过氧化物酶体增殖物激活受体对鱼类代谢的调节作用

刘 欣 孙淑倩 赵彦翠* 李明珠

（1．鲁东大学生命科学学院，山东 烟台 264025；2．鲁东大学农学院，山东 烟台 264025）

过氧化物酶体存在于真核细胞器中，参与脂肪酸氧化、磷脂合成和氧化应激等过程[1]。过氧化物酶体在过氧化物酶体增殖物（PP）的刺激下参与细胞代谢，其激活受体被称为过氧化物酶体增殖物激活受体（PPARs）。PPARs 是核激素受体家族中的配体激活受体，在糖脂代谢过程中发挥重要作用。有关PPARs 在高等哺乳动物糖脂代谢中的调节机制的研究比较成熟，但PPARs 调控鱼类的糖脂代谢作用机制的研究仍缺乏。因此，本文就PPARs 调节鱼类糖脂代谢和能量代谢方面的研究进行总结，旨为PPARs在鱼类糖脂代谢中的作用提供参考。

1 PPARs的概述

PPARs的结构见图1。PPARs有A～F共6个区域，可分为4 个功能结构域。氨基端的A/B 区为转录活化区，C区为DNA结合区（DBD），D区为可变铰链区，羧基端的E/F 区为配体结合区（LDB）。DBD 有两个锌指结构。LBD包含13个α螺旋和1个小型4股β片，更易结合饱和脂肪酸，在信号转换过程中发挥重要作用[2-3]。PPARs 根据结构和生理功能可分为PPARα、PPARβ/δ 和PPARγ[4]。PPARs需要配体激活，PPAR的内源性配体有多不饱和脂肪酸、白三烯B4、前列腺素等；人工合成激动剂有贝特类药物、苯氧乙酸衍生物、噻唑烷二酮类药物等。

图1 PPARs结构

PPARs作用途径见图2。

图2 PPARs作用方式

PPARs转录活性由类视黄醇X 受体（RXR）介导[4]。PPARs 在体内被相应配体激活，与RXR 形成异二聚体，结合靶DNA 序列，调节糖脂代谢相关基因的转录。PPARs 与RXR也可以形成异二聚体存在于细胞核中，与过氧化物酶体增殖物反应元件（PPREs）结合，调控靶基因转录[5-6]。

PPAR信号通路包括上游脂肪酸跨膜转运的2个蛋白基因（cd36 和fatp），在哺乳动物中促进脂肪酸β 氧化；配体由CD36 和FATP 蛋白转运，在细胞质中由FABP 转运到PPAR-RXR复合体，与调控下游的肉碱棕榈酰转移酶-1（CPT-1）、酰基辅酶A氧化酶（ACOX）、脂肪酸结合蛋白酶（FABP）、乙酰辅酶A合成酶（ACS）、脂肪酸合成酶（FAS）、乙酰辅酶A 羧化酶（ACC）等基因结合，还与腺苷酸活化蛋白激酶（AMPK）、细胞外因子（Wnt）、核因子κB （NF-κB）、雷帕霉素靶蛋白（mTOR）、固醇调控序列结合蛋白一型（SREBP-1c）等信号通路相互作用[7-10]。FABP 受不同类型的脂肪酸调节发挥作用[11]；饱和脂肪酸下调fabp的表达[12]，不饱和脂肪酸上调fabp的表达。ACS、FAS、ACC 等负责脂肪酸的合成。ACOX 和CPT-1 是脂肪酸β-氧化的限速酶[13]，调节脂肪分解。

2 鱼类PPARs基因的克隆与表达

部分鱼类PPARs基因的克隆见表1。由表1可知，鱼类中编码PPAR的基因有：团头鲂（Megalobrama amblycephala）[14]、鲈鱼（Lateolabrax japonicus）[15]、斜带石斑鱼（Epinephelus coioides）[16]、 大西洋鲑鱼（Salmo salar）[17]、大黄鱼（Pseudosciaena crocea）[18]、牙鲆（Paralichthys olivaceus）[19]。鱼类的PPAR包括3 种类型，分别为PPARα、PPARβ/δ和PPARγ，但同一亚型在不同鱼类中有所差别，如大黄鱼PPARα、PPARβ/δ、PPARγ只有1 种类型[18]，斑马鱼（Danio rerio）有2 个PPARα（pparaa、pparab）、 2 个PPARδ（pparda、ppardb）、1个PPARγ（pparg）。大西洋鲑鱼有2个PPARγ（PPARγ1和PPARγ2）[17]。鱼类PPARs分为4个功能结构域，鱼类PPARsDBD在所有物种中保守程度高，但LBD结构保守程度不高。

表1 部分鱼类PPARs基因的克隆

鱼类PPARs的表达量与PPARs的亚型及鱼的种类有关。研究发现，PPARα在肝脏、心脏、肌肉中表达量较高。如：PPARα在黄鲶（Pelteobagrus fulvidraco）肝脏中表达量最高，其次是心脏和肌肉[20]；PPARα在褐鳟（Salmo trutta f. fario）的肌肉中表达量最高[21]；欧洲鲽（Pleuronectes platessa）和金头鲷（Sparus aurata）在肝脏和心脏中表达量最高[22]； 军曹鱼（Rachycentron canadum）在肌肉、心脏和肝脏表达量较高[23]。同哺乳动物一样，PPARβ/δ在鱼类中也广泛分布，在肝脏、肾脏、胰腺、肠道和性腺中均有表达[24]；PPARβ/δ在褐鳟（S.trutta f. fario）的性腺、心脏及肝脏中表达量较高[21]；在长鳍篮子鱼鳃（Siganus canaliculatus）中表达最高[25]。PPARγ在鱼类中的表达范围较哺乳动物广泛，在黄鲶肌肉和脂肪组织中表达量较高[20]；褐鳟的肝脏是表达PPARγ的主要部位[21]；PPARγ在金头鲷和牙鲆（Paralichthys olivaceus）脂肪组织中表达水平最高[19,26]；长鳍篮子鱼中的PPARγ在肠和鳃中表达量高[25]。Li 等[14]研究发现，PPARγ在团头鲂（M. amblycephala）中的转录具有组织依赖性和发育阶段依赖性。

3 PPARs在鱼类代谢中的应用

3.1 PPARs在鱼类脂质代谢中的应用

研究发现，PPARα、PPARβ/δ和PPARγ均参与鱼类的脂质代谢，参与脂质的分解与合成[26]。在矛尾复鰕虎鱼（Synechogobius hasta）中，PPARα和PPARγ通过调节fas、acc脂肪酸合成基因以及cpt-1 脂肪分解基因，调节脂质的代谢[27]。斑马鱼中PPARγ的缺失可以使丝氨酸/苏氨酸蛋白激酶TOR （mTOR），核糖体蛋白S6 激酶（RPS6Kb1b）和丝裂原活化的蛋白激酶14A（MAPK14a）高度磷酸化，防止斑马鱼脂肪沉积[28]。鳜鱼（Siniperca chuatsi）饵料中添加乳酸菌可显著增强PPARα的表达，刺激脂质分解，减少肝脏脂肪沉积[29]。在斑马鱼中PPARβ/δ激动剂能够显著降低脂质积累[30]。在食物匮乏的环境中，墨西哥脂鲤（Astyanax mexicanus）肝脏中高表达的PPARγ有利于脂质积累[31]。PPARs还参与鱼类体内长链多不饱和脂肪酸（LC-PUFA）的合成[32]。在卵形鲳鲹（Trachinotus ovatus）中，PPARαb通过调节卵形鲳鲹超长链脂肪酸延伸酶（Elovl4a）的表达，促进LCPUFA的生物合成[33]。PPARγ也会以剂量依赖性的方式上调fabp4的表达，增加卵形鲳鲹肝细胞中的DHA含量[34]。但在长鳍篮子鱼中，PPARγ抑制LC-PUFA合成，当抑制PPARγ的表达后，Δ6Δ5脂肪酰基去饱和酶（Δ6Δ5Fads）的表达增强，LC-PUFA 的合成增多[35]。由此可见，PPARγ对鱼类体内LC-PUFA的合成以及作用方式与鱼的种类相关，这种相关性及机制还有待进一步研究[36]。

研究表明，PPARs对鱼类脂肪代谢的调节作用与饵料中的脂肪含量及来源有关。研究发现，随着饵料中脂肪水平的提高，梭鱼（Liza haematocheila）肝脏、脂肪及肌肉组织中PPARα与PPARγ的表达量均升高，表明高脂喂养能够激活PPARα的脂肪酸氧化代谢，降低脂肪水平[37]。高脂饮食的草鱼（Ctenopharyngodon idellal）也能够通过增强PPARα的表达诱导脂肪酸β 氧化以适应高脂质摄入[38]。虹鳟（Oncorhynchus mykiss）[39]和大西洋鲑鱼（鱼油）[40]中也出现类似结果。饲喂高水平植物油的草鱼也表现出PPARγ、fas、cd36 的显著上调[41-43]。但Guo 等[44]和Yuan 等[45]研究发现，喂养高脂饵料的草鱼表现出肝脏fas表达下降、cpt-1表达增强，acc与PPARα也分别表现出下降和上升的趋势；脂肪组织中的PPARγ和cpt-1 表达显著增强，表明高脂饵料可以影响草鱼PPAR信号通路中相关基因的表达，提高脂肪分解、促进脂肪细胞分化。刘康[46]在卵形鲳鲹和大口黑鲈（Micropterus salmoides）的研究中，发现饲喂鱼油能够使肝脏脂肪酸分解代谢基因cpt-1 表达量增强、脂肪酸合成相关基因fas表达量下调，饲喂豆油则得到相反的结果，表明不同来源脂肪会影响PPAR信号通路中相关基因的表达。

3.2 PPARs在鱼类糖代谢中的应用

PPARs在鱼类糖代谢中具有重要作用。研究发现，PPARα的激活能够上调肝脏糖酵解途径基因gk、pfk、pk的表达，改变尼罗罗非鱼（Oreochromis niloticus）肝脏的糖代谢模式，但对肌肉中糖代谢无显著影响。PPARα还可通过激活TRIB2，抑制Akt磷酸化，降低尼罗罗非鱼中葡萄糖的氧化分解以及胰岛素敏感性[47]。与哺乳动物相似，PPARγ在鱼类中的表达同样可增强脂肪细胞对胰岛素的敏感性，调节鱼类的糖代谢[48]。鱼类利用碳水化合物的能力低，摄食过量的高碳水化合物会导致脂质过量积累[49-51]。Wang 等[52]研究发现，高碳水化合物饮食显著提高了尼罗罗非鱼甾醇调节元件结合蛋白1（srebp1）和accα的基因表达水平，fas表达也有上升。摄食高糖饵料的尼罗罗非鱼还表现出肝脏pparα表达水平显著降低[53-54]，表明高碳水化合物水平通过影响PPAR信号通路中相关基因的表达，抑制脂肪的分解代谢，促进肝脏脂肪的生成。饲喂高碳水化合物的草鱼表现出肝脏pparα表达量显著降低[55-56]。高碳水化合物喂养的团头鲂也表现出肝脏PPARγ、fas和accα表达量显著升高，cpt-1、acox、pparα表达量显著降低[57-58]。

3.3 PPARs在鱼类能量代谢中的应用

脂质、糖类和蛋白质的代谢始终保持动态平衡，以维持细胞能量稳态。PPARs是糖类、脂质的关键调节剂，因此，PPARs在糖脂代谢的过程中也伴随着能量代谢调节。Ning 等[59]对尼罗罗非鱼的研究表明，PPARα被激动剂激活后可调节脂肪酸氧化、胆固醇和葡萄糖转运蛋白，增加β氧化相关基因cpt-1、fas、acox的表达量，增加线粒体和过氧化物酶体数量。血清葡萄糖、胰岛素和乳酸盐水平随着PPARα的激活而升高，与糖酵解和糖异生相关的关键酶的活性也显著增强。禁食能够激活PPARα，加速脂肪酸氧化产生能量[60]。PPARαb缺失会使斑马鱼脂肪酸β 氧化受限，通过增加葡萄糖利用率激活AMPK/AKT-mTOR 信号通路，抑制氨基酸分解，维持能量稳态[61]。当高碳水化合物摄入时，鱼体的PPARα表达量下调，降低脂肪酸β 氧化，使鱼类的脂肪酸合成、脂肪沉积[53]。高脂饮食会抑制团头鲂肝脏中cpt-1的表达，上调PPARγ减弱脂肪分解，造成脂肪沉积；高脂饮食还会上调葡萄糖激酶（GCK）和钠依赖性葡萄糖共转运蛋白1（SGLT1）mRNA的表达，通过血糖升高和胰岛素抵抗破坏鱼类的葡萄糖稳态[41]。在极端环境中，PPARα也可帮助鱼类维持能量平衡，热暴露下肝脏PPARα和cpt-1α的mRNA 表达水平显著增加，增强游离脂肪酸β 氧化满足更多的能量消耗[62]。PPARβ/δ主要调节与甘油三酯水解、脂质摄取、脂肪酸氧化和解偶蛋白激活相关基因的活性参与能量代谢[63-64]；PPARβ/δ直接或间接调节甘油三酯水解和FA 氧化基因acs、cpt-1。此外，cpt-1 以PPARγ 共激活剂-1 （PGC-1） 依赖性方式直接由骨骼肌中的PPARβ/δ调节，诱导线粒体生物合成、氧化代谢；PPARβ/δ还能够激活线粒体解偶联蛋白UCPs，增加能量消耗。PPARγ在脂肪组织中促进脂肪酸的沉积，分化脂肪组织并消耗能量[65]。此外，PPARγ还参与通过胰岛素信号通路介导脂肪酸途径，将多余的碳水化合物转化为脂肪酸[66]。

4 环境因素通过PPARs影响鱼类代谢

PPARs同样也是水中污染物的靶点，在水污染物例如农药、微塑料、重金属等对鱼类风险评估的研究中，PPARs 信号通路中acox、cpt-1 等得到了探讨[67-69]。研究表明，PPARs可由农药调节，导致鱼类脂质代谢紊乱。雄性石斑鱼上的多效唑和斑马鱼胚胎上的全氟辛烷磺酸会上调fas、acc的表达造成甘油三酯积累[68,70]。斑马鱼胚胎中β 氧化基因的表达会被三氯生破坏，导致脂肪酸在TCA 循环中转化为乙酰辅酶A，导致脂质积累[71]。Qian等[72]研究发现，啶酰菌胺能够通过加速脂肪酸β氧化和抑制脂肪生成，降低甘油三酯和胆固醇含量，导致成年斑马鱼脂质代谢紊乱。研究表明，微塑料通过影响PPARs信号通路，引发斑马鱼消化系统中肝脏炎症和脂质积累[73]，引起肠道通透性和炎症[74]。微塑料也可以通过影响PPARs 信号通路破坏草鱼的脂质代谢，降低食物转化率[75]。此外，水中的重金属也通过PPARs影响鱼类的代谢。研究表明，锌暴露是通过增强转录水平的脂肪分解增加能量消耗；水中的锌污染上调了矛尾复鰕虎鱼肝脏细胞中PPARs下游基因acs和线粒体脂肪酸β氧化限速酶acox、cpt-1 的表达，增强能量消耗[76]。短时间铜暴露（30 d）会上调PPARγ和fas、下调PPARα，刺激矛尾复鰕虎鱼脂肪生成，抑制脂肪分解，诱导肝脏脂肪堆积；长时间铜暴露（60 d）会上调PPARα、下调PPARγ和fas等基因，降低肝脂质含量[77]。

5 展望

PPARs在调节鱼类脂肪分解、合成中起到重要作用。PPARs通过影响糖酵解基因，调节鱼类糖代谢，同时伴随着能量代谢。但PPARs在鱼类糖脂代谢中调节机制的相关研究尚不够深入，还需进一步探索。随着多组学技术的联合应用将更全面地揭示PPARs对鱼类糖脂代谢和能量代谢的作用机制，为PPARs调控新型饲料添加剂的研究、开发和应用提供参考。PPARs是环境干扰化合物的主要靶点，对鱼类的生存具有影响。随着水体污染加剧，PPARs对鱼类代谢的影响受到重视，因此需要更深入研究，为水环境处理以及鱼类养殖业的可持续发展提供参考。