组织蛋白酶S在呼吸系统疾病中的研究进展

张 琳 陈绍平

川北医学院附属医院呼吸与危重症医学科，四川省南充市 637000

组织蛋白酶S(Cathepsin S，CTSS)是在动物组织细胞内发现的一类蛋白酶，它通过水解溶酶体内有害或受损的蛋白质以维持细胞内环境稳定。它具有抗原呈递、细胞信号转导、激活受体、促进趋化因子或细胞因子释放等功能。迄今为止，在人体内共发现15种组织蛋白酶(Cathepsin，Cat)，根据催化机制的不同，Cat可分为丝氨酸、天门冬氨酸和半胱氨酸组织蛋白酶三类。丝氨酸组织蛋白酶包括CatA、G；天门冬氨酸蛋白酶包括CatD、E；半胱氨酸组织蛋白酶包括CatB、C、F、H、K、L、O、S、V、X、W。其中半胱氨酸组织蛋白酶根据底物的不同，分为肽链内切酶(CathepsinS、K、V、F、L)和肽链外切酶(CathepsinB、H、X、C)[1]。CTSS首先以前体酶原形式在核糖体结合膜上合成，随后通过转铁蛋白进入内质网，最后在高尔基体经过糖基化及磷酸化的作用形成甘露糖-6-磷酸蛋白，通过溶酶体上甘露糖-6-磷酸特异性受体的识别作用，间接转运至溶酶体内，并以无活性的形式存在，在溶酶体酸性环境中自动水解，去除前肽，自我活化修饰，切割成有活性的成熟Cat[2]。当细胞内的Ca2+水平升高时，溶酶体与细胞膜融合，成熟的CTSS被释放到细胞外发挥其生物学作用。

1 组织蛋白酶S的概述

1.1 CTSS的起源 1975年，Kregar I[3]首次将CTSS从牛淋巴组织、脾中分离纯化出来，并证实其为半胱氨酸蛋白酶，将其命名为CTSS。后来因其与组织蛋白酶L(Cathepsin L，CTSL)相似，将其命名为CTSL，但后人对CTSS与CTSL在生化及免疫方面进行了对比研究，发现其与CTSL不同，CTSS应该从CTSL独立出来，仍然命名为CTSS。1992年，Shi等[4]首次从人肺泡巨噬细胞中提取了人类CTSS基因的cDNA，并且证实其与牛CatS基因碱基序列有85%高度相似性，并因此而得名。

1.2 CTSS的结构 CTSS的基因位于人染色体Iq21，由5个外显子和5个内含子构成，其上游调控序列包含SPI结合位点2个，API结合位点18个，GC含量占40%，但不包含TATA或CMT盒子[5]。CTSS具有与木瓜蛋白酶家族相似的晶体结构，是一个由331个氨基酸组成的单链蛋白，其三维空间结构包含2个结构域：(1)L结构域，由一个疏水口袋和3个α螺组成；(2)R结构域，由含有1个疏水核嵌入的反平行β折叠与位于侧面的2个α螺旋共同组成，两个结构域之间构成具有催化活性的狭长裂隙，即为CTSS的催化活性部位[6]。CTSS的N端有3个凹槽(S1、S2、S3)，与催化底物的特异性结合相关，同时也决定了半胱氨酸蛋白酶抑制剂的特异性。C端具有一个与底物结合的位点，即s1’，在CTSS与MHCⅡ类分子保守区结合过程中发挥重要作用。L结构域中的半胱氨酸25、R结构域中的组氨酸59和天门冬酰胺175构成催化三联体，是底物与之结合的重要部位，其中Cys25中硫阴离子是催化反应的关键部位，能够进攻底物肽[6]。

1.3 CTSS的生物学功能 CTSS不同于其他组织蛋白酶广泛分布于人体各组织，只在酸性环境中起作用，它仅仅表达于人体某些特定的组织，且不仅能够在酸性环境中发挥其生物学功能，在中性pH中也保留一定活性，因此被赋予一些特殊的功能。在细胞内，CTSS参与MHCⅡ(Major histocompatibility complex classⅡ， MHCⅡ)类物质介导的抗原呈递过程 。在细胞外，CTSS常与丝氨酸蛋白酶、金属蛋白酶等相互作用，促进细胞外基质的降解以及组织的重塑，同时还参与切割非基质蛋白，例如：细胞因子、趋化因子、抗微生物蛋白等。近些年来，不同领域的蛋白酶的研究赋予了CTSS在不同疾病中更具体的功能，例如参与细胞信号传导、抗原呈递、血管生成、细胞因子加工与分泌、受体脱落与活化以及细胞的增殖和迁移过程等。

2 CTSS在呼吸系统疾病中的研究

组织蛋白酶最早以其降解蛋白质的能力被人们所熟知，其底物具有特异性，近些年来，不同领域的蛋白酶的研究赋予了组织蛋白酶许多新的功能，参与许多疾病的病理发生发展过程。CTSS作为唯一一个在中性pH环境下具有酶活性的组织蛋白酶，表达于肺泡巨噬细胞、成纤维细胞和上皮细胞中。在呼吸系统疾病中，其除了参与细胞外基质的降解以外，还参与灭活气道宿主防御蛋白，诱导ECM的重塑和呼吸道黏液的产生。最新研究提示，CTSS与慢性阻塞性肺疾病、支气管哮喘、囊性纤维化肺病、肺癌、肺动脉高压、特发性肺纤维化等的发生发展过程息息相关。

2.1 CTSS与慢性阻塞性肺疾病的关系 慢性阻塞性肺疾病(Chronic obstructive pulmonary desease，COPD)是一种以持续性呼吸道症状和气流受限为特征的异质性疾病，其发病机制尚不完全明确，目前公认的有炎症反应、蛋白酶/抗蛋白酶系统失衡、氧化应激等，其中蛋白酶—抗蛋白酶系统失衡在COPD的整个疾病的发生发展过程中扮演着重要角色。石广军[7]的实验表明，慢性阻塞性肺病患者的支气管肺泡灌洗液(BALF)中CTSS含量增加，且BALF中升高的CTSS水平与COPD的疾病严重程度呈正相关，与FEV1/FVC和DLCO占预计值的数值呈负相关。一项动物实验表明[8]，香烟烟雾诱导的肺气肿小鼠模型BALF和肺组织活检中CTSS含量及活性显著增加。在该实验中，研究人员发现将普通小鼠与基因敲除的CTSS(-/-)的小鼠暴露于同等剂量的烟雾下，经过一段时间，普通小鼠会出现肺气肿的症状，CTSS(-/-)的小鼠则不会出现肺气肿的症状，并且CTSS(-/-)的小鼠肺部的免疫细胞数量以及肺泡基底膜ECM的降解和肺组织重塑也相对更少。Zheng T等[9]的实验证实，CTSS的治疗抑制或基因敲除可显著减少肺组织中的局部炎症、上皮细胞凋亡和肺组织的损伤。Gao SL等[10]证实CTSS基因多态性与中国汉族人群COPD易感性相关。综上，CTSS可能是COPD的发病机制和病情进展的一个重要因素。

2.2 CTSS与支气管哮喘的关系 支气管哮喘(简称哮喘)是由多种细胞和细胞组分参与的气道慢性炎症性疾病。其经典特征包括肺部的炎症细胞浸润，导致肺组织炎症，气道重塑，黏液产生分泌增多，血清IgE升高等。皮质类固醇是控制哮喘的一线用药之一，并且用于治疗哮喘加剧，对皮质类固醇的反应在预后预测中具有重要作用[11]。Cimerman N等[12]的实验表明：哮喘患者体内的CTSS含量明显高于健康受试者，且接受激素治疗后的哮喘患者，血浆中CTSS的水平较没有接受激素治疗的患者水平降低，但24h期间哮喘患者与健康者CTSS含量基本不随时间变化或变化不明显。Fajardo I等[13]的实验证实，CTSS在嗜酸性炎症、气道高反应、卵清蛋白(OVA)诱导的过敏小鼠模型以及用曲霉抗原致敏的小鼠中表达增加。Deschamps K等[14]在一组OVA诱导的哮喘小鼠模型对照实验中发现：实验组CTSS(-/-)的小鼠未发生卵蛋白诱导的肺部炎症;对照组野生小鼠中，在使用卵清蛋白诱导之前预防性使用CTSS抑制剂可以减轻小鼠肺泡灌洗液中的嗜酸性粒细胞，而在诱导成功的小鼠模型中，即在持续的炎症反应期间抑制CTSS并未降低小鼠肺部炎症。CTSS(-/-)的小鼠与野生型哮喘小鼠比较，其气道高反应性、IgE水平均较低，肺部炎症明显减弱。类似于COPD，CTSS多态性也与患者对哮喘的易感性相关联[15]。因此，我们推断CTSS与哮喘的发生发展有着密切的关系。

2.3 CTSS与囊性纤维化肺病的关系 已有研究表明，CTSS在囊性纤维化(Cystic fibrosis，CF)的病理生理中发挥多种作用，CTSS通过对CF患者中的上皮钠通道(Epithelial sodium channel,ENaC)过度激活，使气道黏液分泌增加[16]；通过参与切割和灭活在CF患者气道中关键抗微生物蛋白，导致其抵御外来病原体尤其是铜绿假单胞菌入侵的能力大打折扣，从而加重肺部炎症[17]；通过参与裂解和灭活抗蛋白酶分泌型白蛋白蛋白酶抑制因子(SLPL)，导致其对抗中性粒细胞弹性蛋白酶的活性的能力降低，从而加速肺组织的破坏[18]。Small DM等[19]的研究提示，与健康小鼠相比，CTSS在CF模型小鼠肺泡灌洗液中的水平及活性均增加；与CF模型的小鼠相比，CTSS(-/-)的小鼠表现出更轻微的黏液梗阻、气道炎症以及更轻微的肺结构的改变，推测CTSS直接参与CF患者炎症细胞的募集、黏液阻塞和肺组织的损伤过程。Hentschel J等[20]的研究表明，CF患者肺泡灌洗液及痰液中CTSS的含量及活性均升高，并且CTSS含量的升高与肺功能的下降和肺组织中中性粒细胞的渗透增加呈显著的相关性。Weldon S[21]在一组CF儿童患儿的临床实验中证实，不管是否有铜绿假单胞菌感染的CF患儿，其肺泡灌洗液中均测得升高的CTSS，并且CTSS的增加是由miRNA表达异常导致的，其中miR-31通过对CTSS激活的关键转录介质IFR-1的调控，间接参与CTSS的表达。综上所述，CTSS直接参与囊性纤维化肺病发生发展中的多个病理生理学过程。

2.4 CTSS与肺癌的关系 CTSS可以来源于肿瘤细胞本身，也可以来源于肿瘤微环境中的其他细胞类型，例如：内皮细胞、巨噬细胞和T细胞等。近年来的研究表明[22]，CTSS参与肺癌、结肠癌、肝癌、乳腺癌、前列腺癌等多种恶性肿瘤的发生与转归，且CTSS水平的异常升高，往往与患者的不良预后相关。核心蛋白聚糖是细胞外基质最丰富的蛋白之一，在肺癌中被CTSS降解，推测CTSS降解核心蛋白聚糖是肺癌病理学的重要组成部分[23]。Nidogen-1是基底膜的重要组成部分，Willumsen N等[24]在实验中，用对人类Nidogen-1上CTSS裂解位点具有特异性的单克隆抗体，建立了一种竞争性酶联免疫吸附测定，定量分析血清中CTSS降解的Nidogen-1水平，结果发现非小细胞肺癌(Non-small cell lung cancer, NSCLC)组水平明显高于健康对照组、乳腺癌组和小细胞肺癌(Small cell lung cancer ,SCLC)组，因此提出，CTSS降解的Nidogen-1是NSCLC的潜在生物标志物。小细胞肺癌的血液中存在大量的循环肿瘤细胞(Circulating tumor cells ，CTCs)，其与SCLC的早期转移和不良预后密切相关，CTSS在CTCs中高表达，并且其除了参与组织降解以外，还参与细胞的信号传递、生存和肿瘤细胞的化疗耐药[25]。Tsai JY等[26]的实验表明，肺癌患者中，与非侵袭性CL1-0细胞相比，高侵袭性CL1-5细胞过氧化氢酶活性更低，H2O2更高，细胞内外CTSS活性更高。在CTSS基因沉默的CL1-5细胞中，细胞迁移和侵袭减少，表明CTSS在肺癌的转移过程中扮演重要角色。此外也有研究提示[27]，CTSS在肿瘤新生血管生成过程中扮演重要角色。由此推断，CTSS可能参与肺癌的新生血管生成以及肿瘤细胞的转移等多个重要过程。

2.5 CTSS与呼吸系统其他疾病的关系 肺动脉高压(Pulmonary arterial hypertension，PAH)是一种慢性和进行性疾病，其特征为肺小动脉的血管重塑，导致血管腔直径的减小，最终闭塞。PAH的患者肺动脉平滑肌细胞中弹性蛋白酶产生增加，与弹性纤维的降解和肺血管的重塑有关。Chang CJ等[28]的实验表明，CTSS在PAH患者和PAH大鼠模型中均过度表达，并且参与肺动脉平滑肌细胞中的弹性纤维降解及肺血管的重塑。核心蛋白多糖(Decorin)是细胞外基质中最丰富的蛋白多糖之一，主要由成纤维细胞分泌，在胶原转换和组织稳态中起着重要作用，据报道[23]，在IPF及肺癌患者血清中被CTSS降解的Decorin片段异常增多，推测CTSS降解Decorin是IFP病理学的重要组成部分。Tanaka H的研究[29]提示肺结节病患者血清中的CTSS水平以及组织学标本中的CTSS染色不仅与疾病的诊断相关，而且与疾病严重程度和对类固醇的反应性相关，提出CTSS可能为肺结节病的潜在生物标志物。

3 小结与展望

近年来，随着对CTSS不断深入地研究，CTSS新的生物学功能逐渐被发现，在呼吸系统疾病领域里，研究者们发现，CTSS或直接或间接参与大部分呼吸系统疾病的发生发展，但目前为止，CTSS在疾病中的具体机制及其上下游信号通路尚不完全明朗，有待进一步研究，以期为呼吸系统疾病的诊断、治疗以及预后判断提供新的方向。