新型α-葡萄糖苷酶抑制剂1-脱氧野尻霉素-羟基查耳酮杂合体在大鼠体内的吸收与代谢

曾嘉程，肖品鑑，聂嘉文，凌丽娟，林 萍，唐道邦，张清峰，陈继光，尹忠平,*

（1.江西农业大学食品科学与工程学院，江西省天然产物与功能食品重点实验室，江西省农产品加工与安全控制工程实验室，江西 南昌 330045；2.广东省农业科学院蚕业与农产品加工研究所，农业农村部功能食品重点实验室，广东省农产品加工重点实验室，广东 广州 510610）

糖尿病是一种以高血糖为特征的代谢疾病，可分I型、II型、特殊类型和妊娠期糖尿病4种类型[1]，其中以II型糖尿病为主，占90%以上，多由胰岛素抵抗引起[2]。随着人们经济水平的提高以及生活习惯和膳食结构的改变，糖尿病及其并发症的发病率在逐年上升[3]。据2019年国际糖尿病联合会（International Diabetes Federation，IDF）发布的第九版《全球糖尿病概览》报道，我国约有1.164亿糖尿病患者，居世界首位[4]。糖尿病及其并发症严重威胁着人们的身体健康，同时极大地降低了患者的生活质量，给家庭、社会造成了严重的经济负担。

控制血糖是糖尿病患者的重要目标，主要通过药物治疗和饮食控制来实现。目前，市面上常见的降糖药物主要有磺酰脲类、双胍类、胰岛素类、噻唑烷二酮类化合物以及α-葡萄糖苷酶抑制剂类等[5-6]。口服α-葡萄糖苷酶抑制剂（α-glucosidase inhibitor，AGI）是控制餐后血糖的主要手段之一，该类物质在肠道内能抑制淀粉类碳水化合物水解的关键酶——α-葡萄糖苷酶的活性，因而可以延缓碳水化合物的消化吸收，从而达到抑制餐后血糖水平过高、过快升高的目的。《II型糖尿病全球指南》和《中国II型糖尿病防治指南》指出，以提高糖尿病患者当前和今后长期生活质量为目标，服用α-葡萄糖苷酶抑制剂是治疗II型糖尿病的首选方法[7-12]。常见的α-葡萄糖苷酶抑制剂主要有阿卡波糖、伏格列波糖和米格列醇等，多为低聚糖或单糖结构类似物。这些抑制剂均为竞争性抑制剂，具有良好的效果，但也会引起一些不良反应，如肠鸣音亢进、腹胀、腹泻和腹痛等[13]，还可能会引起恶心、呕吐等症状[14]；此外，肝损伤也较为常见，偶有皮肤瘙痒、荨麻疹等发生[15]。因此，开发新型、高效的α-葡萄糖苷酶抑制剂具有重要的价值和意义。

本实验室前期对1-脱氧野尻霉素进行了结构修饰，在其氨基上接入不同碳链长度的烷基链，再在烷基链的另一端接入羟基查耳酮基团，获得了一系列桥型的1-脱氧野尻霉素-查耳酮杂合体类衍生物[16]。通过筛选得到了多个高活性的α-葡萄糖苷酶抑制剂，其中以1-脱氧野尻霉素-羟基查耳酮杂合体（DC-5）的活性最好，已获得了该物质的相关专利[17]。体外活性检测结果表明，DC-5对α-葡萄糖苷酶的抑制常数为10 μmol/L，显著优于目前最常用的α-葡萄糖苷酶抑制剂-阿卡波糖[18]。本实验进一步研究DC-5在大鼠体内的吸收和代谢规律，采用超高效液相色谱-四极杆-飞行时间串联质谱（ultraperformance liquid chromatography quadrupole time-of-flight tandem mass spectrometry，UPLC-Q-TOF-MS/MS）鉴定其在血液中的主要代谢产物，并系统地检测分析其在体内的吸收分布情况和生物利用度，以期为其在控制餐后血糖中的应用提供参考依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

DC-5为本实验室合成（纯度≥99%）；清洁级SD雄性大鼠购于湖南长沙斯莱克景达实验动物有限公司（生产许可证号：SCXK（湘）2016-0002）。

乙腈和甲醇（色谱纯） 安徽天地高纯溶剂公司；甲酸（分析纯） 北京索莱宝科技有限公司；无水乙醇和冰醋酸（分析纯） 西陇科学股份有限公司。

1.2 仪器与设备

超高效液相色谱-三重四极杆质谱仪、UPLC-Q-TOFMS/MS、FSH-2A型高速匀浆机 金坛区西城新瑞仪器厂；TGL-16B型高速离心机 上海安亭科学仪器厂；XH-T型涡旋混合器 金坛区白塔新宝仪器厂。

1.3 方法

1.3.1 大鼠灌胃及剂量

实验大鼠为雄性SD大鼠，大鼠在光照/黑暗循环时间12 h/12 h、动物房温度为23～25 ℃、相对湿度50%～55%的条件下适应性饲养3 d，期间可自由摄食和饮水[19]。参考Zheng Dan等[20]的实验方法并进行修改，对随机分组的大鼠禁食不禁水12 h，之后灌胃1 mL剂量为20 mg/kgmb的DC-5；为了检测DC-5的生物利用度，同时采取尾部静脉注射的方式进行对照实验，注射剂量为2 mg/kgmb，注射体积为100 μL。

1.3.2 血浆样品的采集及处理

参考Zheng Dan[20]、李志军[21]及刑萌萌[22]等的实验方法进行血浆样品采集和处理，实验大鼠18只，体质量为（220f20）g，并在灌胃DC-5前（0 h）及灌胃后0.5、1、1.5、2、3、6、12、24 h共计9 个时间点进行尾部静脉采集血样；所采集血液样本低温存放0.5 h后，在5 000 r/min的条件下离心10 min，收集上清液（血浆），置于－80 ℃环境中冻存待测；准确吸取50 μL大鼠血浆样品，置于1.5 mL离心管，加入145 μL甲醇和5 μL醋酸，涡旋混合2 min，12 000 r/min离心10 min，取上清液，置于65 ℃水浴锅中浓缩至50 μL，再加入150 μL甲醇，涡旋振荡后继续浓缩；重复上述离心浓缩操作两次，取上清液，用于UPLC-Q-TOF-MS/MS等分析。

1.3.3 粪便和尿液样品的收集及处理

将12只实验大鼠随机分成4 组，分别在灌胃前（0 h）及灌胃后0.5、1、1.5、2、3、6、12、24 h 9 个时间点收集每只大鼠的粪便及尿液，称质量记录后将所有排泄样品置于－80 ℃环境中冻存待测。

1.3.3.1 粪便样品的处理

参考Zheng Dan[20]和Mekjaruskul[23]等的实验方法，将收集的粪便样品充分研磨均匀后，准确称取0.2 g，加入2 mL 60%（体积分数，下同）乙醇（含1%醋酸），涡旋振荡2 min后再超声10 min，随后以12 000 r/min离心10 min，取上清液用于超高效液相色谱三重四极杆串联质谱（ultra-performance liquid chromatography tandem triple quadrupole tandem mass spectrometry，UPLC-QqQMS/MS）分析。

1.3.3.2 尿液样品的处理

参考Zheng Dan等[20]的实验方法，将收集的尿液样品涡旋振荡后，准确吸取195 μL，加入5 μL冰醋酸，在12 000 r/min的离心条件下离心10 min，取上清液用于UPLC-QqQ-MS/MS分析。

1.3.4 组织器官样品的收集及处理

参考Zheng Dan等[20]的实验方法，将36只实验大鼠随机分成6 组并单独称质量记录。分别在灌胃前（0 h）及灌胃后0.5、1、2、3、6 h脱颈处死大鼠，取心、肝、脾、肺、肾、胃、小肠等器官，用生理盐水反复冲洗干净并用滤纸吸干多余水分，称质量记录后将所有器官样品置于－80 ℃环境中冻存待测；随机剪取0.5 g组织器官样品，加入1 mL甲醇（含1%醋酸），使用高速匀浆机均质器官样品3～5 次（每次约30 s）直至匀浆状，将均质化后的样品在12 000 r/min的速度下离心10 min，取上清液用于UPLC-QqQ-MS/MS分析。

1.3.5 定性定量检测

1.3.5.1 UPLC-Q-TOF-MS/MS检测

参考Zheng Dan[20]、Wang Xijun[24]及Sun Cuicui[25]等的质谱条件进行检测，采用UPLC-DAD-Q-TOF-MS 5600-plus质谱仪鉴定代谢产物。色谱柱为UPLC BEH C18柱（100 mmh2.1 mm，1.7 μm），流动相流速为0.3 mL/min，进样体积为2 μL，柱温为40 ℃；代谢产物质谱图在全扫描非靶向模式下得到，一级质谱母离子扫描范围为m/z100～1 500，二级质谱扫描子离子扫描范围为m/z50～1 250；离子化模式为电喷雾正离子模式，离子源电压5 500 V，离子源温度600 ℃，去簇电压100 V，碰撞能量35 eV，碰撞能量扩展15 eV；雾化气体为氮气，辅助气1、2压力均为50 PSI，气帘气压力为35 PSI。利用Analyst 1.6软件进行质谱数据分析。

1.3.5.2 UPLC-QqQ-MS/MS检测

采用UPLC-QqQ-MS/MS对大鼠血液、组织器官及排泄物中的DC-5质量浓度进行定量分析；色谱柱为ZORBAX Eclipse Plus C18柱（150 mmh2.1 mm，3.5 μm），流动相为乙腈（A）和0.1%（体积分数，下同）的甲酸-水溶液（B），梯度洗脱：0～2.5 min，5% A；2.6～4.0 min，25% A；流动相流速为0.3 mL/min，进样体积2 μL，柱温为40 ℃；离子源电压分别为5 500 V，离子源温度550 ℃，去簇电压102 V，碰撞能量34 eV，辅助气1、2均为50 PSI。

1.3.5.3 DC-5定量检测标准曲线的建立

将DC-5母液（1 mg/mL）过0.4 μmol/L的有机滤膜，以色谱级甲醇分别稀释成6.25、12.5、25、50、100、250、500 ng/mL的标准液，用于三重四极杆检测。以DC-5的质量浓度为横坐标、峰面积为纵坐标，绘制DC-5浓度-峰面积标准曲线，所得的DC-5质谱定量检测标准曲线方程为y＝1 804.1x＋10 132，R2＝0.998 4。

1.3.6 代谢动力学参数及生物利用度的计算

代谢动力学参数通过DAS 2.0软件使用模型拟合来计算，参数包括峰值浓度（Cmax）、达峰时间（Tmax）、代谢物浓度-时间曲线下面积（area under the curve，AUC）、平均驻留时间（mean residence time，MRT）、消除率（clearance，CL）和末端消除半衰期（T1/2）。

DC-5的绝对生物利用度（absolute bioavailability，Fabs）通过下式计算。

式中：AUC0～t（oral）为口服灌胃途径DC-5的质量浓度-时间曲线下面积；AUC0～t（iv）为静脉注射途径DC-5的质量浓度-时间曲线下面积；D（oral）为口服灌胃DC-5的剂量（20 mg/kgmb）；D（iv）为静脉注射DC-5的剂量（2 mg/kgmb）。

1.4 数据处理与分析

样本测定值为平行样本的平均值，以平均值±标准差表示；采用DAS 2.0软件计算灌胃和静脉注射后大鼠体内DC-5的相关代谢动力学参数。

2 结果与分析

2.1 DC-5在大鼠体内代谢产物鉴定

采用正离子模式，以UPLC-DAD-Q-TOF-MS/MS 5600-plus质谱仪全扫描检测分析大鼠血浆中DC-5的代谢产物。DC-5（M0）为所灌胃的α-葡萄糖苷酶抑制剂，其分子式为C26H33NO6，结构式及质谱如图1所示。该物质的准分子离子峰m/z为456.237 6，色谱保留时间为6.264 min，主要特征碎片离子m/z分别为232.154 3、225.091 1和128.106 8。DC-5在质谱检测中的碎裂过程推测如图2所示。准分子离子峰m/z456.238 3碎裂为2’-羟基查耳酮基团碎片（S1：m/z为225.091 1）和带5 个碳原子长度碳链的1-脱氧野尻霉素基团碎片（S2：m/z为 232.154 3）；m/z214.144 0、196.133 1、178.122 2处的碎片离子分别为S2 3 次脱水后的产物（－18 Da）；碎片离子m/z438.225 9、420.216 2和402.205 6分别为M0（DC-5）发生3 次脱水后形成的产物（－18 Da）。

图1 DC-5的UPLC-Q-TOF-MS/MS检测质谱图Fig. 1 Mass spectrum of DC-5 detected by UPLC-Q-TOF-MS/MS

图2 DC-5在UPLC-Q-TOF-MS/MS检测中的碎裂途径推断Fig. 2 Deduced fragmentation pathway of DC-5 for UPLC-Q-TOFMS/MS analysis

DC-5在血浆中主要以II相代谢为主，共鉴定出4 个代谢产物（表1、图3）。代谢产物M1：色谱保留时间为6.541 min，准分子离子峰的m/z为458.252 3，推测是DC-5发生加氢还原反应（＋2 Da）的产物，其主要特征碎片离子为m/z232.1543、152.107 4和128.107 0（图3B），与DC-5的部分二级碎片离子相一致。因此，M1被鉴定为DC-5的加氢产物，其分子式为C26H35NO6。代谢产物M2：色谱保留时间为6.279 min，准分子离子峰的m/z为472.247 5，其主要特征碎片离子m/z为225.088 7、121.041 8和69.073 1（图3C），与DC-5的部分碎片离子峰相对应。因此，推断M2是DC-5在大鼠体内发生了甲基化的产物，分子式为C27H37NO6。代谢产物M3：色谱保留时间为4.619 min，质谱检测所得的准分子离子峰的m/z为550.404 2，特征碎片离子有m/z402.205 7、232.169 2、98.062 9（图3D），与DC-5的部分碎片离子相吻合。由此判断，M3为DC-5发生甲基化和磺酸化反应的产物，分子式为C27H35NSO9。代谢产物M4：色谱保留时间为4.170 min，该物质的准分子离子峰的m/z为632.816 0，主要特征碎片离子有m/z456.173 4、210.156 9和69.081 9（图3E），与DC-5的部分二级碎片离子一致。因此，M4被鉴定为DC-5发生了葡萄糖醛酸化反应后形成的产物，其分子式为C32H42NO14。

表1 大鼠血浆中代谢产物的化学式、母体及碎片离子Table 1 Chemical formulae, parent and fragment ions of DC-5 metabolites in rat plasma

图3 DC-5在大鼠血液中的代谢产物的UPLC-Q-TOF-MS/MS检测数据及谱图Fig. 3 UPLC-Q-TOF-MS/MS analysis of DC-5 metabolites in the blood of rats

2.2 DC-5在大鼠体内代谢途径分析

根据大鼠血液样本UPLC-Q-TOF-MS/MS检测的数据，对DC-5在大鼠体内的代谢途径和产物进行了系统分析，如图4所示，推测DC-5的体内代谢途径主要有3 条。代谢途径1：DC-5进入大鼠体内后，首先发生了加氢反应，形成代谢产物M1，其分子质量增加了2 Da；M1再进行甲基化反应，生成了氢化、甲基化代谢产物M2，其分子质量增加了14 Da；代谢途径2：DC-5先后或同时进行了甲基化和磺酸化反应，形成了代谢产物M3，其分子质量增加了94 Da；代谢途径3：在葡萄糖醛酸化酶的作用下，分子中引入了葡萄糖醛酸基团，分子质量增加了176 Da，形成了代谢产物M4。从理论上说，DC-5在大鼠体内经途径2进行代谢时，应该还有只进行了甲基化和只进行了磺酸化的代谢产物形成，但未能在大鼠血液中检出这两个物质，具体原因有待于进一步研究和分析。

图4 DC-5在大鼠体内的代谢途径推断Fig. 4 Deduced metabolic pathway of DC-5 in rats

2.3 DC-5在大鼠体内的吸收分布和质量浓度变化规律

2.3.1 血浆中DC-5的质量浓度变化

本实验以灌胃（20 mg/kgmb）和尾静脉注射（2 mg/kgmb）两种方式给予大鼠DC-5，采用UPLCQqQ-MS/MS进行检测，连续监测了大鼠灌胃和注射后24 h血液中DC-5的质量浓度，以评价DC-5在大鼠体内的吸收分布和代谢规律。如图5所示，大鼠尾静脉注射之后，血液中DC-5的质量浓度迅速升高，很快就达到峰值质量浓度（6 429.39 ng/mL），而后急速下降，3 h之后降速明显变缓，6 h之后质量浓度仅为285.46 ng/mL。采用DAS 2.0软件进行药代动力学参数计算，得出静脉注射方式下DC-5的MRT为4.95 h，T1/2为7.61 h。上述结果显示，DC-5入血后能较快地向其他组织器官转移或代谢，在大鼠体内蓄积的可能较低。相较于静脉注射，灌胃方式下大鼠血液中的DC-5质量浓度也有一个类似的上升-下降过程，但幅度很小，灌胃后0.5 h时DC-5质量浓度达到峰值，仅为162.76 ng/mL；3 h之后质量浓度为116.88 ng/mL；经计算，灌胃方式下DC-5的MRT为11.41 h，T1/2为30.66 h。综上所述，DC-5经口摄入时，在胃肠道中很少一部分吸收入血，入血后的代谢也比较快，体内蓄积的可能性低。本实验后续为此还专门对DC-5进行了生物利用度检测分析。

图5 灌胃和静脉注射两种方式下大鼠血液中DC-5的质量浓度变化Fig. 5 DC-5 concentration in the plasma of rats orally or intravenously given DC-5

2.3.2 大鼠各组织器官中的DC-5含量变化规律

灌胃DC-5之后，在本实验所测的大鼠各组织器官中均检测到了DC-5（图6），分别在0.5 h或1 h时出现了峰值。在心、肝、肺、胃和小肠中，DC-5的含量均在灌胃后0.5 h达到峰值，分别为1.14、0.16、0.56、49.44 μg/g和6.96 μg/g，而后随着时间的延长，其含量快速下降。脾、肾中DC-5含量的峰值出现在1 h，分别为0.81 μg/g和0.28 μg/g。从检测数据来看，胃中DC-5含量的峰值高于包括小肠在内的其他器官，说明DC-5可能主要是在胃中进行吸收。相比较而言，灌胃6 h之后，小肠和心脏中残留的DC-5多一些，分别为0.85、0.58 μg/g。

图6 灌胃方式下大鼠各器官中DC-5的含量变化情况Fig. 6 Changes in DC-5 concentration in the visceral organs of rats at different times after oral administration

2.4 DC-5的生物利用度

采用DAS 2.0软件分别计算了口服和静脉注射两种方式下DC-5的药代动力学参数，计算结果表明，AUC0～t（oral）为2 486.669，D（oral）为20 mg/kgmb；AUC0～t（iv）为16 926.417，D（iv）为2 mg/kgmb。按照1.3.6节中生物利用度公式进行计算，DC-5在大鼠体内的绝对生物利用度为1.47%，这一数据与文献报道的阿卡波糖的生物利用度（＜2%）基本相近[26-27]。从理论上讲，作为控制餐后血糖的α-葡萄糖苷酶抑制剂，最佳情况是吸收入血部分的比率尽量低，即生物利用率较低，这样在消化道中的浓度就会较高，对α-葡萄糖苷酶的抑制作用更强，抑制餐后血糖的效果会更好；另一方面，吸收入血比率低，可能产生的风险和副作用也更小。本实验结果显示，DC-5在大鼠体内的生物利用度仅为1.47%，从这一角度来说，其具有良好的应用潜力。

2.5 DC-5在大鼠体内的排泄规律

如图7A所示，灌胃后24 h内各时间点的大鼠粪便检测结果表明，2 h后粪便中的DC-5含量开始升高，而后迅速上升，到6 h时达到峰值，峰值含量为61 750.59 ng/g，6 h内的排泄量为灌胃量的1.26%；之后快速下降，12 h后降速明显放缓，24 h时含量降至6 271.41 ng/g；24 h内DC-5经粪便途径排出的总量为灌胃量的2.26%。

如图7B所示，灌胃后24 h内大鼠尿液中DC-5含量监测结果表明，灌胃后0.5 h时尿液中即有DC-5排出，而后含量逐步升高，6 h后增速加快，12 h出现峰值，峰值含量为320.54 ng/g；24 h内通过尿液排出的DC-5共计为720.48 ng，累计排泄率为灌胃量的0.015 6%；6～12 h时间段的排泄量较大，占尿液途径累计排泄量的44.43%。相对于粪便排泄途径来说，尿液排泄途径的排出量很少，这与上述DC-5生物利用度很低这一结果吻合，由于DC-5在大鼠体内吸收入血的比率很低，所以尿液中的排出量也比较低。由上述粪便和尿液两条排泄途径的检测结果可知，粪便排泄是DC-5在大鼠体内的主要排泄方式。

图7 大鼠灌胃后24 h内粪便及尿液中DC-5含量变化情况Fig. 7 Changes in DC-5 concentration in rat feces and urine collected at different times after oral administration (within 24 h)

3 讨 论

研究活性成分在体内的代谢，分析其在体内的吸收、组织分布及排泄情况，有助于理解和认知其与机体之间的相互作用，是活性成分有效性和体内毒性评价的重要依据[28]。有研究表明，黄酮类化合物在大鼠体内主要会发生甲基化、羟基化、葡萄糖醛酸化、加氢还原、磺酸化等代谢反应，或上述反应的复合反应[29]。Zhang Li等[30]研究结果表明，黄酮口服后，血浆中的原型黄酮浓度非常低，其在血液中的II相代谢物主要有葡萄糖醛酸化、硫酸化和甲基化产物。根据Xia Bijun等[31]的报道，黄酮类化合物在肠道和肝脏中较易发生一种或多种代谢反应。本实验以自制的新型α-葡萄糖苷酶抑制剂DC-5对大鼠进行灌胃，采用UPLC-Q-TOF-MS/MS对灌胃后大鼠血液中的主要代谢产物进行鉴定，研究了其在大鼠体内的吸收和代谢规律，旨在为该物质在餐后血糖控制中的应用提供参考。结果表明，DC-5在大鼠体内的代谢与黄酮等活性天然产物的代谢相似，以II相代谢为主，血液中的主要代谢产物有加氢还原、氢化结合甲基化、甲基化结合磺酸化以及葡萄糖醛酸化4种，其中以加氢还原产物的含量最高，其他形式的产物相对较少。在代谢物鉴定的基础上，对DC-5在大鼠体内的代谢途径也进行了初步的推测，认为其可能的代谢途径主要有3 条（图4），但具体的代谢过程和机制还不清楚，比如DC-5会在大鼠体内会发生甲基化和磺酸化两种反应，但这两种反应发生的先后顺序尚不能确定，这些具体的代谢机制问题还有待于进一步的研究。此外，本实验仅对血液中的代谢物进行了鉴定，尚未鉴定粪便、尿液、组织器官中的代谢物，可能还存在其他形式的代谢产物。

肾脏是代谢物排泄的重要途径，尿液在排泄低分子质量的亲水性有机阴离子中发挥着关键作用[31]。但Jeong等[32]研究表明，黄酮类化合物大部分代谢过程在肠道中进行，而肠道外排（通过粪便）是这类物质II相结合物（非亲水性的）排泄的主要途径。本实验结果显示，粪便是DC-5在大鼠体内的主要排泄途径，24 h内通过该途径的累计排泄量为灌胃量的2.26%，而通过尿液排泄出的DC-5只占了灌胃量的0.015 6%，这与Jeong等[32]的研究结果类似。经过检测和计算，发现DC-5在大鼠体内的生物利用度小于2%，说明DC-5灌胃后，只有很小的一部分进入了血液，所以其通过尿液途径的排泄量非常少。基于上述分析，推测DC-5灌胃后，其绝大部分并未被吸收入血；此外，DC-5灌胃后，大部分在肠道中发生了一系列相关的代谢反应，转变成了其他形式的代谢物，然后被排泄出了体外，由于本实验未对灌胃大鼠粪便中的代谢物进行定性定量检测，因此未统计到DC-5肠道代谢物的排泄量，这还有待于进一步的实验验证。

廉武星[33]和李洪梅[34]的研究结果表明，α-葡萄糖苷酶抑制剂-阿卡波糖具有良好的代谢动力学性质，血浆蛋白结合率低，除了口服吸收较少之外，大部分由肠道排出，不经过肝、肾排泄。阿卡波糖是目前常用的抑制餐后血糖的药物，程鹏[26]和高惠君[27]等的研究表明，口服后阿卡波糖被吸收的部分较少，生物利用度小于2%，其控制餐后血糖的作用主要是在肠道内通过抑制淀粉类碳水化合物消化酶的活性来体现，因此吸收少有利于抑制餐后血糖。本研究结果表明，DC-5在大鼠体内的生物利用度仅为1.47%，较低的吸收利用率对于α-葡萄糖苷酶抑制剂抑制餐后血糖是有利的。

4 结 论

本研究在灌胃了新型α-葡萄糖苷酶抑制剂DC-5的大鼠血浆中鉴定出了加氢、加氢并甲基化、甲基化并磺酸化和葡萄糖醛酸化4 种代谢产物；代谢动力学检测分析结果表明，灌胃后0.5 h血液、心、肝、肺、胃、小肠中的DC-5浓度达到峰值，而脾和肾则在灌胃后1 h达到最高值；相对来说，胃中DC-5的峰值浓度显著高于其他脏器；血液中DC-5的峰值质量浓度为162.76 ng/mL，T1/2为30.66 h；DC-5在大鼠体内的生物利用度仅为1.47%；粪便是DC-5在大鼠体内的主要排泄途径，24 h内的累计排泄量为灌胃量的2.26%。