环境DNA技术在软体动物资源中的应用

陈金萍 李雄辉 周春花 欧阳珊 吴小平

摘要 环境DNA（environmental DNA，eDNA）是指有机体与外界进行物质交换（摄食、排泄等）时脱落的DNA片段。eDNA技术是指从环境样品（土壤、沉积物、水体等）中直接提取DNA片段后，利用测序技术对生物进行定性或定量分析。与传统方法相比，eDNA技术具有效率高、分辨率高、采样无损伤性等优点。环境DNA技术自问世以来，受到了广泛的应用，主要应用于水生生物的生物监测、保护生物学（单（多）种检测、丰度估计）、入侵生物学（早期物种检测、被动监视）和环境监测等。综述了环境DNA技术在软体动物研究中的取样方法、研究进展、优势、局限，以及该方法在软体动物入侵物种防治、濒危物种保护、物种多样性评价和生物量检测中的研究现状，同时对环境DNA在软体动物资源中的应用前景进行了展望，以期为软体动物资源多样性的研究和保护提供新的技术和手段。

关键词 环境DNA;软体动物;取样方法;应用;研究现状

中图分类号 Q 958.1  文献标识码 A  文章编号 0517-6611（2021）14-0022-03

Abstract Environmental DNA （eDNA） refers to DNA fragments that organisms shed in their surrounding environment when in exchange for material （ingestion， excretion， etc.） with otuside，eDNA technology refers to the direct extraction of DNA fragments from environmental samples （soil， sediment and water， etc.）， and the use of sequencing technology for qualitative or quantitative analysis of organisms. Compared with traditional methods， eDNA technology is more high efficiency， high resolution and no damage in sampling. eDNA technology has been widely used since it came into being. Mainly used for biomonitoring， conservation biology （single and multispecies detection， abundance estimates）， invasion biology （early species detection， passive surveillance） and environmental assessment. This article reviewed the sampling method， research progress， advantages and limitations of eDNA technology in the research of mollusks，and the research status of this method in the prevention and control of mollusks invasion， the protection of endangered species， the evaluation of biodiversity and biomass. At the same time， the application prospect of eDNA in mollusks resources was prospected， it can provide new technique and methods for the research and protection of mollusks biodiversity.

Key words Environmental DNA;Mollusks;Sampling method;Application;Research status

基金项目 国家重点研发计划“蓝色粮仓”重点专项（2018YFD0900801）。

作者简介 陈金萍（1995—），女，江西上饶人，硕士研究生，研究方向：环境DNA水生生物。

*通信作者：周春花，副教授，博士，硕士生导师，从事种群遗传研究;吴小平，教授，博士，博士生导师，从事生物多样性研究。

收稿日期 2020-10-23

软体动物分布于淡水、海水、陆地上，在生态系统中扮演着极其重要的作用，如维持生态平衡、净化水环境等。但是由于近年来城市工业的迅速发展，水域受到人为污染，而软体动物一般迁移性较差，一旦遭到水质污染，较难回避。再加上外来物种入侵、气候变化等加剧了软体动物所面临的威胁[1]。而之前的传统调查方法有一定的局限性，对环境有较大的破坏性[2]，所以急需一种行之有效的方法——环境DNA（environmental DNA，eDNA）技术来检测和管理软体动物资源。eDNA技术的最大优势就是非侵入性取样，对目标物种及周围环境不造成伤害。现在，禁渔政策已开展，所以该技术对于研究水体中生物尤为重要。

eDNA是指从环境（如土壤、水体沉积物、粪便等）样品中提取的DNA，因为动物会与外界进行物质交换，所以自身的皮毛、细胞组织、黏液等会在环境中保存一段或者很久时间，这样就能提取DNA成功進行遗传检测[3]。eDNA技术是指从环境样品（土壤[4]、沉积物[5]、水体[6-8]等）中直接提取DNA片段后，利用测序技术对生物进行定性或定量分析的方法[9]。近年来，eDNA技术已应用于不同生态系统的物种多样性研究、资源生物量检测、濒危种和入侵种的检测;在国外，各种生物的检测也用到该技术，如两栖类[10-11]、鱼类[12-14]、腹足类[15]等。笔者主要对eDNA技术在软体动物资源研究中的方法、优势以及局限、展望等进行了综述，以期为该类生物多样性的研究和保护提供新的技术和方法。

1 eDNA技术在软体动物研究中的取样方法

1.1  eDNA水样的采集及处理

eDNA技术中采样是极为重要的一步。水样主要来源于实验室水箱、池塘、溪流、湖泊和海洋等。水样采集方法可分为沉淀法和过滤法。沉淀法适用于少量水样采集，采样量通常为15 mL[10，16];过滤法适用于流水或静水的大型无脊椎动物，需要大量水样[3]，在软体类的研究中，每个样点的采水量一般为1～2 L [12，17-18]。滤膜的种类有很多，研究表明，不同的滤膜具有不同的 DNA 回收率，其中使用混合纤维滤膜或硝酸纤维素滤膜的DNA回收效果最佳[19]。滤膜有很多种孔径，对于清澈的溪流和海水，0.45 μm孔径最合适[16]。

1.2 样品DNA提取

eDNA提取主要有CTAB提取法、试剂盒提取法等。CTAB提取法是将水样加至33 mL的无水乙醇和1.5 mL的3 mol/L醋酸钠，再加入一定量的CTAB缓冲液、蛋白酶K缓冲液、一定比例的苯酚∶氯仿∶异戊醇，其中经过离心等步骤。试剂盒提取法是指先用真空泵抽滤有DNA的滤膜，再用试剂盒提取，纯化DNA，把杂质去除。提取软体动物环境DNA的试剂盒的种类有很多，提取双壳类的DNA一般采用Qiagen DNeasy Blood and Tissue Kits，提取蜗牛的DNA采用Omega Bio-tek E.Z.N.Mollusc DNA试剂盒[20]。

1.3 eDNA分析

分析包括引物设计、PCR、高通量测序。①针对不同的目标物种选取DNA基因片段（软体动物环境DNA研究通常用的是线粒体DNA片段，通常有16S rRNA[20-21]、18S rRNA[5]、COI[22-23]）来设计引物，用Primer 5、QPrimer、Primer-BLAST等软件来设计，一般来说，ecoPrimer软件更常用，因为它可以基本满足环境DNA引物的要求[24]。②PCR扩增，在eDNA分析方法中，PCR的类型非常多，如普通PCR[25-26]、定量PCR[22、27-28]、巢式PCR、数字PCR[6]等，最常用的是普通PCR、定量PCR（qPCR）[29]。③高通量测序及数据处理，先进行去噪，即除去低质量的序列，这些序列包括嵌合体/长度过短/重复的序列;聚类分析，即根据序列相似度进行归类，获得可操作分类单元（operational taxonomic units，OTUs），每个OTUs应该只包含一个物种的序列;物种分类学注释，把这些OTUs在数据库中进行比对;数据分析，如α-多样性分析、物种丰度分析、差异显著性统计检验分析等。

2 環境DNA技术在软体动物资源研究中的应用

2.1 软体动物濒危种和入侵种的检测

eDNA技术应用较广，特别是对于濒危软体动物，因为濒危物种密度很低，传统方法（蚌耙、采泥器等）难以监测到，eDNA技术避免了这些问题。针对濒危物种检测，需要设计一些特异性引物，既要保证濒危物种能被检测到，又要保证其他的尤其是亲缘关系较近的物种不会被检测到。研究者大多都是利用COI基因片段来扩增[30]。目前，通过eDNA分析检测方法已经实现了对淡水珍珠蚌种群[22]、珠母珍珠蚌（ Margaritifera margaritifera  L.）[31]、淡水蚌（ Lampsilis fasciola、Ligumia nasuta、Ptychobranchus fasciolaris、Quadrula quadrula ）[32]等物种的检测，证实了环境 DNA 监测方法在濒危物种和稀有物种的监测中颇具潜力。

目前外来物种的入侵情况日趋严重，当外来物种入侵时，它们对原本的生态平衡破坏较大，使生态系统结构不完善，从而对本地物种的种类和数量产生影响[10]。但是在入侵早期阶段，外来物种的数量不多，很难发现，一旦发现时，就已经造成了危害，而eDNA技术使入侵物种的早期检测成为可能，如Egan等[33]、Ardura等[34]在太平洋里海地区监测到了斑马贻贝（ Dreissena polymorpha ），并遏制它进一步传播;Clusa等[35]、Goldberg等[15]监测了新西兰泥螺（ Potamopyrgus antipodarum ）早期入侵;同样，Blackman等[36]设计特异性的引物来检测 Dreissena rostriformis bugensis 和D.polymorpha 这2种入侵蚌在现场试验中的降解速率，从而可以初步判断它们入侵时间;除此之外，在入侵早期就有效遏制的还有金贻贝（ Limnoperna fortunei ）[37]。

除了能在早期检测到入侵物种之外，eDNA分析技术还能判断它们的入侵程度，Pearrubia等[38]对伊比利亚半岛水域的扁贻贝（ Dreissena rostriformis ）进行了定量分析，判断了该蚌的入侵程度;Ardura等[39]在波罗的海发现北美楔蛤（ Rangia cuneata ）已经蔓延到了整个欧洲;Clusa等[40]检测河蚬（ Corbicula fluminea ）、背角无齿蚌（ Sinanodonta woodiana ）等贝类在伊比利亚河流的分布情况，发现其种群在扩张;Klymus等[20]检测双壳纲和腹足纲某些类群的入侵程度，结果表明eDNA方法可以显著加强入侵物种的识别能力。eDNA技术还可以检测到物种是如何入侵的，如欧洲泥螺（ Peringia ulvae ）[41]，通过压舱水入侵新环境。近年来利用eDNA对濒危物种进行检测的研究越来越多[42]，而对于入侵物种的研究一直是热门问题，eDNA对濒危物种和入侵物种检测的有效性已经得到一定的证明，它能突破传统方法的局限性[15]，并且检测的效果与传统方法一致或略高于传统方法[2，43-44]。

2.2 软体动物物种多样性检测

物种多样性的检测方法有很多，这些方法通常是为特定的生物群体设计的，随着eDNA技术愈加成熟，将它应用于软体动物物种多样性研究成为一种新潮流。软体动物是淡水生态系统的一个重要组成部分，它们对环境变化很敏感，当生境条件下降时，软体动物往往是第一个被清除的动物，因此它们可以作为生态系统的物种多样性的检测指标。Deiner等[45]研究采样和提取方法如何影响淡水生物多样性，以蚌类 （Unio tumidus 等4种生物）为目标，检测这些物种eDNA的检出率来判断哪种采样和提取方法最好，结果发现过滤和PCI（（酚-氯仿-异戊醇）提取法效果最好;Prié等[21]分别对蚌目和帘蛤目设计了eDNA通用引物16S rRNA来检测双壳类的生物多样性，并且与传统方法进行比较，结果发现eDNA分析的物种检出率更高。总之，环境DNA分析技术为生物多样性研究提供新的工具[46]。

2.3 软体动物生物量检测

eDNA对物种进行定量分析主要是检测物种存在与否，进而来判断其生物量[18]，然而估计物种生物量较复杂，虽然有部分研究表明，水体中环境DNA 的浓度与目标物种的生物量呈正相关[11，13]，如Carlsson等[27]研究发现在爱尔兰的某条河，珍珠蚌（ Margaritifera margaritifera ）数量最多的地方eDNA浓度也最高，并且预测了该属种群数量;Miralles等[26]在伊比利亚北部的某河研究发现侏儒贻贝（ Xenostrobus securis ）数量与eDNA的PCR产物量呈正相关。总之，eDNA的浓度受到很多条件（温度、紫外线、微生物群落、DNA降解速率等[7，16]）的影响，所以eDNA浓度与生物量之间的关系很复杂，既然这两者关系不好推测，那么有的研究者通过建立蚌类eDNA的下游传输模型来量化eDNA浓度与目标物种密度之间的联系[28，47]。总之，研究者一直致力于研究一套eDNA浓度与生物量关系的模型，鱼类[12-13]就有成功的例子，并且准确度较高。但是软体动物的生物量监测有一定的困难，因此eDNA技术进行软体动物生物量的检测还需探索。

3 eDNA分析技术在软体动物研究中的优势与局限

eDNA分析技术在软体动物研究中的优势如下：①省时、省力，监测效率高;②不会对生态系统或目标物种造成任何干扰，减少了外来物种和病原体的入侵风险;③允许在事先不知道哪些物种存在于水体中的情况下进行检测;④突破环境限制、有效性限制;⑤引物有通用性，可以用于全球生物多样性评估[43];⑥试验操作较简单，不依赖于分类专家的专业知识来鉴定物种。

尽管如此，eDNA技术仍存在一些局限，如eDNA不能区分活的和死的生物;不能区分本地的DNA和异地的DNA;不能获得目标生物体的大小、发育阶段和性别的信息;不容易准确估计调查物种的数量、密度和生物量信息;不能区分杂种和母系物种[43]。

4 展望

eDNA已成为阐明生态学和进化过程中的有力工具[48]。近年来eDNA技术发展很快，但在软体动物中的研究起步稍晚。eDNA技术不仅能用于监测濒危种和入侵种、评估生物量，还可以检测种群遗传[49]、评估水生生态系统的生境[50]等。我国的生物多样性丰富度在全球首屈一指，但是用eDNA技术对软体动物的多样性研究非常有限，究其原因一是软体动物的数据库不是很全面，二是研究者对软体动物的重要性认识不够，三是适合软体动物环境DNA研究的引物尚不成熟。所以我国要加强软体动物的研究。国外eDNA技术研究软体动物主要是研究入侵种和濒危种，对于软体动物生物多样性和资源量监测报道极其有限。那么今后需要加强物种多样性和资源量的检测，因为这对保护软体动物种质资源、生态环境的修复具有重要意义。当然，要用eDNA方法来评估物种多样性，首要就是设计针对动物类群的通用水环境DNA引物，因为目前通用引物大多是扩增动物组织提取的DNA，所以是否能用来检测水环境DNA还需要探索。

参考文献

[1] 蔡友琼，乔庆林，徐捷.我国贝类卫生现状及贝类净化概况[J].渔业现代化，2002，29（6）：7-9.

[2] LIM N K M，TAY Y C，SRIVATHSAN A，et al.Nextgeneration freshwater bioassessment：eDNA metabarcoding with a conserved metazoan primer reveals speciesrich and reservoirspecific communities[J].Royal society open science，2016，3（11）：1-12.

[3] 陈炼，吴琳，刘燕，等.環境DNA metabarcoding及其在生态学研究中的应用[J].生态学报，2016，36（15）：4573-4582.

[4] CALATA F I C，CARANGUIAN C Z，MENDOZA J E M，et al.Analysis of environmental DNA and edaphic factors for the detection of the snail intermediate host  Oncomelania hupensis quadrasi [J].Pathogens，2019，8（4）：1-24.

[5] FONSECA V G，CARVALHO G R，SUNG W，et al.Secondgeneration environmental sequencing unmasks marine metazoan biodiversity[J].Nature communications，2010，1（1）：1-8.

[6] HU X X.Development of genetic tools to detect three New Zealand indigenous freshwater mussels in environmental DNA[D].Hamilton，New Zealand：The University of Waikato，2017：82-90.

[7] MCHLER E，OSATHANUNKUL M，ALTERMATT F，et al.Shedding light on eDNA：Neither natural levels of UV radiation nor the presence of a filter feeder affect eDNAbased detection of aquatic organisms[J].PLoS One，2018，13（4）：1-15.

[8] HOSLER D M.Where is the body？ Dreissenid mussels，raw water testing，and the real value of environmental DNA[J].Management of biological invasions，2017，8（3）：335-341.

[9] 單秀娟，李苗，王伟继.环境DNA（eDNA）技术在水生生态系统中的应用研究进展[J].渔业科学进展，2018，39（3）：23-29.

[10] FICETOLA G F，MIAUD C，POMPANON F，et al.Species detection using environmental DNA from water samples[J].Biology letters，2008，4（4）：423-425.

[11] HARPER L R，HANDLEY L L，HAHN C，et al.Generating and testing ecological hypotheses at the pondscape with environmental DNA metabarcoding：A case study on a threatened amphibian[J].Environmental DNA，2019，2（2）：1-47.

[12] TAKAHARA T，MINAMOTO T，YAMANAKA H，et al.Estimation of fish biomass using environmental DNA[J].PLoS One，2012，7（4）：1-8.

[13] NEVERS M B，BYAPPANAHALLI M N，MORRIS C C，et al.Environmental DNA（eDNA）：A tool for quantifying the abundant but elusive round goby（ Neogobius melanostomus ）[J].PLoS One，2018，13（1）：1-22.

[14] HAYAMI K，SAKATA M K，INAGAWA T，et al.Effects of sampling seasons and locations on fish environmental DNA metabarcoding in dam reservoirs[J].Ecology and evolution，2020，10（12）：5354-5367.

[15] GOLDBERG C S，SEPULVEDA A，RAY A，et al.Environmental DNA as a new method for early detection of New Zealand mudsnails（ Potamopyrgus antipodarum ）[J].Freshwater science，2013，32（3）：792-800.

[16] THOMSEN P F，KIELGAST J，IVERSEN L L，et al.Monitoring endangered freshwater biodiversity using environmental DNA[J].Molecular ecology，2012，21（11）：2565-2573.

[17] REES H C，MADDISON B C，MIDDLEDITCH D J，et al.REVIEW：The detection of aquatic animal species using environmental DNAA review of eDNA as a survey tool in ecology[J].Journal of applied ecology，2014，51（5）：1450-1459.

[18] JERDE C L，MAHON A R，CHADDERTON W L，et al.“Sightunseen” detection of rare aquatic species using environmental DNA[J].Conservation letters，2011，4（2）：150-157.

[19] MAJANEVA M，DISERUD O H，EAGLE S H C，et al.Environmental DNA filtration techniques affect recovered biodiversity[J].Scientific reports，2018，8：1-11.

[20] KLYMUS K E，MARSHALL N T，STEPIEN C A.Environmental DNA（eDNA）metabarcoding assays to detect invasive invertebrate species in the Great Lakes[J].PLoS One，2017，12（5）：1-24.

[21] PRI V，VALENTINI A，LOPESLIMA M，et al.Environmental DNA metabarcoding for freshwater bivalves biodiversity assessment：Methods and results for the Western Palearctic（European subregion）[J].Hydrobiologia，2020（1）：1-20.

[22] CURRIER C A，MORRIS T J，WILSON C C，et al.Validation of environmental DNA（eDNA）as a detection tool for atrisk freshwater pearly mussel species（Bivalvia：Unionidae）[J].Aquatic conservation：Marine & freshwater ecosystems，2018，28（3）：545-558.

[23] AMBERG J J，MERKES C M.Environmental DNA Mapping of Zebra Mussel Populations[R].U.S.：Upper Midwest Environmental Sciences Center，2016.

[24] RIAZ T，SHEHZAD W，VIARI A，et al.ecoPrimers：Inference of new DNA barcode markers from whole genome sequence analysis[J].Nuclc acids research，2011，39（21）：1-11.

[25] 劉军，赵良杰，凡迎春，等.鱼类环境DNA研究中通用引物的筛选验证[J].淡水渔业，2016，46（1）：9-17.

[26] MIRALLES L，DOPICO E，DEVLODELVA F，et al.Controlling populations of invasive pygmy mussel（ Xenostrobus securis ）through citizen science and environmental DNA[J].Marine pollution bulletin，2016，110（1）：127-132.

[27] CARLSSON J E L，EGAN D，COLLINS P C，et al.A qPCR MGB probe based eDNA assay for European freshwater pearl mussel（ Margaritifera margaritifera  L.）[J].Aquatic conservation：Marine & freshwater ecosystems，2017，27（6）：1341-1344.

[28] SHOGREN A J，TANK J L，EGAN S P，et al.Riverine distribution of mussel environmental DNA reflects a balance among density，transport，and removal processes[J].Freshwater biology，2019，64（8）：1467-1479.

[29] THOMSEN P F，WILLERSLEV E.Environmental DNAAn emerging tool in conservation for monitoring past and present biodiversity[J].Biological conservation，2015，183：4-18.

[30] CHO A，MORRIS T，WILSON C，et al.Development of speciesspecific primers with potential for amplifying eDNA from imperilled freshwater unionid mussels[J].Genome，2016，59（12）：1141-1149.

[31] STOECKLE B C，KUEHN R，GEIST J.Environmental DNA as a monitoring tool for the endangered freshwater pearl mussel（ Margaritifera margaritifera  L.）：A substitute for classical monitoring approaches？[J].Aquatic conservation：Marine and freshwater ecosystems，2016，26（6）：1120-1129.

[32] CURRIER C A.Detection of four atrisk freshwater pearly mussel species（Bivalvia：Unionoida：Unionidae）from environmental DNA（eDNA）[D].Peterborough：Trent University，2017：33-99.

[33] EGAN S P，BARNES M A，HWANG C T，et al.Rapid invasive species detection by combining environmental DNA with light transmission spectroscopy[J].Conservation letters，2013，6（6）：402-409.

[34] ARDURA A，ZAIKO A，BORRELL Y J，et al.Novel tools for early detection of a global aquatic invasive，the zebra mussel  Dreissena polymorpha [J].Aquatic conservation：Marine and freshwater ecosystems，2017，27（1）：165-176.

[35] CLUSA L，ARDURA A，GOWER F，et al.An easy phylogenetically informative method to trace the globally invasive  Potamopyrgus  mud snail from Rivers eDNA[J].PLoS One，2016，11（10）：1-16.

[36] BLACKMAN R C，BENUCCI M，DONNELLY R C，et al.Simple，sensitive and speciesspecific assays for detecting quagga and zebra mussels（ Dreissena rostriformis bugensis  and  D.polymorpha ）using environmental DNA[J].Management of biological invasions，2020，11（2）：218-236.

[37] XIA Z Q，ZHAN A B，GAO Y C，et al.Early detection of a highly invasive bivalve based on environmental DNA（eDNA）[J].Biological invasions，2018，20（2）：437-447.

[38] PEARRUBIA L，ALCARAZ C，DE VAATE A B，et al.Validated methodology for quantifying infestation levels of dreissenid mussels in environmental DNA（eDNA）samples[J].Scientific reports，2016，6（1）：1-9.

[39] ARDURA A，ZAIKO A，MARTINEZ J L，et al.eDNA and specific primers for early detection of invasive speciesA case study on the bivalve  Rangia cuneata ，currently spreading in Europe[J].Marine environmental research，2015，112：48-55.

[40] CLUSA L，MIRALLES L，BASANTA A，et al.eDNA for detection of five highly invasive molluscs.A case study in urban rivers from the Iberian Peninsula[J].PLoS One，2017，12（11）：1-14.

[41] ARDURA A，ZAIKO A，MARTINEZ J L，et al.Environmental DNA evidence of transfer of North Sea molluscs across tropical waters through ballast water[J].Journal of molluscan studies，2015，81（4）：495-501.

[42] SENAPATI D，BHATTACHARYA M，KAR A，et al.Environmental DNA（eDNA）：A promising biological survey tool for aquatic species detection[J].Proceedings of the zoological society，2019，72（3）：211-228.

[43] VALENTINI A，TABERLET P，MIAUD C，et al.Nextgeneration monitoring of aquatic biodiversity using environmental DNA metabarcoding[J].Molecular ecology，2016，25（4）：929-942.

[44] DYSTHE J C，RODGERS T，FRANKLIN T W，et al.Repurposing environmental DNA samplesdetecting the western pearlshell（ Margaritifera falcata ）as a proof of concept[J].Ecology and evolution，2018，8（5）：2659-2670.

[45] DEINER K，WALSER J C，MCHLER E，et al.Choice of capture and extraction methods affect detection of freshwater biodiversity from environmental DNA[J].Biological conservation，2015，183：53-63.

[46] BLACKMAN R C，HNFLING B，LAWSONHANDLEY L.The use of environmental DNA as an early warning tool in the detection of new freshwater invasive nonnative species[J].CAB reviews，2018，13：1-15.

[47] SANSOM B J，SASSOUBRE L M.Environmental DNA（eDNA）shedding and decay rates to model freshwater mussel eDNA transport in a river[J].Environmental science & technology，2017，51（24）：14244-14253.

[48] GARLAPATI D，CHARANKUMAR B，RAMU K，et al.A review on the applications and recent advances in environmental DNA（eDNA）metagenomics[J].Reviews in environmental science and bio/technology，2019，18：389-411.

[49] MOHAMMEDGEBA K，SHEIR S K，ELAZIZ HAMED E A，et al.Molecular and morphological signatures for extreme environmental adaptability of the invasive mussel  Brachidontes pharaonis （Fischer，1870）[J/OL].Molecular and cellular probes，2020，53[2020-05-25].https：//doi.org/10.1016/j.mcp/2020.101594.

[50] LIU Q，ZHANG Y，WU H，et al.A review and perspective of eDNA application to eutrophication and HAB control in freshwater and marine ecosystems[J].Microorganisms，2020，8（3）：1-15.