镰孢霉菌的侵染规律、单端孢霉烯族毒素形成及调控机制

关 舒

1 镰孢霉菌

镰孢霉菌又称为镰刀霉菌，是一类数量大、种类繁多，适应世界各地环境的霉菌[1]。农田土壤中的镰孢霉菌数量巨大，它和腐生物一起分解土壤中的作物残渣，同时也是农作物的重要病原体，可引起农作物腐烂、枯萎和其它疾病。生产上对镰孢霉菌的命名主要依据形态学特征，例如群体结构、颜色、孢子大小、菌株的形状等。对镰孢霉菌的鉴定和分类主要根据种间的生化和遗传标记而定[2-3]。

尽管镰孢霉菌种类繁多，造成农作物污染的仅有为数不多的几种。在食品或饲料原料中产生霉菌毒素的镰孢霉菌主要有禾谷镰孢菌（Fusarium graminearum）、分枝镰孢菌(F.sporotrichioide)、燕麦镰孢菌(F.avenaceum)、黄色镰孢菌(F.culmorum)、早熟禾镰孢菌(F.poae)等[4]。在世界大部分地区，禾谷镰孢菌(有性阶段被称为玉米赤霉菌)是引起小粒谷物如小麦、大麦、黑麦、燕麦头痂病的主要致病菌，也是玉米穗腐病的主要致病菌[5]。尽管禾谷镰孢和藤仓赤霉（F.fujikuroi）可造成水稻的穗枯萎病，但穗内的谷物籽实通常不会受到感染。轮枝镰孢、串珠镰孢和胶孢镰孢菌是玉米粉色和白色穗腐病的主要致病菌。稻恶霉赤霉（Gibberella fujikuroi）是这三种无性型霉菌的有性型。

2 镰孢霉菌的侵染与毒素的产生

2.1 镰孢霉菌对农作物的污染

2.1.1 镰孢霉菌的生长与侵染机制

镰孢霉菌污染农作物通常是一个具有连续效应的过程，开始于田间，随后在收获、干燥和储藏过程中逐步增加。镰孢霉菌的最适生长温度为5～25℃，阴冷潮湿的低温环境有利于这些霉菌生长。谷物在储藏过程中，通常被多种镰孢霉菌陆续感染，感染的顺序一般由谷物的温湿条件决定。在实验条件下，轮枝镰孢菌和串珠镰孢菌在几种污染玉米的霉菌中占优势地位，串珠镰孢菌比轮枝镰孢菌更具竞争力。但是在15℃，禾谷镰孢菌比以上两种霉菌具有竞争优势[6-7]。

禾谷镰孢菌的许多亚种是自体繁殖,在作物组织的表面生成有性阶段的兰黑色的壶状子囊腔。在适宜的条件下，禾谷镰孢菌可快速产生大量的菌丝体，并产生大分生孢子。禾谷镰孢菌感染玉米有两条途径：首先孢子附着在刚出现的玉米丝上，而后通过玉米丝感染玉米穗。人工田间接种攻毒实验显示，玉米吐穗后4～7 d对禾谷镰孢菌最敏感[8]。其次，鸟类、昆虫以及异常天气给禾谷镰孢菌侵染提供了机会。穗的损伤和玉米的穗腐病密切相关，通过伤口侵染通常发生在籽实变硬之前[5]。此外，加拿大安大略湖的研究结果显示，禾谷镰孢穗腐病和七八月份的降雨量呈正相关，因为此时正是玉米的抽丝季节。生长后期的梅雨天气和此病的发生有关[9-10]。

目前研究人员已经发现轮枝镰孢菌、串珠镰刀菌和胶孢镰刀菌感染玉米的途径。这些真菌在玉米种子中比较常见，逐步传染到玉米苗，进而造成玉米全身感染。籽实感染的重要途径包括空气传播造成的丝感染，雨水造成的小分生孢子和大分生孢子的飞溅以及昆虫或鸟类造成的籽实损伤[11-12]。欧洲玉米钻心虫的幼体是轮枝镰孢菌的携带者，它把玉米叶子上的真菌传递到籽实[13]。田间试验表明，对玉米钻心虫的遗传工程改良可以减轻玉米穗腐病的症状[14]。研究显示，在低温的天气状况下，胶孢镰孢菌明显多于轮枝镰孢菌[9]。六七月生长早期的干燥天气以及随后在生长后期的潮湿天气易爆发严重的穗腐病。吐丝期的第一周是最敏感时期，丝上的水分有利于镰孢菌的侵染[15]。

2.1.2 镰孢霉菌与小麦和大麦头痂病

小麦和大麦的头痂病又称头枯萎病，在世界各地多雨潮湿季节的小麦开花期及灌浆早期流行[16]。头痂病的主要病原体是禾谷镰孢菌。禾谷镰孢菌在中国主要感染水稻茬，在北美主要感染小麦茬和玉米秸。在春季气温回升时，感染的农作物表面形成大量的壶状子囊腔。诱扑孢子实验显示，在小麦的开花期，空气中传播的主要镰孢菌孢子是禾谷镰孢囊孢子。夜晚湿度相对较大，囊孢子释放也达到高峰[17-18]。雨季和雨季过后，子囊腔释放囊孢子达到顶峰。美国中西部小麦的流行病学调查结果显示，当六月小麦开花期的降雨量高于平均水平时，易造成头痂病的发生[19]。

中国在20世纪90年代的调查显示，700万公顷小麦受到小麦头痂病的影响，严重时损失达20%～40%[18]。同一时期，美国的东部和中西部及加拿大的安大略省、马尼托巴省小麦头痂病严重流行。近来北美洲流行头痂病的主要原因是当地实施的小麦和玉米轮作的耕作方式[19]。所有欧洲小麦和大麦产区都受到头痂病的影响。20世纪90年代，俄罗斯南部，东欧的罗马尼亚和匈牙利，南美的阿根廷和巴拉圭小麦头痂病严重流行，1993年一些地区的损失高达50%[20]。

2.1.3 镰孢霉菌与玉米穗腐病

禾谷镰孢菌的宿主广泛，可引起玉米穗腐病。玉米禾谷镰孢穗腐病比小麦的头痂病更复杂，更难控制。自然发病通常是局部散发性的，因此很难预测。由禾谷镰孢产生的生长在玉米茎和其他农作物上的囊孢子和大分生孢子是玉米穗腐病的主要病原体。在发病早期，田间受感染的穗不容易观测到，这是因为玉米皮很少出现症状。但是在严重感染的情况下，在整个玉米穗、受感染的籽实、玉米穗轴和玉米皮都长满红色或粉色霉菌。如果空气连续潮湿，玉米皮表面就会形成兰黑色子囊腔和略带桃色的菌丝体和大分生孢子。另外，轮枝镰孢、串珠镰刀菌或胶孢镰刀菌也是造成玉米穗腐病的病原菌。

玉米穗腐病在世界各地的玉米产区都有报道，尤其在吐丝期和相对低温潮湿天气时，发病更为普遍。美国在整个20世纪玉米穗腐病都普遍发生[21-22]。轮枝镰孢菌感染玉米最普遍，串珠镰刀菌和胶孢镰刀菌感染则少得多，但各大陆的温带却都有感染报道。玉米穗腐病在加拿大非常普遍，但自然感染时玉米中的伏马菌素水平通常较低[10]。欧洲、中国、中非、南非和南美的玉米穗腐病发病率也较高[23-24]。

2.2 单端孢霉烯族毒素的生成

镰孢霉菌产生的毒素中最重要、数量最多的是单端孢霉烯族毒素，主要由镰孢菌、头孢霉、漆斑菌等霉菌产生。它包括近150种化合物，可以分成四个亚类，其中A类和B类最为重要。A类单端孢霉烯族毒素主要由拟枝镰孢菌和梨孢镰孢菌所产生，包括T-2毒素、HT-2毒素、镰孢菌酸（NEO）和双乙酸基藨草烯醇（DAS）；B类单端孢霉烯族毒素主要由黄色镰孢菌和禾谷镰孢菌产生，包括脱氧瓜萎镰孢菌烯醇(呕吐毒素，DON)及其3-乙酰基或15-乙酰基衍生物、雪腐镰孢菌烯醇（NIV）和镰孢菌烯酮-X(Fusarenon-X，FX)。

镰孢霉菌生长需要适合的温度、湿度、氧气及能源。当湿度大于85%、温度高过25℃时，霉菌就会大量快速生长并产生毒素[25]。农作物在收获前感染霉菌毒素的严重程度和当时的环境温度和湿度条件密切相关，昆虫和鸟类对农作物的破坏也会加重霉菌毒素对生长作物的污染。影响霉菌毒素感染储藏谷物的主要因素有水活度、底层通风、温度、霉菌接种体的浓度等[26]。其中温度和水活度对储藏谷物是否受到霉菌毒素污染影响最大。产毒霉菌的生长需要十分严格的水活度范围，水活度在0.7以下时，霉菌几乎不能生长。当谷物的水活度提高到0.7以上时，较耐干燥的霉菌就能够生长，这些产毒霉菌在代谢过程中产生的水使周围物质保持较高的湿度，进而能够继续支持许多霉菌的生长[27]。

在实验室条件下，许多禾谷镰孢菌的亚种都可在高压消毒的谷物上产生呕吐毒素和玉米赤霉烯酮。小麦和玉米田间感染禾谷镰孢菌的研究结果显示，小麦中含有高水平的呕吐毒素，而玉米赤霉烯酮含量则较低或没有。玉米中则两种毒素都含有，玉米穗部的玉米芯中呕吐毒素含量最高[28]。同样，田间感染的小麦花序轴的呕吐毒素含量最高。小麦和玉米籽实的呕吐毒素含量与真菌数量密切相关[15,29-30]。然而，即使外观健康的谷物也可能含有相当水平的呕吐毒素。在安大略省的一项研究中，52%的外观正常的玉米籽实含0.28～5 μg/g呕吐毒素[31]。另外，几乎所有的轮枝镰孢菌和许多串珠镰刀菌在实验室人工接种条件下都可产生烟曲霉毒素。分析带壳的籽实发现，明显发霉的玉米中烟曲霉毒素污染水平高于优质玉米[24]。Desjardins等[32]测定了116株有症状和无症状的玉米穗的烟曲霉毒素B1的分布情况。结果显示，烟曲霉毒素B1的含量差异很大，每个穗上的82%～100%的烟曲霉毒素分布在有症状的籽实上。一些国家和地区的主要产毒镰孢菌及其毒素种类见表1。

3 镰孢霉菌及毒素生成的调控机制

流行病学调查显示，北美小麦和大麦头枯萎病发病增多的主要原因是耕作方式。当地实施的小麦和玉米轮作及每年在同一块地种玉米可导致发病增加[19]。因此，避免小麦和玉米轮作可能是控制小麦和大麦头枯萎病的措施之一。然而，耕作方式不能减少镰孢穗腐病的强度，因为这些真菌可在植物残余物上存活超过21个月以上[34]。灌浆期的干燥天气和随后的雨季有利于烟曲霉毒素的产生，因此，在关键时期进行灌溉有助于减少烟曲霉毒素污染的风险[11]。

中国和加拿大的抗病育种已培育出抗禾谷镰孢菌的品系。中国的小麦种质在世界范围内正被用于抗病育种[17,35]。但是，玉米育种在筛选高抗病力种质方面进展不大。进一步而言，根据肉眼看见的穗腐病症状选择不能反映感染轮枝镰孢却没有症状的籽实或伏马霉素积累的潜力。

近年来，科研人员在镰孢菌毒素的生物合成以及毒素和植物宿主的关系方面已取得重要进展。在植物中表达霉菌毒素脱毒酶，可以防止霉菌毒素的积聚和出现穗腐病症状。从玉米穗微生物上克隆的编码酯水解酶的基因表达出烟曲霉毒素的脱毒特性[36]。编码单端孢霉烯3-O-乙酰基转移酶的红高粱可显著降低单端孢霉烯族毒素的毒性，今后有望在玉米和小麦上得到表达[37]。

此外，改变植物组织内的单端孢霉烯族毒素靶粘结位点的核糖体蛋白质是一个新的研究方向。Harris等[38]改造了一个水稻基因以生产耐单端孢霉烯族毒素的核糖体蛋白质，当把基因转导到烟草后，经改造的水稻基因就会提供耐单端孢霉烯族毒素的遗传改良的细胞培养基。该研究正试图在玉米和小麦中表达这一基因，以评价在减少疾病症状和单端孢霉烯族毒素水平方面的效果。经遗传改良增加了抗昆虫能力的植物已经表现出减少伏马霉素污染的能力。Munkvold等[39]发现，能够表达转CryIA(b)或Cry9C蛋白质的转细菌（Bacillus thurengiensis）基因玉米籽实的欧洲玉米钻心虫害较低，进而轮枝镰孢感染较低，比非转基因玉米的伏马霉素污染小。然而，玉米感染轮枝镰孢菌的机制比较复杂。虽然昆虫造成的损伤可明显增加伏马霉素的污染程度，但真菌可能存在另外的污染渠道[14]。因此，转基因玉米也可发生和昆虫损伤无关的伏马霉素污染。

表1 一些国家和地区的主要产毒镰孢菌及其毒素种类[33]

4 结论

镰孢霉菌污染农作物是一个复杂的持续的过程，由于其影响因素繁多，如天气条件，病虫害状况等，所以霉菌及其毒素的侵染发生在田间、收获、干燥和储藏的各个环节。对其浸染机制和霉菌毒素形成过程的深入研究有利于开发相应的控制技术。目前，人们在耕作技术的改良以及培育抗病植物品种方面已经进行有益的探索，这些方法的应用可以在一定程度上降低镰孢霉菌的污染及毒素的产生。通过基因工程手段，将抗霉菌基因或霉菌毒素解毒酶基因在农作物中进行表达，使其具有抗霉菌及毒素污染的能力，是今后的研究方向。

[1]Summerell B A,Leslie J F,Backhouse D,et al.Fusarium:Paul E.Nelson Memorial Symposium[M].St.Paul:APS Press,2001:392.

[2]Leslie J F.Gibberella fujikuroi:Available populations and variable traits[J].Can J Botany,1995,73:S282-S291.

[3]O'Donnell K,Cigelnik E.Two divergent intragenomic rDNA ITS2 types within a monophyletic lineage of the fungus Fusarium are nonorthologous[J].Mol.Phylogenet.Evol.,1997,7:103-116.

[4]Campbell H,Choo T M,Vigier B,et al.Mycotoxins in barley and oat samples from eastern Canada[J].Can J.Plant Sci.,2000,80(4):977-980.

[5]Sutton J C.Epidemiology of wheat head blight and maize ear rot caused by Fusarium graminearum[J].Can J.Plant Pathol.,1982,4:195-209.

[6]Marasas W F O,Miller J D,Riley R T,et al.Fumonisinsoccurrence,toxicology,metabolism and risk assessment[M].St.Paul:APS Press,2001:332-359.

[7]Jason A,David V S,Dennis T.Fusarium graminearum infection during wheat seed development and its effect on seed quality[J].Crop Science,2003,43:1782-1788.

[8]Reid L M,Bolton A T,Hamilton R I,et al.Effect of silk age on resistance of maize to Fusarium graminearum [J].Can J.Plant Pathol.,1992,14:293-298.

[9]Clear R M,Patrick S K.Fusarium graminearum and other fungi isolated from fusarium-damaged kernels of Canadian wheat,1999 to 2008[J].Canadian plant disease survey,2010,90:88-97.

[10]Miller J D.Epidemiology of Fusarium ear diseases of cereals[M].In Miller J D and Trenholm H L (Eds.).Mycotoxins in grain:Compounds other than aflatoxin.St.Paul:Eagan Press,1994:19-36.

[11]Munkvold G P,Desjardins A E.Fumonisins in maize:Can we reduce their occurrence?[J]Plant Dis.,1997,81:556-565.

[12]Munkvold G P,Hellmich R L,Showers W B.Reduced Fusarium ear rot and symptomless infection in kernels of maize genetically engineered for European corn borer resistance[J].Phytopathology,1997,87:1071-1077.

[13]Sobek E A,Munkvold G P.European corn borer(Lepidoptera:Pynelidae)larvae as vectors of Fusarium moniliforme,causing kernel rot and symptomless infection of maize kernels[J].J.Econ.Entomol.,1999,92:503-509.

[14]Munkvold G P,McGee D C,Carlton W M.Importance of different pathways for maize kernel infection by Fusarium moniliforme[J].Phytopathology,1997,87:209-217.

[15]Schaafsma A W,Miller J D,Savard M E,et al.Ear rot development and mycotoxin production in corn in relation to inoculation methods,corn hybrid,and species of Fusarium[J].Can J.Plant Pathol.,1993,15:185-192.

[16]Sinha K K,Bhatnagar D.Mycotoxins in agriculture and food safety[M].New York:Marcel Dekker,1998:255-277.

[17]Peter I,Birgit H,Maier F J,et al.Developing kernel and rachis node induce the trichothecene pathway of Fusarium graminearum during wheat head infection[J].Molecular Plant Microbe Interactions,2009,22:899-908.

[18]Paulitz T C.Diurnal release of ascospores by Gibberella zeae in inoculated wheat plots[J].Plant Dis.,1996,80:674-678.

[19]McMullen M,Jones R,Gallenberg D.Scab of wheat and barley:A re-emerging disease of devastating impact[J].Plant Dis.,1997,81:1340-1348.

[20]Parry D W,Jenkinson P,McLeod L.Fusarium ear blight(scab)in small grain cereals:A review [J].Plant Pathol.,1995,44:207-238.

[21]Munkvold G P,Yang X B.Crop damage and epidemics associated with 1993 floods in Iowa[J].Plant Dis.,1995,79:95-101.

[22]Park J J,Smalley E B,Chu F S.Natural occurrence of Fusarium mycotoxins in field samples from the 1992 Wisconsin corn crop[J].Appl.Environ.Microbiol.,1996,62:1642-1648.

[23]Scoz L B,Astolfi P,Reartes D S,et al.Trichothecene mycotoxin genotypes of Fusarium graminearum sensu stricto and Fusarium meridionale in wheat from southern Brazil[J].Plant pathology,2009,58:344-351.

[24]Shephard G S,Thiel P G,Stockenstrom S,et al.Worldwide survey of fumonisin contamination of corn and corn-based products[J].J.Assoc.Off Anal.Chem.Intl.,1996,79:671-687.

[25]Miller J D,Trenholm H L.Mycotoxins in grain:compounds other than aflatoxins[M].St.Paul:Eagan Press,1994:287-312.

[26]Abramson D.Mycotoxin formation and environmental factors[M].In Sinha K K,Bhatnagar D.(Eds.).Mycotoxins in Agriculture and Food Safety.New York:Marcel Dekker,1998:255-277.

[27]Chelkowski J.Cereal grain:Mycotoxins,Fungi and Quality in Drying and Storage[M].Amsterdam:Elsevier,1991:77-118.

[28]Reid L M,MatherD E,Hamilton R I.Distribution of deoxynivalenol in Fusarium graminearum-infected maize ears[J].Phytopathology,1996,86:110-114.

[29]Atanassov Z,Nakamura C,Mori N,et al.Mycotoxin production and pathogenicity of Fusarium species and wheat resistance to Fusarium head blight[J].Can J.Botany.,1994,72:161-167.

[30]Trigo-Stockli D M,Curran S P,Pedersen J R.Distribution and occurrence of mycotoxins in 1993 Kansas wheat[J].Cereal.Chem.,1995,72:470-474.

[31]Sinha R C,Savard M E.Concentration of deoxynivalenol in single kernels and various tissues of wheat heads [J].Can J.Plant Pathol.,1997,19:8-12.

[32]Desjardins A E,Plattner R D,Lee M,et al.Distribution of fumonisins in maize ears infected with strains of Fusarium moniliforme that differ in fumonisin production [J].Plant Dis.,1998,82:953-958.

[33]CAST.Mycotoxins:Risks in plant,animal,and human systems[M].Ames:Council of Agricultural Science and Technology,2003:199.

[34]Cotten T K,Munkvold G P.Survival and seed transmission of Fusarium moniliforme,Fusarium proliferatum,and Fusarium subglutinans in maize stalk residue[J].Phytopathology,1998,88:550-555.

[35]Chungu C,Mather D E,Reid L M,et al.Comparison of techniques for inoculating maize silk,kernel,and cob tissues with Fusarium graminearum[J].Plant Dis.,1996,80:81-84.

[36]Duvick J,Rood T,Grant S.Isolation of fumonisin metabolizing fungi from maize seed[C].In abstracts of the fifth international mycology congress,1994:56.

[37]Kimura M,Kaneko I,Komiyama M,et al.Trichothecene 3-Oacetyltransferase protects both the producing organism and transformed yeast from related mycotoxins[J].J.Biol.Chem.,1998,273:1654-1661.

[38]Harris L J,Gleddie S C.A modified Rp13 gene from rice confers tolerance of the Fusarium graminearum mycotoxin deoxynivalenol to transgenic tobacco[J].Physiol Mol Plant Pathol,2001,58:173-181.

[39]Munkvold G P,Hellmich R L,Rice L G.Comparison of fumonisin concentrations in kernels of transgenic maize Bt hybrids and nontransgenic hybrids[J].Plant Dis.,1999,83:130-138.