复合凝聚法制备槲皮素微胶囊及其表征

李丹，汪秀妹，梁杰，刘涛，林国荣，陈程

（莆田学院环境与生物工程学院，福建省新型污染物生态毒理效应与控制重点实验室，生态环境及其信息图谱福建省高等学校重点实验室，福建 莆田 351100）

槲皮素是一种生物类黄酮，具有抗氧化、抗病毒、保护神经及心血管和增强免疫力等功效，还可应用于多种疾病的防治，是一种作用广泛的天然膳食化合物[1]。其存在于日常食物和植物中，主要来源于柑橘类水果、洋葱、荞麦、甘蓝、西红柿、茶以及红酒等[2]。槲皮素被吸收利用的方式为水解成苷元进入肠腔，以糖苷的形式被肠细胞吸收[3]。然而，槲皮素由于其黏膜通透性低、水溶性低、口服生物利用度低的缺点[4]，导致其在食品医药中的广泛应用受到限制。

微胶囊技术可利用壁材将芯材包埋，以保护功能性成分免受高酸度、氧压力、水分等的影响，近年来在食品、化妆品、制药工业的实际应用越来越广泛[5]。复合凝聚法制备微胶囊是两种高分子溶液在合适的pH值条件下形成相反电荷，从而形成静电吸引，将芯材分散在壁材溶液中，相反电荷的壁材相互交联后，溶解度降低，壁材在芯材附近凝聚形成微胶囊[6]。复合凝聚法制备微胶囊一般分为四步，一是制备两种生物聚合物的水溶液，调节溶液pH 值高于蛋白质的等电点；二是将疏水性芯材与生物聚合物的水溶液混合均质，形成乳液；三是调节体系的温度或者pH 值等因素诱导形成复合凝聚；四是使用交联剂或者高温固化凝聚体系[7-8]。蛋白质-多糖是在食品中运用最广泛的复合凝聚的壁材[9]。蛋白质在低于等电点时带正电荷，高于等电点时带负电荷，蛋白质与多糖的复合凝聚通常发生在蛋白质的等电点（isoelectricpoint，pI）与多糖的酸度系数（ionization constant，pKa）之间，在这个pH 值范围内，当存在阳离子或阴离子多糖时，带相反电荷的蛋白质和多糖会发生静电吸引，导致形成络合物或凝聚物[9]。

在微胶囊的制备过程中壁材的选择至关重要，壁材的性质可以影响所得微胶囊的物理、化学性质以及包埋效果[10]。大豆分离蛋白（soy protein isolate，SPI）来源易得，在食品中运用广泛，它是由pI 为6.4 的7S 球蛋白和pI 为4.8 的11S 球蛋白组成，当pH 值低于pI时，大豆分离蛋白带正电荷[11]。明胶（gelatin，G）是一种相对廉价的多肽链结构蛋白质，酸法水解明胶的pI 为4.5～6.0，碱法水解明胶的pI 为7～9[12]。果胶（pectin，P）是一种抗氧化性好，生物相容性好的天然带负电荷的多糖[13]。阿拉伯胶（gum arabic，GA）是一种两亲性的天然阴离子多糖[14]，基于阿拉伯胶的强乳化性和高浓度下的低黏性，明胶-阿拉伯胶是运用最广泛的微胶囊壁材体系[15]。海藻酸钠（sodium alginate，ALG）因其生物相容性和胶凝性，而具有较高的运用价值，它是带负电荷的多糖，pKa 值为3.38～3.65[12]。谷氨酰胺转氨酶（transglutaminase，TGase）能够通过催化形成酰基转移反应，从而促进蛋白质-多糖体系共价键的形成，从而达到固化复合凝聚体系的目的[16]。

目前已有研究利用壳聚糖-玉米醇溶蛋白[17]、壳聚糖-海藻酸钠[18]作为复合凝聚法的壁材包埋槲皮素，但未见以明胶-果胶、明胶-阿拉伯胶、明胶-海藻酸钠、大豆分离蛋白-果胶、大豆分离蛋白-阿拉伯胶、大豆分离蛋白-果胶包埋槲皮素进行对比的研究。本文采用复合凝聚法将SPI、G 两种优质蛋白分别结合P、GA和ALG 3 种多糖制成6 种不同微胶囊壁材包埋槲皮素，在TGase 的作用下固化微胶囊体系，将槲皮素包埋。通过对槲皮素微胶囊微观结构、产率、包埋率、化学键变化、晶体结构和热稳定性等进行比较，筛选出包埋槲皮素的较佳壁材。对产率最高的微胶囊的胃肠液释放趋势及贮藏稳定性进行分析，以期为扩大复合凝聚法制备槲皮素在食品医药输送体系中的应用提供参考。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

明胶（食品级）：商水县富源明胶有限公司；大豆分离蛋白（食品级）：临沂山松生物制品有限公司；阿拉伯胶（食品级）：天津滨海捷成专类化工有限公司；海藻酸钠（食品级）：连云港天天海藻工业有限公司；果胶（分析纯）：北京索莱宝科技有限公司；谷氨酰胺转氨酶（120 U/g）：泰兴市东圣生物科技有限公司；单甘酯（食品级）：佳力士添加剂（海安）有限公司；槲皮素（分析纯）：阿拉丁生物科技有限公司；槲皮素标准品（纯度≥98.5%）：合肥博美生物科技有限责任公司；甲醇（色谱纯）：萨恩化学技术（上海）有限公司。

1.2 仪器与设备

DF-101S 集热式恒温加热磁力搅拌器：巩义市予华仪器有限公司；FJ-200 高速分散均质机：上海标本模型厂；KQ-600KDE 高功率超声波清洗器：昆山市超声仪器有限公司；H1850R 医用离心机：湖南湘仪实验室仪器开发有限公司；TENSOR Ⅱ傅里叶红外光谱仪：德国布鲁克公司；SU8010 场发射扫描电子显微镜：日本日立公司；XRD-6100 X 射线衍射仪：日本岛津公司；SDT650 热重分析仪：美国沃特斯公司；LC1100 高效液相色谱仪：美国安捷伦公司。

1.3 微胶囊的制备

1.3.1 复合凝聚壁材最佳配比及最适pH 值的确定

蛋白质-多糖的混合比例是两种生物聚合物由静电作用产生相分离的重要参数，pH 值影响蛋白质所带电荷的属性，从而控制蛋白质-多糖复合凝聚物的形成[9]。G-P、G-GA 和G-ALG 复合凝聚的最佳配比和最适pH 值的选择参考文献[19-21]的方法。SPI-P、SPIGA 和SPI-ALG 复合凝聚的最佳配比及最适pH 值的选择参考文献[22-24]的方法。6 种组合壁材最佳配比及复合凝聚最适pH 值见表1。

1.3.2 复聚物的制备

参照Dong 等[25]的方法并加以修改，分别配制质量分数1%的蛋白质溶液和多糖溶液，并将蛋白质及多糖溶液的pH 值调整为7，以便于后续试验操作中调整反应体系的pH 值。将制好的1%蛋白质溶液及多糖溶液按表1 中的配比混匀并调整pH 值。混合溶液在45 ℃下以640 r/min 搅拌反应20 min。冷水浴降温至30 ℃后置于冰水浴冷却至15 ℃以下，保持30 min。将混合溶液pH 值调整为6，放入4 ℃恒温培养箱中静置24 h，使复聚物沉淀分层。4 200 r/min 离心15 min、抽滤，将沉淀放入-80 ℃预先冷冻12 h，再使用真空冷冻干燥机冻干，得复聚物成品。

1.3.3 槲皮素微胶囊的制备

参考廖霞等[18]的工艺流程并稍作修改。蛋白质＋乳化剂→混合→加槲皮素→高速剪切乳化→加多糖→反应→固化→冷冻干燥→成品。

分别配制质量分数1%的蛋白质溶液和多糖溶液，并将蛋白质溶液及多糖溶液的pH 值调整为7。3 倍蛋白质质量的单甘酯按单甘脂∶去离子水为1∶20（g/mL）于60°C 去离子水中充分溶解，然后将单甘酯溶液加入1%蛋白质溶液中，640 r/min 搅拌20 min，使蛋白质溶液与单甘酯充分混合。以芯壁质量比1∶1 加入槲皮素，640 r/min 搅拌20 min，使蛋白质与芯材初步混匀，再转入10 000 r/min 均质机下高速剪切4 min，使蛋白质与槲皮素充分结合，完成乳化。1%多糖溶液按比例加入混合乳化液中，调整为最适pH 值，640 r/min 搅拌20 min，进行复合凝聚。冷水浴降温至30 ℃后置于冰水浴冷却至15 ℃以下，保持30 min。将混合溶液pH 值调整为6。加入1/4 蛋白质质量的TGase 作为固化剂，放入4 ℃冰箱24 h，4 200 r/min 离心15 min、抽滤，于-80 ℃预先冷冻12 h，再使用真空冷冻干燥机冻干，得微胶囊成品。

1.4 微胶囊的表征

1.4.1 微胶囊光学显微镜观察

以400 倍的放大倍数初步观察6 种槲皮素微胶囊湿囊的形态特征。

1.4.2 微胶囊扫描电子显微镜观察

使用导电胶粘取少量待测样品粉末并固定在扫描电子显微镜载物台上，对载物台上的样品表层进行喷金处理。加速电压设置为3.0 kV，观察槲皮素及槲皮素微胶囊的微观结构。

1.4.3 微胶囊中槲皮素产率及包埋率测定

制备完成的6 种槲皮素微胶囊采用高效液相色谱法分别测定微胶囊中总槲皮素含量以及微胶囊表面槲皮素含量，以此来计算复合凝聚微胶囊的产率及包埋率。流动相中的有机相和水相分别采用甲醇溶液和0.1%磷酸溶液，两相配比为6∶4，样品注射体积为20 μL，洗脱速度设置为1.0 mL/min，柱温设置为28 ℃，检测波长为374 nm。

标准曲线绘制：制备100.0、75.0、50.0、25.0、10.0、5.0 μg/mL 的梯度浓度标准样品，各梯度溶液中槲皮素含量使用高效液相色谱仪进行测定，以质量浓度为横坐标（x），检测峰面积为纵坐标（y）作图。绘制的标准曲线：y=56.105x-3.441 9，R2=0.999 9。

准确称取0.5 g 的微胶囊粉末溶解于50 mL 甲醇溶液，在25 ℃、360 W 功率下超声破碎30 min 破坏微胶囊结构，以提取微胶囊中总包埋的槲皮素。再使用医用离心机对提取液进行离心（4 ℃、10 000 r/min、10 min），收集上清液。

采用Morselli 等[26]研究的方法并加以修改，测定微胶囊表面槲皮素的含量。槲皮素微胶囊的产率及包埋率的计算公式如下。

式中：Y 为产率，%；E 为包埋率，%；Z 为总槲皮素含量，μg/mL；S 为微胶囊表面槲皮素含量，μg/mL；B 为微胶囊引入的槲皮素量，μg/mL。

1.4.4 傅里叶变换红外光谱分析

将槲皮素、壁材、复聚物以及槲皮素微胶囊进行红外光谱扫描。扫描范围：4 000～400 cm-1；样品扫描时间22 s；分辨率15 cm-1。

1.4.5 X 射线衍射（X-ray diffraction，XRD）分析

将待测样品平铺于XRD 样品板，使用X 射线衍射仪对样品进行扫描，分析槲皮素、壁材、复聚物以及槲皮素微胶囊的结晶度。2θ 衍射角范围：5°～50°；扫描速度：2°/min。

1.4.6 热重分析

在刚玉坩埚中称量10 mg 待测样品，然后使用热重分析仪对槲皮素微胶囊的热稳定性进行分析，绘制其加热释放曲线。热范围为25～500 ℃，以氮气为吹扫气，流速设置为20 mL/min，加热速率10°C/min。

1.4.7 微胶囊体外模拟消化

参考Li 等[23]的方法制备模拟胃液（simulated gastric fluid，SGF）和模拟肠液（simulated intestinal fluid，SIF）。SGF 和SIF 中的槲皮素释放率的计算公式如下。

式中：R1为SGF 阶段槲皮素释放率，%；R2为SIF阶段槲皮素释放率，%；Q1为模拟胃消化结束时释放的槲皮素含量，μg/mL；Q0为微胶囊加载的槲皮素总量，μg/mL；Qt为t 时释放的槲皮素量，μg/mL；Q2为肠消化结束时槲皮素含量，μg/mL。

1.4.8 G-GA 微胶囊贮藏稳定性

在4、25、45 ℃3 个温度条件下分别放置槲皮素和G-GA 槲皮素微胶囊。避光贮藏30 d，每隔5 d 对槲皮素及G-GA 槲皮素微胶囊分别取样，采用1.4.3 的方法计算槲皮素的保留率R，计算公式如下。并以阿夫拉米（Avrami）公式（6）对槲皮素微胶囊的释放动力学进行分析。

对公式两边取对数可得：

式中：Q 为第n 天槲皮素含量，μg/mL；q 为第0 天槲皮素含量，μg/mL；R 为槲皮素在释放后的保留率，%；k 为释放速率常数；n 为释放机理参数；t 为微胶囊贮藏时间，h。

1.5 数据处理

各组试验样品平行测试3 次，使用Excel 2019 对数据初步整理计算，试验结果以平均值±标准差的形式表示，利用Origin 8.5 软件绘图。

2 结果与分析

2.1 微胶囊显微镜观察结果

为了初步观察微胶囊是否形成，采用显微镜观察微胶囊湿囊的形态。6 种壁材制成的微胶囊显微镜图见图1。

图1 6 种不同壁材包埋的槲皮素微胶囊显微镜图（×400）Fig.1 Images of quercetin microcapsules embedded with 6 different wall material combinations（×400）

由图1 可知，微胶囊在显微镜下呈现球形结构，微胶囊在显微镜下的不同形态可能与壁材的差异性有关。

2.2 微胶囊的扫描电子显微镜观察结果

槲皮素及槲皮素微胶囊扫描电镜图见图2。

图2 槲皮素及微胶囊扫描电镜图Fig.2 Scanning electron microscopy images of quercetin and microcapsules

由图2a 可以看出，槲皮素的微观结构呈现集束状的针形晶体结构，分布杂乱无序。由图2b～g 可以看出，槲皮素微胶囊大多呈现椭球形和不规则的棱柱形结构，微胶囊结构中未发现明显的槲皮素针状晶体结构，表明槲皮素被成功包埋，其中以G-GA 微胶囊的表面最为平整光滑。

2.3 微胶囊中槲皮素包埋率及产率结果

6 种槲皮素微胶囊的产率及包埋率见表2。

表2 6 种槲皮素微胶囊的产率及包埋率Table 2 Yields and embedding rates of six quercetin microcapsules %

由表2 可知，同种多糖作为复合凝聚一种壁材的条件下，以明胶作为蛋白质壁材的微胶囊产率要高于以大豆分离蛋白作为壁材的微胶囊，其中产率及包埋率最高的为G-GA 微胶囊，分别为（63.76±0.51）%和（66.98±0.38）%。槲皮素较低的产率及包埋率推测是槲皮素的疏水性及化学不稳定性导致的。在微胶囊制作过程中，由于均质、超声乳化等步骤也会导致槲皮素分解损失。

2.4 傅里叶红外光谱分析

通过傅里叶红外光谱的扫描分析，可以测定出物质的分子结构及其具有的特征化学键[27]。槲皮素及壁材、复聚物、6 种微胶囊的红外光谱图见图3。

图3 槲皮素及壁材、6 种复聚物、6 种微胶囊的红外光谱图Fig.3 Infrared spectra of quercetin and wall materials，six wall material combinations，and six microcapsules

对比图3a 和图3b 的壁材及相应的复聚物红外图谱，可以看出复聚物的红外光谱相较于壁材并没有产生新的特征峰，类似于蛋白质与多糖图谱的简单叠加，但有部分吸收峰位置和强度发生了变化。明胶和大豆分离蛋白的谱带在相应的复聚物中的红外光谱图中均发生了蓝移，证明复聚物的形成是由于发生了静电相互作用。以明胶和大豆分离蛋白作为蛋白质壁材的复聚物分别在3 273 cm-1和3 293 cm-1附近出现宽峰，是羟基的—OH 伸缩振动，表明复聚物由于羟基的—OH 发生缔合作用形成氢键，且明胶相较于大豆分离蛋白作为蛋白质壁材在形成复聚物的过程中氢键作用更强。

根据图3c 可以看出，槲皮素微胶囊与图3a 中槲皮素的红外光谱的特征峰相似，表明微胶囊中含有槲皮素物质。由图3c 可以看出，包埋的槲皮素的酚羟基的伸缩振动从3 275 cm-1向3 280～3 297 cm-1移动，表明壁材与槲皮素之间通过氢键相互作用结合。微胶囊的红外光谱中从1 048～1 654 cm-1范围内也可观察到与芳香族化合物的伸缩振动和弯曲振动有关的吸收峰，这表明槲皮素可能通过疏水相互作用和氢键等化学作用包埋在微胶囊中，而不是简单的物理混合[28]。

2.5 X 射线衍射分析

X 射线衍射是研究晶体三维结构和分子特性之间关系的一种重要分析手段，因此X 射线在多糖、蛋白质等生物大分子的晶体结构分析等方面具有广泛的应用[29]。槲皮素及壁材、6 种复聚物、6 种微胶囊的XRD光谱图见图4。

图4 槲皮素及壁材、6 种复聚物、6 种微胶囊的XRD 光谱图Fig.4 XRD spectra of quercetin and wall materials，six wall material combinations，and six microcapsules

由图4a 可知，5 种壁材中阿拉伯胶、大豆分离蛋白和果胶在2θ=20°处出现1 个宽峰，此处为无定形处，物质的特征峰在此处越宽，表明物质的无定形程度越高[30]，大豆分离蛋白还在43.91°出现尖峰，海藻酸钠在31.50°和45.26°出现尖峰，这说明大豆分离蛋白和海藻酸钠晶体强度较低。果胶在2.0°～40.28°多处出现尖峰，槲皮素在10.54°～43.96°出现多个特征结晶峰，表明其结晶程度高。

由图4b 可知，6 种复聚物中除G-P 复聚物在37.66°和43.91°两处出现尖峰外，均在2θ=20°附近形成了1 个宽峰，结果表明，多糖分子链被蛋白质分子紧密吸收，导致分子间相互作用（静电吸引和氢键）在蛋白质和多糖之间形成非晶态复合物，这与红外光谱分析结果一致。此外，G-GA 复聚物形成的形状平缓且峰形较宽，表明其晶体强度低，其包埋槲皮素的能力要高于其他5 种复聚物。

对比图4c 以及图4a 中的槲皮素曲线，可以看出6 种微胶囊在2θ=20°均形成宽峰，表明微胶囊呈现无定形结构，微胶囊的结晶度相较于槲皮素有了明显的降低，说明槲皮素成功被微胶囊所包埋。但微胶囊的峰形相较于复聚物更陡峭和尖锐，说明微胶囊包埋槲皮素后，体系的晶体强度增大，这从侧面印证了槲皮素成功被微胶囊包埋。

2.6 热重分析

热重分析（thermogravimetric analysis，TGA）是可以反应一定温度条件下，测量样品的质量与温度变化关系的曲线。而微商热重分析曲线（differential thermogravimetric analysis，DTG）是记录随温度变化而导致质量损失的剧烈程度的曲线，DTG 曲线的峰值点对应TGA 曲线的转折点，能够准确反映不同阶段质量损失的剧烈程度。TGA 与DTG 曲线的结合分析，能够在一定程度上阐释物质的热稳定性及热分解特性[30]。6 种槲皮素微胶囊的热重分析曲线及相应的一阶微分曲线见图5。

图5 6 种微胶囊的热重分析曲线和一阶微分曲线Fig.5 Thermogravimetric curves and first-order differential curves of six microcapsules

由图5 可知，在加热至100 ℃左右时，微胶囊样品均出现了不同程度的水分蒸发，根据DTG 曲线吸热峰可知SPI-ALG 微胶囊水分损失最为剧烈，而G-GA 微胶囊水分损失程度最小。随着温度继续升高，在100～300 ℃时，微胶囊样品开始出现不同程度的分解，其中G-GA 微胶囊的热稳定性最好，分解程度最低。当温度超过300 ℃后，3 种以明胶为壁材的微胶囊样品均发生剧烈分解，形成DTG 曲线中最陡的倒峰，其中GGA 微胶囊的倒峰缓于G-P 微胶囊及G-ALG 微胶囊。3 种以大豆分离蛋白作为壁材的微胶囊，则在300 ℃和400 ℃两处产生较为剧烈的分解。这表明明胶的热稳定性要优于大豆分离蛋白的热稳定性，而以明胶为壁材的微胶囊中，G-GA 微胶囊的热稳定性最好。

2.7 G-GA 微胶囊体外模拟消化分析

G-GA 槲皮素微胶囊体外胃肠液模拟消化槲皮素的释放曲线见图6。

图6 G-GA 槲皮素微胶囊体外胃肠液模拟消化槲皮素的释放曲线Fig.6 Release curve of G-GA quercetin microcapsules after simulated digestion in gastrointestinal fluid in vitro

由图6 可知，0～2 h 的胃液消化过程中，槲皮素释放缓慢且释放程度低，胃液消化2 h 后的槲皮素释放率为9.01%，这表明G-GA 槲皮素微胶囊在低pH 值下结构稳定，槲皮素保留率高。胃液消化2 h 后转移进肠液环境消化，出现槲皮素突释现象，转移到肠液环境消化1 h 后，槲皮素释放率达（39.32±2.62）%。在肠液环境消化的4 h 后，槲皮素释放率达（68.69±1.38）%，而6～8 h 的释放速率逐渐趋于平缓，最终体外胃肠液8 h 释放率为（73.39±3.75）%。结果表明，G-GA 槲皮素微胶囊在胃液消化环境有着较高的稳定性，而在肠液消化环境中则有着较高的释放率。槲皮素微胶囊在胃液环境中的低释放率是由于壁材的复合凝聚过程在酸性环境下进行，蛋白质与多糖通过静电相互作用结合，故在酸性环境下能保持结构稳定。当转入碱性环境时，蛋白质和多糖之间的静电相互作用被破坏，同时蛋白质被胰蛋白酶水解，复合凝聚层遭到破坏，槲皮素快速释放。但是由于蛋白质中含有不同的带电粒子区域，蛋白质和多糖之间的静电相互作用并不是在同一时间被破坏，局部区域中仍有静电相互作用存在，因而微胶囊的复合凝聚层并不是突然破坏的，而是呈现出阶梯释放的效果[31]。

2.8 G-GA 微胶囊贮藏稳定性分析

温度对槲皮素和G-GA 的微胶囊贮藏稳定性影响见图7。

图7 温度对槲皮素和G-GA 微胶囊贮藏稳定性的影响和微胶囊的释放动力学曲线Fig.7 Effect of temperature on storage stability of quercetin and G-GA microcapsules and release kinetics curve of microcapsules

由图7 可知，槲皮素及G-GA 微胶囊的保留率均随温度的增加和贮藏时间的延长而降低。在贮藏30 d后，在4 ℃贮藏条件下槲皮素和G-GA 微胶囊的保留率分别为（93.59±0.24）%和（97.36±0.27）%；在25 ℃贮藏条件下，槲皮素及G-GA 微胶囊稳定性均有不同程度的降低，但总体损失较少，贮藏30 d 后的保留率分别为（92.13±0.19）%和（96.70±0.17）%。当贮藏温度为45 ℃的较高温度时，高温促使槲皮素的分子活化能增强，分子热运动加快[32]，以及微胶囊壁材形成的膜壁空隙增大，槲皮素损失速率加快，导致槲皮素及G-GA微胶囊的保留率均产生了较大程度的下降。结果表明，微胶囊结构对槲皮素具有保护作用，能够延缓槲皮素的损失，并且槲皮素应避免贮藏于高温环境。

不同温度下的槲皮素微胶囊释放机理参数及释放速率常数见表3。

表3 不同温度下的微胶囊释放机理参数及释放速率常数Table 3 Release parameters and release rate constants of microcapsules at different temperatures

由表3 可知，G-GA 微胶囊在各温度下各回归方程的R2均在0.93 以上，与Avrami 公式较吻合，可解释核心材料的释放规律。释放机理参数n 为0.54 代表扩散限制动力学，n 为1 时代表一级反应动力学[33]。G-GA微胶囊在贮藏温度为4、25、45 ℃下释放机理参数n 分别为1.715 0、1.506 0 和1.665 4，均大于1，表明G-GA微胶囊的释放不再属于一级反应动力学。同时，45 ℃相较于4 ℃贮藏温度下G-GA 微胶囊的释放速率常数k 有较高提升，说明低温贮藏（4 ℃）同样能够有效缓解槲皮素微胶囊中槲皮素的损失。

3 结论

傅里叶红外光谱和X 射线衍射结果表明，槲皮素成功被微胶囊化，槲皮素由结晶态转变为无定形态且被复合凝聚的壁材所包裹。微胶囊的产率及包埋率结果表明G-GA 作为壁材为较适于包埋槲皮素的方案。热重分析结果表明，槲皮素微胶囊有较好的热稳定性，其中G-GA 槲皮素微胶囊的热稳定性最佳。槲皮素微胶囊呈现球形、椭球形，径粒大小普遍较为均一，槲皮素被膜结构包裹于球形结构中。体外胃肠液模拟消化结果表明，G-GA 槲皮素微胶囊在胃液环境中能保持结构稳定，在肠液环境中能缓慢释放，大大提高了槲皮素的生物利用率。微胶囊贮藏试验结果表明，G-GA槲皮素微胶囊能有效提高槲皮素在室温储存环境中的保留率。