩小了梗死面积;和空载病毒组相比，可以增加CD34+Flk－1+EPCs的数量，促进梗死心肌周围毛细血管及细小动脉的生长，从而降低死亡率和保护左室功能。以上结果提示TK可以通过 B2R－Akt信号通路来增加EPCs的数量和性能，从而促进心梗后血管的新生。

4 KKS在心梗后心肌细胞缺血-再灌注损伤中的作用

心梗后如心肌细胞在发生可逆性损伤阶段获得了血液再灌注，可引起心肌细胞代谢性的、机械性的和膜功能的恢复，但由于缺血时已经存在的电生理学不同步特性，再加上再灌注加重了其不稳定性，更易发生折返激动，这会导致室性心动过速的发生，并可进行性加重，甚至发生室颤。在一定时间缺血后的再灌注，却不能阻止心肌损伤朝向不可逆性损伤发展，促进了缺血性损伤的继续恶化，即心梗后心肌细胞的缺血－再灌注损伤，这会减弱再灌注给心脏带来的益处，并可加重心脏功能障碍和心肌的损伤［30－31］。在对KKS的研究中，人们不断发现激肽可以通过多种途径来减少缺血－再灌注损伤所致的心肌梗死范围的扩大、不良的心室重构、恶性心律失常的发生及心肌细胞的凋亡。国内外在关于降低缺血－再灌注损伤方面的研究均非常多［32－37］，Yoshida 等［38］在大鼠心肌缺血/再灌注前 1 周将TK基因转导至大鼠心脏，发现与导入空白腺病毒基因载体的大鼠相比，TK基因转导后可显著减少心梗面积与缺血风险心肌面积的比值、降低室颤的发生率、减弱缺血心肌的凋亡，还发现在TK基因转导后心肌中激肽和cGMP水平显著升高。提示TK基因转导后是通过激肽－cGMP信号通路来降低心梗后心肌因缺血－再灌注所致的梗死面积的扩大、室颤的发生和心肌细胞的凋亡。进一步的研究发现，激肽释放酶/激肽是通过 Akt－Bad·14－3－3 and Akt－GSK－3β－caspase－3 信号通路来抑制心肌缺血－再灌注后心肌细胞的凋亡的［39］。

Yin等［40］在大鼠心肌缺血－再灌注前4 d将TK基因转导至大鼠心脏，并使用 icatibant或者 L－NAME(NO合酶抑制剂)干预，结果显示，在缺血－再灌1 d后TK基因转导可以提高心肌收缩和舒张能力，减小心肌梗死面积，还可以通过降低细胞间的黏附来减少巨噬细胞/单核细胞和中性粒细胞在梗死心肌处的聚集，激肽释放酶可以增加心肌内皮NO合酶的磷酸化和NO的水平，减少超氧化合物的形成、TGF－β1水平和Smad2的磷酸化。除此以外，激肽释放酶还可减少缺血－再灌注诱导的 JNK、p38MAPK、IκB－α 的磷酸化和细胞核内NF－κB的激活。在缺血－再灌7 d后，TK可以提高心脏功能、减少心肌梗死面积，预防心室壁变薄。但以上作用均可被icatibant和L－NAME所阻止。提示TK在心肌缺血－再灌注后是通过B2受体和NO的合成来对氧化应激、TGF－β1/Smad2和 JNK/p38MAPK信号通路以及NF－κB激活产生抑制效果，从而提高心肌功能、抑制炎症和限制左室重构。

5 展望

近年来关于KKS的研究成果颇丰，人们对KKS的各种生理作用的了解也愈来愈深入。KKS在心梗中的作用深受人们的重视，其可以增加心肌细胞的灌注和减轻心肌细胞缺血－再灌注损伤的作用更是令人振奋，特别是近期关于KKS对心梗后血管新生的研究让人们对心梗后心肌细胞灌注的改变有了更进一步的了解，希望这可以成为未来心梗治疗策略的一个新的方向。

［1］BRITOS J，NOLLY H L.Kinin－forming enzyme of rat cardiac tissue.Subcellular distribution and biochemical properties［J］.Hypertension，1981，3(6 Pt 2)，Ⅱ－42－45.

［2］SHARMA J N，UMA K，YUSOF A P.Left ventricular hypertrophy and its relation to the cardiac kinin－forming system in hypertensive and diabetic rats［J］.Int J Cardiol，1998，63(3):229－235.

［3］NOLLY H L，SAED G，SCICLI G，et al.The kallikrein－kinin system in cardiac tissue［J］.Agents Actions Suppl，1992，38(Pt 3):62－72.

［4］SHARMA J N.Does kinin mediate the hypotensive action of angiotensin converting enzyme(ACE)inhibitors?［J］.Gen Pharmacol，1990，21:451－457.

［5］SHARMA J N.Involvement of the kinin－forming system in physiopathology of rheumatoid inflammation［J］.Agents Actions Suppl，1992，38(Pt 3)，343－361.

［6］HILLMEISTER P，PERSSON P B.The Kallikrein－Kinin system［J］.Acta Physiol(Oxf)，2012，206:215－219.

［7］BERNE R M，GEIGER S R，SPERELAKIS N.Handbook of Physiology［M］//The Heart.Bethesda:American Physiological Society，1979，497－531.

［8］BRAUNWALD E，SOBEL B E.Heart Disease［M］.London:W.B.Saunders Co.，1980，1279.

［9］HURST J W，SCHANT R C，SONNENBLICK E H，et al.The Heart［M］.5th ed.New York:McGraw－Hill Book Co.，1982，35－71.

［10］陈灏珠，何梅先，魏盟，等.实用心脏病学［M］.4版.上海:上海科学技术出版社，2007:872

［11］MATSUKI T，SHOJI T，YOSHIDA S，et al.Sympathetically induced myocardial ischemia causes the heart to release plasma kinin［J］.Cardiovasc Res，1987，21:428－432.

［12］ITO H，HAYASHI I，IZUMI T，et al.Bradykinin inhibits development of myocardial infarction through B2 receptor signalling by increment of regional blood flow around the ischaemic lesions in rats［J］.Br J Pharmacol，2003，138:225－233.

［13］ KOCH M，SPILLMANN F，DENDORFER A，et al.Cardiac function and remodeling is attenuated in transgenic rats expressing the human kallik－rein－1 gene after myocardial infarction［J］.Eur J Pharmacol，2006，550:143－148.

［14］ZHU P，ZAUGG C E，SIMPER D，et al.Bradykinin improves postischaemic recovery in the rat heart:role of high energy phosphates，nitric oxide，and prostacyclin［J］.Cardiovasc Res，1995，29:658－663.

［15］YANG S W，LEE W K，LEE E J，et al.Effect of bradykinin on cultured bovine corneal endothelial cells［J］.Ophthalmologica，2001，215:303－308.

［16］EMANUELI C，MADEDDU P.Angiogenesis therapy with human tissue kallikrein for the treatment of ischemic diseases［J］.Arch Mal Coeur Vaiss，2004，97:679－687.

［17］AGATA J，CHAO L，CHAO J.Kallikrein gene delivery improves cardiac reserve and attenuates remodeling after myocardial infarction［J］.Hypertension，2002，40:653－659.

［18］SPILLMANN F，GRAIANI G，Van LINTHOUT S，et al.Regional and global protective effects of tissue kallikrein gene delivery to the peri－infarct myocardium［J］.Regen Med，2006，1:235－254.

［19］MUNK V C，SANCHEZ D E MIGUEL L，et al.AngiotensinⅡinduces angiogenesis in the hypoxic adult mouse heart in vitro through an AT2－B2 receptor pathway［J］.Hypertension，2007，49:1178－1185.

［20］EMANUELI C，BONARIA SALIS M，STACCA T，et al.Targeting kinin B(1)receptor for therapeutic neovascularization［J］.Circulation，2002，105:360－366.

［21］SILVESTRE J S，BERGAYA S，TAMARAT R，et al.Proangiogenic effect of angiotensin－converting enzyme inhibition is mediated by the bradykinin B(2)receptor pathway［J］.Circ Res，2001，89:678－683.

［22］PARENTI A，MORBIDELLI L，LEDDA F，et al.The bradykinin/B1 receptor promotes angiogenesis by up－regulation of endogenous FGF－2 in endothelium via the nitric oxide synthase pathway［J］.FASEB J，2001，15:1487－1489.

［23］KNOX A J，CORBETT L，STOCKS J，et al.Human airway smooth muscle cells secrete vascular endothelial growth factor:up－regulation by bradykinin via a protein kinase C and prostanoid－dependent mechanism［J］.FASEB J，2001，15:2480－2488.

［24］THURINGER D，MAULON L，FRELIN C.Rapid transactivation of the vascular endothelial growth factor receptor KDR/FIk－1 by the bradykinin B2 receptor contributes to endothelial nitric－oxide synthase activation in cardiac capillary endothelial cells［J］.J Biol Chem，2002，277:2028－2032.

［25］EMANUELI C，SALIS M B，Van LINTHOUT S，et al.Akt/protein kinase B and endothelial nitric oxide synthase mediate muscular neovascularization induced by tissue kallikrein gene transfer［J］.Circulation，2004，110:1638－1644.

［26］YAO Y Y，YIN H，SHEN B，et al.Tissue kallikrein promotes neovascularization and improves cardiac function by the Aktglycogen synthase kinase－3β pathway［J］.Cardiovasc Res，2008，80:354－364.

［27］YAO Y，SHENG Z，LI Y，et al.Tissue kallikrein－modified human endothelial progenitor cell implantation improves cardiac function via enhanced activation of akt and increased angiogenesis［J］.Lab Invest，2013，93(5):577－591.

［28］KRÄNKEL N，KATARE R G，SIRAGUSA M，et al.Role of Kinin B2 receptor signaling in the recruitment of circulating progenitor cells with neovascularization potential［J］.Circ Res，2008，103(11):1335－1343.

［29］YAO Y Y，SHENG Z L，LI Y F，et al.Tissue Kallikrein promotes cardiac neovascularization by enhancing endothelial progenitor cell functional capacity［J］.Hum Gene Ther，2012，23:859－870.

［30］BRAUNWALD E，KLONER R A.Myocardial reperfusion:A double－edged sword?［J］.J Clin Invest，1985，76:1713－1719.

［31］GARCIA－DORADO D，PIPER H M.Postconditioning:reperfusion of"reperfusion injury"after hibernation［J］.Cardiovasc Res，2006，69:1－3.

［32］徐俊华，刘志勇，谢鹏.左西孟旦后处理对兔心肌缺血再灌注损伤的保护作用［J］.现代医学，2009，37(3):200－204.

［33］吕磊，孟庆欣，徐军，等.川芎嗪对大鼠心肌再灌注损伤保护机制的实验研究［J］.东南大学学报:医学版，2012，31(4):410－414.

［34］李双凤，王丹，王亚平，等.MPTP参与硫化氢对大鼠心肌缺血再灌注损伤的延迟性保护作用［J］.东南大学学报:医学版，2010，29(6):648－651.

［35］BACAKSIZ A，TEKER M E，BUYUKPINARBASILI N，et al.Does pantoprazole protect against reperfusion injury following myocardial ischemia in rats?［J］.Eur Rev Med Pharmacol Sci，2013，17(2):269－275.

［36］BULVIK B E，BERENSHTEIN E，MEYRON－HOLTZ E G，et al.Cardiac protection by preconditioning is generated via an iron－signal created by proteasomal degradation of iron proteins［J］.PLoS One，2012，7(11):e48947.

［37］LUAN H F，ZHAO Z B，ZHAO Q H，et al.Hydrogen sulfide postconditioning protects isolated rat hearts against ischemia and reperfusion injury mediated by the JAK2/STAT3 survival pathway［J］.Braz J Med Biol Res，2012，45(10):898－905.

［38］YOSHIDA H，ZHANG J J，CHAO L，et al.Kallikrein gene delivery attenuates myocardial infarction and apoptosis after myocardial ischemia and reperfusion［J］.Hypertension，2000，35:25－31.

［39］YIN H，CHAO L，CHAO J.Kallikrein/kinin protects against myocardial apoptosis after ischemia/reperfusion via Akt－glycogen synthase kinase－3 and Akt－Bad.14－3－3 signaling pathways［J］.J Biol Chem，2005，280:8022－8030.