生物炭在矿区农田土壤中与镉的纵向共迁移行为

戴光玲， 蒋少军， 吴嘉晨， 舒月红*

(华南师范大学环境学院， 广州 510006)

生物炭因其具有高的比表面积、丰富的表面官能团多孔性等性质而对土壤中的重金属表现出良好的吸附性能[1-2]. 生物炭呈碱性，因此对被酸性矿山废水污染的土壤中重金属的固定具有良好的修复效果. 然而，生物炭颗粒(特别是纳米或微米级颗粒)可以通过地表径流、风、降雨和耕作等方式携带重金属随着土壤剖面向下迁移，从而对地下水环境造成污染风险[3].

生物炭来源的溶解性有机质(DOM)，因其具有不同于土壤来源DOM的特殊荧光指纹特征，可被用于定性和定量地识别添加到土壤中的生物炭[4]. 激发发射矩阵光谱(EEMs)是近年来广泛用于研究生物炭DOM特征的一种荧光光谱分析技术[5]. EEMs结合平行因子分析(PARAFAC)可以识别生物炭在土壤中的特殊组分，从而追踪生物炭在大田中的迁移[4,6]. 陈玲桂[7]利用生物炭DOM荧光光谱分析发现稻草生物炭能促进铜(Cu)在土壤中的垂直迁移，但与竹子生物炭的结果相反. FAN等[8]利用该技术报道了Pb和Cd的垂直共迁移与生物炭来源的水溶性有机质(WSOM)有关，添加生物炭可以显著提高WSOM的含量. 然而，关于生物炭在土壤中的纵向迁移程度和速率、生物炭与土壤中重金属迁移的关联性以及由此带来的环境风险的研究尚少.

本研究选用荔枝修剪残枝这一农业废料作为生物炭的生物质来源，以受广东韶关大宝山酸性矿山废水污染的农田为对象，利用EEMs与PARAFAC技术，通过对土壤DOM组分进行分析，探究生物炭添加到土壤1年内，生物炭与重金属Cd的迁移行为，为生物炭的安全利用提供理论参考.

1 实验部分

1.1 实验地点与材料表征

实验地点位于广东省大宝山矿区横石河下游上坝村( 24°36′N,113°40′E)，为亚热带季风气候，全年温暖多雨，年降水量达到1 782.7 mm. 研究区域主要土壤类型为酸性红壤. 大宝山为大型多金属矿床，自20世纪70年代进行露天开采，矿床Cd的质量分数为37.36～4 970 mg/kg，酸性采矿废水随横石河径流造成下游上坝村农田大面积的Cd严重污染. 实验地的土壤pH为4.02，溶解性有机炭(DOC)质量分数和阳离子交换量(mCEC，质量摩尔浓度)分别为109 mg/kg和0.972 mmol/kg，Cd的质量分数为0.52 mg/kg. 本研究的生物炭购自广西生物能源有限公司，采用600 ℃高温限氧裂解而成. 在使用之前，对购买的生物炭进行基本理化性质分析(表1)，包括：元素分析、比表面积(BET)测试、扫描电子显微镜(SEM)等.

表1 生物炭的基本理化性质Table 1 The physical and chemical properties of biochar

1.2 实验方法

实验设计对照组(CK)与处理组(C)，对照组不做任何处理，处理组施加生物炭(30 t/hm2). 每个实验小区尺寸为2 m×8 m，各组重复3次，随机分布. 实验时间为期1年(自2017年3月至2018年4月). 2017年3月进行试验地翻耕，深度达到15 cm，处理组将生物炭均匀撒入表层土壤中，再次翻耕，保证生物炭与土壤充分接触反应. 详细的实验设计可参考前期研究[9]. 处理之后的农田可进行正常耕作.

于2017年10月和2018年4月在施加生物炭半年和1年之后进行2次土壤样品采集，采用S点取样法，每个实验小区采集5个点，用深层取样器在0～20、20～40、40～60、60～80、80～100 cm深分别取土，土样经风干后，过尼龙筛(孔径2 mm)，装袋保存，待测.

1.3 样品分析

土壤基本理化性质分析参照《土壤农业化学分析方法》[10]. 采用土水料液比为1∶2.5(即1 kg土壤与2.5 L水配置)测定不同深度的对照组与处理组土壤的pH. 使用总有机碳分析仪(岛津)测定土壤样品DOC的质量分数w(DOC)，用以表示土壤中DOM的质量分数. 土壤样品Cd总质量分数的测定采用HNO3-HF-HClO4消解，称取0.5 g土壤样品置于石墨炉中，设置升温程序在60、90、150 ℃维持2.5 h，待消解结束后定容过滤，将样品置于冰箱中4 ℃下保存待测. 因该试验地为酸性红壤土(pH 4.02)，故采用0.1 mol/L HCl提取土壤重金属有效态成分[11]，具体步骤如下：称取2 g土壤样品置于容积为50 mL的离心管中，加入20 mL HCl(0.1 mol/L)，25 ℃下恒温震荡2 h，3 500 r/min转速下离心10 min，取上清液测定. Cd的总质量分数和有效态质量分数的测定均采用电感耦合等离子体质谱(ICP-MS)测定. 采用标准土壤(GBW07450，中国国家标准物质研究中心)保证土壤消解分析程序的精度.

每个深度的对照组和处理组土壤样品分别使用超纯水和甲苯/甲醇(体积比为1∶6)提取剂独立提取. 称取2 g土壤放入容积为50 mL的离心管中，加入30 mL提取剂，在25 ℃、150 r/min条件下震荡12 h，再以3 500 r/min的转速离心10 min，然后用孔径为0.45 μm的滤膜过滤取上清液. 对超纯水和甲苯/甲醇提取剂提取的上清液分别采用荧光光谱仪(F-4600，日立)进行三维荧光光谱的测定，配以1 cm光程的石英比色皿. 测量条件：激发光波长220～400 nm，发射光波长280～600 nm，间隔3 nm，狭缝5 nm，反应时间0.5 s，扫描速度2 400 nm/min，光电位增电压700 V. 以每种提取剂本身作为空白样，用样品减去空白样以减小拉曼散射和瑞利散射的影响.

1.4 数据分析

采用土壤淋失率测定Cd在不同土壤剖面的迁移率[12]：

(1)

其中，Ri为Cd在i层土壤中的淋失率(%)，wi-1为Cd在i-1层的质量分数(mg/kg)，wi为Cd在i层土壤的总质量分数(mg/kg).

利用地质累积指数法(Igeo)为评价土壤中重金属污染程度指标[13]：

(2)

其中，wn为元素Cd在土壤中的总质量分数，1.5为矫正区域背景值差异系数，Bn为Cd的土壤环境背景值(质量分数)，在本实验取广东省土壤Cd的环境背景值(0.094 mg/kg). 土壤重金属Igeo污染程度分级具体可参考文献[14].

利用MATLAB R2019a (MathWorks) 软件，采用PARAFAC手段对三维荧光光谱分析，各个组分的荧光强度用Fmax表示. 采用EXCEL 2019 和SPSS 26 软件对数据进行方差分析.

2 结果与讨论

2.1 生物炭的基本性质

生物炭pH和mCEC较大(表1)，有利于其吸附带正电荷的金属离子，同时有中和土壤酸性的作用. 生物炭的w(DOC)为723.47 mg/kg，说明生物炭有机质丰富. 荔枝生物炭在800 ℃煅烧至质量恒定后残余灰分占原试样质量的9.5%. 在元素分析结果中，H与C原子比n(H)/n(C)常被用于表征生物炭的芳香性，越低说明生物芳香性越高[15]. 荔枝生物炭n(H)/n(C)较低(0.02)，说明荔枝木在高温裂解过程中生成了大量稳定的芳香结构的碳. 生物炭表面较为光滑(图1)，呈多孔网状结构且表面孔分布较密，生物炭的比表面积大(412.3 m2/g)，生物炭平均孔径为4.45 nm. 这些孔隙为生物炭吸附重金属提供了较多的位点. 图1中出现较多的颗粒附着于生物炭表面和孔隙中，这些颗粒主要来源于高温热解过程中产生的灰分.

图1 荔枝生物炭的SEM图

2.2 生物炭对土壤基本理化特征的影响

表2为2017年10月和2018年4月采集的田间不同深度土壤样品pH、w(DOC). 总体来看，土壤pH均随土壤深度的增加而逐渐增大，这是由于该试验地受到大宝山酸性矿山废水的污染，表层土被严重酸化. 处理组表层土pH均比对照组的高0.56，这主要由于生物炭表面存在大量的碱性有机官能团(如-COO-、-O-)和碳酸盐，可以中和土壤中的质子，使得土壤pH提高[1]，并且在1年内生物炭对土壤酸性的修复效果依然保持良好. 高瑞丽等[16]研究发现秸秆生物炭可提高镉污染土壤的pH，pH升高0.31～1.05. 对于处理组和对照组，20～100 cm深土壤层的pH无明显差别，可能是因为生物炭释放的碱性物质被表层土截留，无法到达深层土壤.

表2 不同土壤深度对照组(CK)和处理组(C)的pH和溶解有机碳的质量分数Table 2 The pH and dissolved organic carbon content of control group (CK) and treatment group (C) at different soil depths

土壤DOM是影响重金属结合形态的主要因素[1]，本研究用w(DOC)测定值表示土壤DOM的质量分数. 2017年10月，处理组0～60 cm深土壤层w(DOC)比对照组平均增加了50.3%，但到2018年4月，对照组和处理组0～40 cm深土壤层的w(DOC)较2017年10月的均下降了50%左右，更深层土壤w(DOC)没有明显变化. 生物炭能提高土壤DOM的质量分数：首先，生物炭本身含有丰富的羧基、羰基和苯环等含碳官能团，含碳量高，直接为土壤DOM起到补充作用；其次，生物炭在土壤中缓慢分解能促进腐殖质的形成[8]，从而提高了土壤DOM的质量分数. 而处理组20～60 cm深土壤层DOM的质量分数升高，说明生物炭在田间发生了纵向迁移.

SMEBYE等[17]的研究发现，经过72 h的淋溶实验，加生物炭的处理组底层土DOM的质量分数显著增加. 本研究中，生物炭加入1年后土壤DOM的质量分数下降，这由于在老化过程中生物炭的理化性质改变，发生了降解和矿化作用，颗粒破碎，表面多孔结构塌陷. HE等[18]对施入田间2年后的生物炭进行表征，发现生物炭颗粒较新鲜，生物炭明显粗糙，表面吸附了更多的土壤矿物，且含氧官能团增加，对重金属的络合能力下降，释放有机质减少.

2.3 三维荧光平行因子分析

利用PARAFAC模型对试验田0～100 cm深土壤层的处理组和对照组土壤样品的2种提取剂(超纯水和甲苯/甲醇)进行光谱分析(图2)，每个提取剂主要分析出3个荧光组分. 超纯水提取(图2A)荧光组分峰值位置见表3，组分1(C1)为类蛋白质，荧光峰位于λex/λem=220/320 nm和270/320 nm，分别为土壤中色氨酸和络氨酸[19]. 组分2(C2)和组分3(C3)属于类腐殖质： C2的荧光峰位于λex/λem=220/390 nm和280/390 nm，分别为可溶性微生物代谢产物和富里酸，一般来源于微生物生命活动降解产物[20]；C3荧光峰位于λex/λem=270/440 nm和340/440 nm，属于UVA和UVC腐殖酸，与植物残体腐烂有关[8,21]. 富里酸中含有大量羟基和其他含氧官能团，腐殖酸大分子的基本结构为芳环和脂环，其相对分子质量比富里酸的高，二者都能与金属离子发生相互作用，影响重金属在土壤中的环境化学行为.

表3 超纯水提取土壤DOM组分的特征Table 3 The characteristics of DOM components in the soil extracted with ultrapure water

在甲苯/甲醇提取法的荧光光谱(图2B)中，C1的λex/λem=290/330 nm，C2的λex/λem=310/370 nm，C3的λex/λem=295/420 nm和345/420 nm. 这与UCHIMIYA等[22]利用甲苯/甲醇提取的土壤中生物炭DOM组分位置一致，他们认为利用甲苯/甲醇提取剂能够提取生物炭中独特的来自高温裂解的DOM芳香结构，从而可以作为定性/定量检测土壤中生物炭的有效手段. 单独针对纯生物炭采用甲苯/甲醇提取，在其荧光光谱图(图3)中，生物炭荧光峰的激发波长为280～320 nm，发射波长为370～430 nm，正好将甲苯/甲醇的C2和C3包含其中，说明C1 为土壤自身的芳香结构，C2和C3为生物炭中的多环芳烃结构[4].

图2 不同方法提取的3组分的三维荧光光谱及特征曲线

图3 甲苯/甲醇提取纯生物炭的荧光指纹图谱

图4显示了土壤DOM的荧光强度，2种提取剂的C1在所有土壤层(0～100 cm)中占绝对优势，且荧光强度在处理组和对照组的差异较小. 对于超纯水提取的C2和C3(图4A)，2017年10月对照组荧光强度比处理组在0～20 cm深土壤层的提高64.1%和110.3%，比处理组在20～40 cm深土壤层的增加了23.5%和19.4%，比处理组在40～60 cm深土壤层的增加了44.5%和63.0%. 生物炭处理组中C2和C3增加，说明生物炭的加入增大了土壤DOM中富里酸和腐殖酸的含量. FAN等[8]和ZHANG等[19]研究发现富里酸和腐殖酸组分荧光强度随生物炭含量的增加而增强. 但在2018年4月我们利用超纯水提取C2和C3的荧光强度明显下降，生物炭处理和对照组土壤荧光强度没有明显差异. 这说明利用超纯水提取的EEM-PARAFAC技术可短期内追踪生物炭在田间实验中的纵向迁移，但长时期追踪生物炭迁移存在短板. 由图4B可知，对于0～20 cm深的土壤层，在2017年10月时，处理组甲苯/甲醇提取C2和C3的荧光强度是对照组的2.5、4.1倍，而在2018年4月时是对照组的1.1、1.7倍. 本研究在20～60 cm 深土壤层中也观察到处理组C2和C3荧光强度明显高于对照组，而在更深层土壤中没有观察到生物炭DOM的特征组分，这说明生物炭在1年的田间实验里发生了纵向迁移，最深达到地下60 cm处. 而生物炭在田间的迁移主要受自身颗粒大小和环境因素(如离子强度、酸碱性等)两方面的影响[23]. 比较超纯水和甲苯/甲醇这2种提取方法的PARAFAC结果发现，超纯水EEM-PARAFAC主要是通过生物炭对土壤腐殖质含量影响来定量分析生物炭在田间的纵向迁移，但随着生物炭老化过程中有机质释放量的减小，该方法受到局限. 甲苯/甲醇通过识别生物炭特有的高温DOM芳香结构[4]，灵敏度高，可定量分析土壤中存在的微量生物炭，因此可以用来追踪生物炭在土壤中的长时间纵向迁移. 总之，通过2种提取剂共同来定量分析生物炭在土壤中的含量，结果表明生物炭在田间发生了明显的纵向迁移，最深迁至地下60 cm.

图4 超纯水和甲苯/甲醇提取的土壤DOM 3种组分的荧光强度

2.4 生物炭对土壤中Cd迁移的影响

Cd在不同深度土壤中的总质量分数和HCl提取有效态Cd质量分数见图5，Cd的淋失率见表4. 总体来看，无论是处理组还是对照组，Cd在40～100 cm深土壤层的总质量分数和有效态Cd质量分数都高于0～40 cm深土壤层，尤其是在40～60 cm深土壤层，其平均淋失率高达1.69(表4)，这说明Cd在土壤中的迁移率较高. 2017年10月生物炭处理组在0～20 cm深土壤层的有效态Cd质量分数和Cd总质量分数与对照组相比分别降低43.2%和15.9%，说明生物炭通过调节酸性土壤pH，降低了土壤中弱酸提取态、还原态和氧化态Cd的质量分数，并且由于生物炭的比表面积大，表面含有羟基、羧基等多种含氧官能团可以吸附隔离子，对土壤Cd污染起到钝化修复作用. 在20～40 cm 和40～60 cm深土壤层，2017年10月生物炭处理组由有效态Cd质量分数比对照组的增加了18.2%和148.1%，2018年4月处理组深层土壤有效态Cd质量分数较2017年的进一步增大. 在60～100 cm深的土壤层，对照组和处理组有效态Cd质量分数并无明显差异. Cd总质量分数表现出和有效态Cd质量分数相似的变化规律. 结果表明：生物炭的添加对土壤表层0～20 cm(耕作层)Cd有稳定作用，降低了有效性，但是生物炭本身的纵向迁移可能导致Cd继续向20～60 cm深处迁移. Cd在各个土壤层中的淋失率(表4)呈先升后降的趋势，且处理组在0～60 cm深土壤剖面的淋失率均大于对照组，说明Cd受到生物炭影响迁移率增大. ZHANG等[24]通过90 d的土柱淋滤实验，发现在淋溶条件下被生物炭吸附的重金属会再次活化发生再次迁移行为，添加生物炭的底层土壤中Cd质量分数比对照组的增加了28.7%，与本文研究结果一致.

表4 土壤Cd淋失率的变化Table 4 The variation of the leaching ratio of Cd in the soil profile

图5 不同土壤深度处理组和对照组的Cd的质量分数

大量的研究也证实DOM的不同组分对重金属结合顺序和能力有一定影响. HUANG 等[25]通过Cd的荧光猝灭实验发现：Cd与土壤组分的结合首先发生在蛋白质和富里酸，其次发生在腐殖酸，并且与各组分的结合能力均较弱. 因此，本研究中，无论是采用超纯水提取的类腐殖质组分，还是采用甲苯/甲醇提取的含多环芳烃结构组分，都会通过大量的有机官能团(羧基、羰基、醛基)与Cd结合，从而与Cd发生共同向下的迁移，直至40～60 cm深处. 由于Cd与这些组分的结合能力并不强，在田间自然老化的过程中，生物炭组分对Cd的结合能力将不断下降，结合态的Cd转化为可交换态和离子态的Cd，从而使有效态Cd的质量分数升高，并随生物炭DOM组分向下迁移[24]. 综上所述，生物炭的加入虽然对表层土壤中Cd修复的效果显著，但增加了深层土壤(20～60 cm)中Cd的质量分数和迁移率，对地下水环境存在潜在的重金属污染风险.

2.5 污染指数评价

Igeo是由德国科学家MÜLLER提出，用于评价土壤中重金属污染程度的定量指标[13]，该指标不仅考虑了自然地质过程造成的背景值影响，而且也注意到了人为活动对重金属污染的影响[26]. 对照组和处理组在0～60 cm深土壤层Igeo基本分布在1～2之间(图6)，综合污染程度为轻度污染，生物炭处理组的Igeo在0～20 cm深土壤层中降低，而在20～60 cm深土壤层中增加，这主要由于Cd在处理组底层土壤中的迁移率增大，造成了Cd的富集. 在污染相对严重时，底层土壤(60～100 cm)的Igeo均超过2，达到中度污染. 说明金属Cd由于迁移性强，深层土壤污染程度比表层土壤的更大，虽然生物炭的使用会减小表层土壤中Cd的Igeo，减轻污染程度，但会一定程度上增大底层土壤中Cd的Igeo，污染底层土壤.

图6 不同土壤中Cd的地质污染指数(Igeo)

3 结论

施用生物炭增加了土壤(深度0～60 cm)中的w(DOC)，提高了表层土壤(深度0～20 cm)的pH，对更深层的pH影响不大，且生物炭能够向下迁移至土层40～60 cm处. 甲苯/甲醇因其能够提取生物炭中的芳香结构DOM，更适合用来长期追踪生物炭在环境中的迁移行为. 生物炭的施用显著降低了表层土壤(深度0～20 cm)中有效态Cd的质量分数和Cd的总质量分数，但会增大20～60cm深土壤层中Cd的迁移率，使有效态Cd的质量分数最高增加了148.1%. 污染指数分析也验证了生物炭底层土壤的Igeo增加，污染程度增大. 在利用生物炭修复重金属污染土壤时，需要重视生物炭对重金属纵向迁移行为的影响.