利用gs1.1和gs1.2突变体研究外源蔗糖对高铵胁迫拟南芥碳氮代谢的影响①

李 祎，杨顺瑛，郝东利，苏彦华*

利用和突变体研究外源蔗糖对高铵胁迫拟南芥碳氮代谢的影响①

李 祎1,2，杨顺瑛1，郝东利1，苏彦华1*

(1土壤与农业可持续发展国家重点实验室(中国科学院南京土壤研究所)，南京 210008；2中国科学院大学，北京 100049)

以拟南芥野生型Col-0、谷氨酰胺合成酶敲除突变体和为实验材料，采取土培试验，比较正常培养液(4 mmol/L NH4+)培养(CK)、正常培养液(4 mmol/L NH4+)下外源添加5% 蔗糖(T1)、高NH4+胁迫(20 mmol/L)(T2)以及高NH4+胁迫(20 mmol/L)下外源添加5% 蔗糖(T3)对拟南芥各株系各生理指标的影响；通过测定地上部分的鲜重、叶绿素、游离NH4+、可溶性糖、可溶性蛋白、谷氨酰胺合成酶(GS)、谷氨酸脱氢酶(GDH)、矿质元素含量等指标，研究外源蔗糖对NH4+胁迫拟南芥碳氮代谢的影响。结果表明，高NH4+胁迫下，拟南芥生长受到严重的抑制，鲜重、GS、GDH酶活性降低，游离NH4+含量、叶绿素含量、可溶性糖和可溶性蛋白含量增加，植株的N、P、K、Ca的含量增加，Mg、Fe的含量减少，其中和在高NH4+处理下受到的抑制比Col-0更为显著。外源添加5% 蔗糖显著缓解了高NH4+毒害，提高了可溶性糖和可溶性蛋白含量，提高了GS和GDH的活性，降低了叶绿素和游离NH4+的含量，提高了植株体内的N、P、K、Ca，Mg的含量，降低了植株Fe的含量，其中，外源蔗糖对和高NH4+毒害的缓解更为显著。

蔗糖；高NH4+胁迫；拟南芥；碳代谢；氮代谢

碳氮代谢是植物最基本的代谢过程[1]。氮代谢需要依赖碳代谢为其提供碳源和能量，碳代谢也需要氮代谢为其提供酶和光合色素。碳代谢和氮代谢需要共同的还原力、ATP和碳骨架[2]，因此，两个代谢之间存在着竞争关系。碳氮代谢的平衡对植物碳氮营养的分配起着至关重要的影响[3-4]。氮素主要通过NH4+-N和 NO– 3-N两种形式进入植株体内[5-6]，已有研究表明，植物优先利用NH4+，但是，一旦植物吸收了过多的NH4+，就会对植物的生长发育产生铵毒害[7]。Harada等[8]研究发现：植物吸收过量NH4+后将在植物体内造成游离铵的过量累积，从而引起植物的生长受到抑制。在高等植物中，谷氨酰胺合成酶(GS)则是NH4+同化途径中的限速酶，对植物的生长发育和产量有直接的影响[9]。在拟南芥中研究发现，拟南芥缺陷突变体，植株的子叶氮转化再利用步骤受到抑制，从而导致子叶中游离氮积累，缺陷突变体长势受到阻碍[10]。

蔗糖不仅仅是光合作用的主要产物之一，还可以作为信号分子参与植物的生长发育过程[11]，如作为信号分子调节拟南芥花青素的积累[12]；此外，蔗糖还可以提高植物的抗氧化能力[13]。另外糖也能参与到植物氮同化酶的调节，可以促进离体植物叶片中硝酸还原酶(NR)在转录水平上的表达[14]；外源蔗糖还可以显著升高烟草叶片中谷氨酰胺合成酶(GS)的活性[15]。除此之外，蔗糖还可以缓解植株在高盐胁迫下植株的生命活动。现在已经有报道，外源添加蔗糖可以增强小麦幼苗抗盐性[16]；外源添加蔗糖可以对盐胁迫下荞麦幼苗根系的生长有缓解作用[17]。

本试验以拟南芥的谷氨酰胺合成酶相关基因的T-DNA突变体和野生型为材料。在高NH4+胁迫下，通过外源添加蔗糖对谷氨酰胺合成酶的T-DNA缺陷体和野生型的碳氮代谢相关基因、酶活性进行研究，探索高NH4+胁迫下，如何维持拟南芥的碳氮代谢平衡、为减轻NH4+胁迫对作物的毒害作用提供参考依据。

1 材料与方法

1.1 材料

野生型拟南芥(Columbia)为本实验室保存(下文简称Col-0)。GS家族T-DNA插入突变体购自ABRC(www.arabidopsis.org)，CS721512 (下文简称)和Salk-003343C(下文简称)。

2Mix rTaq、RNAiso Plus和 PrimeScriptTMIIRT 试剂盒以及 TaKaRa购自宝生物工程(大连)有限公司。引物由生工生物工程(上海)有限公司合成。其他生化试剂均为国产分析纯试剂。

1.2 培养方法

1.2.1 培养基培养 培养方法参考文献[18]，光照培养箱的温度为 (23 ± 1) ℃，光周期为16 h光照、8 h黑暗，光照强度为100 μmol/(m2·s)。营养液成分根据Yuan等[19]修改得：2 mmol/L NH4NO3，1 mmol/L KH2PO4，1 mmol/L MgSO4，250 μmol/L K2SO4，250 μmol/L CaCl2，100 μmol/L Na-Fe-EDTA，50 μmol/L KCl，50 μmol/L H3BO3，5 μmol/L MnSO4，1 μmol/L ZnSO4，1 μmol/L CuSO4，1 μmol/L Na2MoO4，1 mmol/L MES-KOH(2-码啉已磺酸)，1% (/) 蔗糖，0.8% (/) 琼脂，pH 5.7。纯合体拟南芥种子先用10% 的次氯酸钠(/)和0.1% (/) SDS消毒 5 min，然后用灭菌水清洗干净(5 次)，置4 ℃ 低温避光保存48 h，然后播种于培养基(10 cm × 10 cm)，密封好。将培养皿直立地置于光照培养箱中，让根沿琼脂表面向下生长。

1.2.2 高NH4+胁迫下外源添加蔗糖培养 在培养基生长7 d后，挑选长势一致的植株幼苗移植到泥炭土︰蛭石︰石英砂=3︰3︰1的土培培养基中接着生长，土培培养基在用于生长前用清水漂洗，尽可能地除去里面所含有的营养物质。土培培养时所用光照强度同前文培养基生长，培养液配方也参照前文培养基配方，但是不含有蔗糖和琼脂，每周每组浇灌1 L培养液。等苗龄21 d后，分为3组，将培养液配方中NH4NO3更换为NH4Cl，其余成分与之前培养液一致，具体处理方法如表1。

1.3 试验方法

1.3.1和突变体纯合体鉴定和的基因名称及引物序列见表2。

采用蔗糖法[20-21]提取拟南芥基因组DNA，随后进行PCR反应，PCR所用引物序列如表2。

反应体系如下：模板DNA 1 μl，正向引物(10 μmol/L)0.4 μl，反向引物(10 μmol/L)0.4 μl，2 ×Mix rTaq10 μl，双蒸水8.2 μl，总体积20 μl，混匀后进行PCR 反应。PCR 反应条件为：94 ℃ 预变性 3 min；94 ℃ 变性30 s，60 ℃ 退火45 s，72 ℃ 延伸 90 s，30次循环；最后 72 ℃ 延伸 10 min。PCR 产物利用1.0% 琼脂糖凝胶电泳检测，所用的电泳缓冲溶液为1×TBE，电泳电压为120 V。

表1 试验设计

表2 拟南芥T-DNA突变体株系及引物序列

利用 TaKaRa的RNAiso Plus 试剂提取拟南芥野生型与待检测T-DNA 插入株系叶片的 RNA。用 NanoDrop 2000超微量分光光度计测定RNA的浓度。利用 Prime-Script TMIIRT试剂盒进行cDNA合成。利用基因的特异引物-F(5′- CATCAACCTTAACCTCTCAGACTCCA-3′)和-R(5′-GGTTTGGCCCATCAGAATCG-3′)进行RT- PCR 检测的表达；利用基因的特异引物F(5′-CAT­CAACCTTAACCTC TCAGACTCCA-3′)和-R(5′-GGTTTGGCC CATCAGAATCG-3′)进行 RT- PCR 检测的表达。ACTIN1基因作为内参，ACTIN1引物序列为 ACTIN1-F：5′-ACACCA­GACATAGTAGCAGAA ATCAAG-3′，ACTIN1-R：5′- GAGCCTTACAACGCT ACTCTGTCTGTC- 3′。PCR扩增条件：94 ℃ 3 min；94 ℃ 3 min，58 ℃ 30 s，72 ℃ 1 min，25个循环；最后 72 ℃延伸 5 min。扩增产物用1.0% 琼脂糖凝胶电泳进行分析。

1.3.2 外源蔗糖对高NH4+胁迫下植株生理生化的影响 将外源添加蔗糖处理4周的拟南芥植株收样，并测定其鲜重。参照文献[22-23]测定叶绿素含量；采用蒽酮比色法测定可溶性糖含量；采用考马斯亮蓝G-250染色法测定可溶性蛋白含量；采用靛酚蓝比色法测定游离NH4+含量。每个处理重复3次，计算平均值。

1.3.3 外源蔗糖对高NH4+胁迫下拟南芥植株的GS 和GDH酶的影响 称取0.2 g鲜样叶片，放入预冷的研钵中，加入 1.5 ml 预冷的提取缓冲液，添加少量石英砂在冰上研磨，匀浆收集至2.0 ml离心管中，4 ℃，16 000离心20 min。将上清液转移到新的离心管中用于测定相关酶活性。提取缓冲液成分：50 mmol/L Tris-HCl(pH 7.5)，10 mmol/L MgCl2，1 mmol/L EDTA，1 mmol/L EGTA，1 mmol/L苯甲脒，1 mmol/L ε-氨基乙酸和10 μmol/L亮抑酶肽。采用Migge 等[24]方法测定谷氨酰胺合成酶(GS)和谷氨酸脱氢酶(GDH)酶活性

1.3.4 外源蔗糖对高NH4+胁迫下拟南芥植株矿质元素的影响 用天平称量拟南芥地上部鲜重；参照文献[23]，采用凯氏定氮法测定全氮；采用H2SO4- H2O2-钒钼黄比色法测定全磷含量；采用H2SO4-H2O2火焰原子吸收分光光度法测定全钾含量。采用干灰化–稀HCl溶解–火焰原子吸收分光光度法，测定钙、镁、铁含量。

1.3.5 数据分析 采用Microsoft Excel 2010软件和SPSS13.0软件进行试验数据的统计和相关性分析，采用Duncan’s检验法进行显著性差异分析。

2 结果与分析

2.1 gs1.1和gs1.2插入纯合体的鉴定

对拟南芥和株系鉴定结果如图1B、1D，结果显示该和突变体有非常清晰的插入特异性扩增条带，产物大约为700 bp。然后，对两个株系DNA 样品利用 T- DNA 插入两端的LP 和 RP 引物进行了PCR 扩增，其结果如图 1 C、1E，野生型样品有预测的 1 057 bp和1 105 bp大小的特异 PCR 产物，而和株系样品并没有扩增条带，说明和为纯合的T-DNA插入。对其进行RT-PCR发现，在株系中，几乎检测不到，表明株系在T-DNA 插入的作用下，基因完全被敲除。在株系中，几乎检测不到，表明株系在T-DNA 插入的作用下，基因完全被敲除。

2.2 外源蔗糖对高NH4+ 胁迫下拟南芥植株鲜重的影响

从表3可以看出，CK处理，Col-0和、3个株系的鲜重并没有显著差异。T1处理下，和CK相比较，3个株系的鲜重都略有增加，分别增加了2.3%、2.3% 和3.5%，并未达到显著差异；T2处理下，3个拟南芥植株的鲜重出现降低，和CK相比分别降低了14.6%、24.0% 和23.0%，其中Col-0的降低幅度最小，远低于和；T3处理下，3个株系植株的鲜重和T2处理相比，有所增加，其增加的幅度依次为6.7%、10.9% 和10.5%，其中，和的增加幅度要大于Col-0；T3处理下和CK相比，3个株系的鲜重分别降低了6.8%、13.7% 和11.9%，其中，Col-0降低的幅度最小；表明蔗糖可以缓解高NH4+胁迫对拟南芥生长的抑制，但是缓解作用有限，并不能完全缓解高NH4+胁迫作用，其中外源添加蔗糖对和的效果更为明显。

2.3 外源蔗糖对高NH4+ 胁迫下拟南芥植株游离NH4+和叶绿素含量的影响

从图2 中可以看出，和CK相比，T1处理下，Col-0、和植株体内的游离NH4+含量分别降低了1.7%、4.4% 和3.7%；T2处理下，和CK相比，3个株系的游离NH4+含量分别增加了35.0%、54.3% 和46.4%，其中，的游离NH4+含量增加最为明显，其次为，Col-0的增加最少；和T2相比，T3处理下，游离NH4+含量分别降低了6.5%、12.2% 和15.1%。外源添加蔗糖可以在一定程度上减少植物体内游离NH4+含量，对高NH4+处理下植株更为明显，相较而言，外源添加蔗糖对高NH4+胁迫下的和的缓解能力更强。

表3 外源蔗糖对高NH4+ 胁迫下拟南芥鲜重影响(g/株)

注：表中同列小写字母不同表示不同处理下同一株系间差异达<0.05显著水平。

叶绿素含量也是反映植物体中N含量的一个重要因素，从图2可以看出，和CK相比，T1处理植物体内的叶绿素含量分别降低了5.2%、15.3% 和15.7%，其中，和的叶绿素含量变化更为显著，降低幅度大于Col-0；T2处理下，植株体内的叶绿素含量分别增加了26.3%、33.4% 和29.6%，其中的叶绿素增加最为显著。T3处理下，和T2相比，3个株系植株体内叶绿素含量分别减少了9.5%、13.6% 和13.1%，其中，和变化幅度高于Col-0。可以看出，外源添加蔗糖，可以在一定程度上缓解高NH4+对拟南芥植株的胁迫，其中，对和的影响更为明显。

2.4 外源蔗糖对高NH4+ 胁迫下拟南芥植株可溶性糖和可溶性蛋白含量的影响

植物中碳水化合物是重要的渗透调节物质，由图3可知，T1处理下，与CK相比，3个株系可溶性糖含量分别增加了1.6%、1.3% 和3.1%，在CK处理和T1处理下，3个株系之间无显著性差异；T2处理下，和CK相比，3个株系可溶性糖含量分别增加18.9%、8.4% 和10.6%，其中Col-0的增加幅度明显高于和，Col-0和、之间达到显著性差异；和T2处理相比，T3处理下，Col-0、和的可溶性糖含量分别增加5.0%、16.4% 和17.1%，和的增幅更为显著，Col-0和和间没有达到显著性差异。

和CK相比，T1处理下，Col-0、和的可溶性蛋白含量均增加，分别增加5.5%、6.5% 和5.5%，在CK处理和T1处理下，3个株系之间并无显著性差异；T2处理下，和CK相比，3个株系的可溶性蛋白含量分别增加了19.3%、14.7% 和14.1%，Col-0和、之间并没有达到显著性差异。和T2处理相比，T3处理下，Col-0、和的可溶性蛋白含量分别增加14.7%、16.9% 和19.3%，和的增幅更为明显，Col-0和、都未达到显著性差异。

高NH4+胁迫下，拟南芥植株的可溶性糖和可溶性蛋白含量增加，添加外源蔗糖在一定程度上增加了植株体内可溶性糖和可溶性蛋白含量，从而增加植株碳水化合物的含量，维持细胞内渗透压的平衡，提高植物的抗逆性，同时为氮代谢提供碳源，维持碳氮代谢。

2.5 外源蔗糖对高NH4+ 胁迫下拟南芥植株GS和GDH活性的影响

GS、GDH是氮代谢中的关键酶，GS是无机氮转化为有机氮的关键酶，GDH是连接碳、氮代谢的关键点。从图4可知，T1处理下，和CK相比，植株叶片中GS的活性增加，Col-0、和分别增加了6.1%、5.2和1.9%，Col-0和、的GS酶活性存在显著性差异；T2处理和CK相比，3个株系GS活性分别降低了15.9%、16.5% 和18.8%，说明高NH4+胁迫降低了GS的活性，3个株系的降低幅度差异并不大；T3处理下，和T2处理相比，3个株系的GS酶活出现不同程度的增加，分别提高了4.7%、19.7% 和19.5%，添加外源蔗糖对和的GS酶活提高更显著。添加外源蔗糖可以提高植株中GS的活性，促进植物中无机氮转化为有机氮的过程。

与CK相比，T1处理中，Col-0、和的GDH酶活分别增加了2.9%、3.6% 和3.2%，3 个株系之间并没有显著差异；T2处理下和CK相比，3个株系分别降低了30.6%、11.5% 和10.6%，其中，Col-0的降低幅度最为显著，3个株系之间差异显著；T3处理下提高了植物的GDH活性，和T2处理相比，Col-0、和分别增加了20.8%、19.7% 和19.5%，表明外源添加蔗糖在一定程度上可以提高植物中GDH酶活。

2.6 外源添加蔗糖对高NH4+ 胁迫下植株矿质元素含量的影响

表4是外源添加蔗糖后，植物体内矿质元素的含量。从表4中可知，3个株系中的N、P、K、Ca的含量都呈现出T3>T2>T1>CK的趋势。与CK相比，T1处理下，拟南芥中的N含量增加，3个株系分别增加了5.5%、8.8% 和15.2%；T2处理下，3个株系的N含量分别增加了32.2%、36.3% 和36.9%，与T2相比，T3处理下，N含量显著增加了26.7%、28.6% 和27.5%。植株体内P含量，在T1处理下比CK增加了4.4%、5.0% 和3.6%；T2处理下增加了42.8%、30.4% 和39.6%；和T2处理相比，T3处理下分别增加了24.3%、36.3% 和32.8%。植株体内的K含量，与CK相比，T1处理下Col-0、和分别增加了6.6%、5.4% 和5.3%；T2处理下K含量增加16.9%、14.3% 和8.1%；和T2处理相比，T3处理下分别增加了7.1%、10.8% 和7.8%。植物中Ca含量，变化幅度和其他元素相比较低，与CK相比，T1处理下3个株系增加了0.06%、2.7% 和1.2%；T2处理和CK相比提高了1.2%、3.5% 和3.1%；T3处理和T2相比，增加了0.3%、2.4% 和3.4%。高NH4+胁迫下，植株的N、P、K、Ca含量都表现出不同程度的增加，外源添加蔗糖后，N、P、K、Ca的含量继续不同幅度提高。

表4 外源添加蔗糖对高NH4+ 胁迫下拟南芥植株矿质元素含量的影响(mg/g，FW)

注：表中同列小写字母不同表示不同处理下同一株系间差异达<0.05显著水平。

3个株系植株Mg含量都呈现出T1>CK>T3>T2的趋势，与CK相比，T1处理分别增加了2.9%、6.0% 和4.1%，T2处理下降低了28.7%、12.8% 和20.8%；T3处理和T2相比，分别提高了10.8%、4.1% 和7.8%，高NH4+胁迫下植株中Mg含量减少，外源添加蔗糖在一定程度上提高了植株的Mg含量。3个株系植株Fe含量呈现出T2>T3>CK>T1的趋势，和CK相比，T1处理下植株的Fe含量分别降低7.0%、9.5% 和9.5%，T2处理下分别增加38.1%、63.1% 和57.9%；T3处理下和T2相比减少了27.5.%、29.0% 和26.6%。高NH4+胁迫下植株的Fe含量增加，外源添加蔗糖在一定程度上减少植株的Fe含量。

3 讨论

氮是植物生长发育所必需的营养元素[25-26]，而NH4+是植物重要的氮素之一，但是高NH4+胁迫对植物的生长发育会有严重的抑制，而且和植株体内的碳、氮代谢之间存在着复杂的联系[27]。一般来说，高NH4+毒害产生的首要原因，是植物体内积累了较多的自由NH4+，远远超出了植物自身同化量[28]。有研究认为GS是NH4+高效利用植物的绿色组织中NH4+解毒和代谢中的一个关键因子[29]。因此，缺乏或者基因，植株的铵同化能力受到部分抑制。而植物的鲜重可直观地反映植株生长状况[24, 30]，叶绿素含量也是反映植株体内含N量的一个重要因素。李保海和施卫明[31]在研究中发现，拟南芥叶绿素含量随着外界NH4+的增加而增加，其中对NH4+敏感的株系含量增加更明显。Raab和Terry[32]报道高NH4+能抑制甜菜叶面积的生长，增加叶绿素含量，但是单位面积的光合速率不变。罗金葵等[33]也报道，随着NH4+浓度的增加，小白菜植株叶绿素含量升高，叶面积减少，但是光合速率并不受影响。因此初步猜测高NH4+下植株叶绿素含量增加是因为植物为了保持光合速率的不变，在叶面积减少的情况下，增加叶绿素含量用来维持光合速率。本文试验结果也与之符合，高NH4+胁迫下拟南芥植株的鲜重减少，体内游离NH4+积累量增多，叶绿素含量增加，、和Col-0相比，受到高NH4+毒害更为严重，可能是因为和缺陷突变体缺乏和基因，植株本身的同化能力就受到一定程度的抑制，因此体内游离NH4+不能及时同化，导致积累过多，从而对植株生长产生毒害。

本试验中，高NH4+胁迫下外源添加蔗糖可以在一定程度上缓解高NH4+对植物的毒害[31, 33-34]。CK和T1处理相比，植株的鲜重、游离NH4+含量等数值差异并不显著，基本排除了外源添加蔗糖缓解高NH4+胁迫是因为蔗糖提供营养的可能性。植株在逆境条件下会通过渗透调节来适应环境，而可溶性糖和可溶性蛋白一般会作为植株体内重要的渗透调节物质，充当衡量植物抗逆性的指标。闫素芳等[16]报道，外源蔗糖可以通过提高小麦的可溶性糖含量来提高小麦幼苗的耐盐性；常丽丽等[35]报道外源蔗糖可以缓解高NO– 3胁迫对叶用莴苣生长的抑制，提高叶用莴苣的可溶性糖含量，降低NH4+含量。本文研究结果表明，在高NH4+处理下，拟南芥的可溶性糖和可溶性蛋白含量都出现增加，猜测是因为植物为了通过渗透调节缓解高NH4+胁迫，高NH4+条件下外源添加蔗糖，可以增加拟南芥植株的可溶性糖和可溶性蛋白含量，进一步帮助植株提高渗透调节缓解高NH4+胁迫，说明外源添加蔗糖可以增加植株体内的碳水化合物含量，从而维持细胞的渗透压平衡，提高植株的抗逆性；另外，外源添加蔗糖还可为氮代谢提供碳源，维持植株体内的碳、氮平衡。

GS酶是植株体内NH4+同化过程中的一个关键酶[36]，在高等植物中，95% 的NH4+是通过GS/ GOGAT循环同化的。NH4+对植物GS基因表达的调节会因为植物种类、NH4+浓度及器官的不同而不同。有研究表明，外源的NH4+可以提高水稻的GS 活性[37]，而在菜豆植物体及根瘤的GS活性则会随着外界NH4+浓度的增加而降低[38]。本试验中，GS酶活性随着外界NH4+的增加而降低，抑制了NH4+同化过程，外源添加蔗糖可以提高GS酶活性，在一定程度上缓解了NH4+胁迫对氮代谢的抑制。GDH是连接碳、氮代谢的关键酶，现在认为GDH在解除氨毒过程中起主要作用[39]。在本研究结果中，和在高NH4+胁迫下GDH酶活性高于Col-0，可能是因为和在高NH4+处理下受到的抑制更大，此时GDH酶活性提高可以在一定程度上缓解NH4+毒害。外源添加蔗糖可以增加植株体内的GDH酶活性，猜测外源蔗糖通过提高植株的GDH酶活性，来缓解高NH4+毒害，减少游离NH4+含量，从而提高植株对N的利用率。

NH4+的吸收会影响到其他阳离子的吸收，因此，高NH4+胁迫对植物的毒害症状还有可能和植物体内的矿质元素旳不足相关。有研究表明，供应NH4+-N会显著改善缺铁植物的铁营养[40]。氮素形态、供应量及时间影响作物对土壤中钾的固定与释放，以及对钾的吸收、转运、循环和重新利用[41]。Zacheo等[42]研究认为，NH4+能够促进向日葵根际的Ca2+的移动，当然也可能与阴离子的吸收有关；与NO– 3-N的处理相比，NH4+-N培养的植株中的P含量较高，NH4+可能促进植物P元素的吸收[43]。陈沂岭等[44]研究发现NH4+增加了水稻地上部P和Fe含量。本研究结果表明，高NH4+处理下，添加外源蔗糖后，拟南芥植株的 N、P、K、Ca、Mg含量都增加，其中N、P、K含量增加比较显著，N含量增加，表明植株利用N的能力增强，加快植株对N的吸收利用，一定程度上缓解了高NH4+毒害。但外源添加蔗糖不能提高植株中 Fe 的含量。已有文献报道[35]，高NH4+胁迫会降低植株的含K量，本文中随着NH4+浓度的增加，含K量也随之增加，猜测可能是因为本文测定的是植株鲜重的含K量，高NH4+降低了植株的含水量，因此植株鲜重的含K量增加。高NH4+胁迫显著抑制了拟南芥的生长，影响了矿质元素在植株中的含量，外源添加蔗糖可缓解高NH4+胁迫对拟南芥生长的抑制作用，并提高了各矿质元素的含量，说明外源添加蔗糖可通过影响矿质元素的吸收积累，维持离子之间的平衡，减轻高NH4+胁迫对拟南芥的毒害作用。

综上所述，NH4+胁迫显著抑制了拟南芥植株的生长，外源添加蔗糖可以缓解高NH4+胁迫的抑制，这可能是由于外源蔗糖可以提高植株体内碳水化合物的含量，维持细胞内渗透压平衡，从而提高植株的抗逆性；另外，外源蔗糖处理提高了GS和GDH的酶活性，加速氨同化作用，减少植株体内游离NH4+含量；外源添加蔗糖处理还可以通过对矿质元素的吸收积累，减轻高NH4+胁迫对拟南芥的毒害作用。

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Effect of Exogenous Sucrose on Nitrogen and Carbon Metabolism ofUnder High NH4+Stress UsingandMutants

LI Yi1,2, YANG Shunying1, HAO Dongli1, SU Yanhua1*

(1 State Key Laboratory of Soil and Sustainable Agriculture, Institute of Soil Science, Chinese Academy of Sciences, Nanjing 210008, China; 2 University of Chinese Academy of Sciences, Beijing 100049, China)

wild type Col-0, glutamine synthetase knockout mutantsandwere used as experimental materials, pot experiments were conducted to compare the effects of normal culture solution (4 mmol/L NH4+) (CK), the normal culture solution (4 mmol/L NH4+) plus additional 5% sucrose (T1), high NH4+stress (20 mmol/L) (T2), and high NH4+stress plus additional 5% sucrose (T3) on physiological indexes of the threelines. By measuring the fresh weight of the aerial part, chlorophyll, free NH4+, soluble sugar, soluble protein, glutamine synthetase (GS), glutamate dehydrogenase (GDH), and mineral element contents, the effects of exogenous sucrose on carbon and nitrogen metabolism inunder high NH4+stress were preliminarily studied. The results demonstrated thatgrowth was severely inhibited under high NH4+stress. The fresh weight, the activities of GS and GDH decreased, while the contents of free NH4+, chlorophyll, soluble sugar and soluble protein increased, the contents of N, P, K and Ca in the plant increased, and the contents of Mg and Fe decreased.The inhibitory effects ofandmutants under high NH4+were more significant than the wild type.Exogenous addition of 5% sucrose significantly alleviated high NH4+toxicity, with increased soluble sugar and protein contents, and enhanced the activities of GS and GDH. The contents of chlorophyll and free NH4+were reduced. The contents of N, P, K, Ca and Mg in the plant were increased while the content of Fe was reduced. The exogenous sucrose is more significant in alleviation of high NH4+toxicity ofandthan the wild type.

Sucrose; High NH4+stress;;Carbon metabolism; Nitrogen metabolism

Q945.1

A

10.13758/j.cnki.tr.2021.01.004

李祎, 杨顺瑛, 郝东利, 等. 利用和突变体研究外源蔗糖对高铵胁迫拟南芥碳氮代谢的影响. 土壤, 2021, 53(1): 21–29.

国家重点研发计划项目(2017YFD0200100，2017YFD0200103)和中国科学院南京土壤研究所“一三五”计划和领域前沿项目( ISSASIP1609)资助。

(yhsu@issas.ac.cn)

李祎(1988—)，女，江苏扬州人，博士研究生，主要从事植物铵吸收同化的分子机制及调控研究。E-mail: liyi@issas.ac.cn