芝麻硬脂酸脱饱和酶基因SiSAD的克隆及功能验证

周瑢，刘盼，黎冬华，张艳欣，王林海，张秀荣，魏鑫



芝麻硬脂酸脱饱和酶基因的克隆及功能验证

周瑢1，刘盼1，黎冬华1，张艳欣1，王林海1，张秀荣1，魏鑫2

（1中国农业科学院油料作物研究所/农业部油料作物生物学与遗传育种重点实验室，武汉 430062；2上海师范大学生命科学学院，上海 200234）

【目的】对芝麻△9硬脂酰-ACP脱饱和酶基因（△9 stearoyl acyl-carrier-protein desaturase）进行克隆与表达分析，并转入拟南芥，探究其在油酸合成过程中的作用，为芝麻油酸含量的遗传改良提供分子基础。【方法】提取中芝13叶片的总RNA，反转录为cDNA。根据芝麻基因组数据库中的序列信息（序列号为SIN_1008977）设计引物，以cDNA为模板，通过RT-PCR克隆获得编码区序列，并与参考基因组序列进行比较。利用InterPro进行保守结构域分析，获得SiSAD蛋白的保守结构域。利用BLAST对SiSAD蛋白进行同源对比，获得SiSAD的同源蛋白质。采用邻接法构建系统进化树，获得芝麻SAD蛋白与橄榄、牵牛花、蓖麻、莴苣、葡萄、柑橘、拟南芥等植物SAD蛋白的亲缘关系。通过荧光定量PCR检测在2个芝麻品种中芝33和中丰芝一号的根、茎、叶、蕾和种子中的相对表达量，分析的表达特异性。将连接过表达载体，通过农杆菌介导法转化野生型拟南芥（Col-0），筛选阳性后代，对T3代转基因和野生型的拟南芥种子中硬脂酸和油酸相对含量进行测定，分析的功能。【结果】成功获得的编码区序列，与参考基因组序列一致，全长为1 152 bp，编码383个氨基酸，SiSAD蛋白的分子量为43 kD，等电点为6.18。发现SiSAD蛋白含有一个保守结构域，属于脂肪酸去饱和酶家族成员，与其他植物的SAD蛋白质序列的同源性较高，暗示在不同物种中的功能可能比较保守。系统进化分析显示，芝麻SAD蛋白与牵牛花和橄榄的SAD蛋白处于同一分支，进化关系较近，与蓖麻、拟南芥、柑橘的SAD蛋白亲缘关系较远。荧光定量PCR结果表明，在芝麻种子中的表达量远远高于其他组织，有显著的组织特异性。成功构建了的过表达载体，通过农杆菌介导法转化拟南芥，结果表明成功导入拟南芥中，而且转录水平很高。对T3代转基因拟南芥种子中硬脂酸和油酸的相对含量分析表明，与野生型拟南芥比较，3个转拟南芥株系中硬脂酸（C18:0）含量分别降低了3.0%、4.8%和6.1%，而油酸（C18:1）含量分别升高了2.8%、4.3%和7.8%，平均升高4.97%。【结论】克隆获得芝麻的全长cDNA序列，鉴定了的功能，发现在油酸合成代谢过程中正向增加油酸含量，可应用于高油酸芝麻新品种培育。

芝麻；；过表达；油酸；功能验证

0 引言

【研究意义】芝麻（L.）属胡麻科，主要分布在亚洲和非洲，在中国种植已长达2 100余年。芝麻种子含油量高，平均可达55%，有“油料皇后”之美称，脂肪酸含量丰富，其中，油酸和亚油酸之和约占85%。油酸为具有一个双键的单不饱和脂肪酸，氧化稳定性高于其他多不饱和脂肪酸，因此，其货架期较长[1-3]，另据报道，油酸可降低低密度胆固醇，减缓动脉粥样硬化，有效预防心血管疾病的发生[4-7]，但人体自身合成的油酸远远不能满足身体需求，需要从食物中摄取，故食用油酸含量较高的食用油十分必要。主要植物油中油酸含量分别为橄榄油55%—83%、茶籽油74%—87%、花生油35%—67%，菜籽油61%—70%，而芝麻油中为34%—46%[8-10]，相对较低。因此，发掘和利用芝麻中与油酸代谢相关的重要基因，为芝麻油酸的遗传改良提供重要的基因资源。【前人研究进展】前人研究表明，编码的△9硬脂酰-ACP脱饱和酶（△9 stearoyl acyl-carrier-protein desaturase，SAD酶）是存在于细胞质体中的一种可溶性酶，该酶催化的反应是在硬脂酸（18:0）的第9、第10位间脱氢形成第一个双键[11]，是硬脂酸向油酸转化的唯一催化酶，因此，SAD调控植物中饱和脂肪酸和不饱和脂肪酸比例方面起到关键作用[12-15]。目前，SAD已经在玉米、大豆、亚麻、蓖麻等多种植物中被克隆，并明确了其功能[16-20]。Klinkenberg等[21]研究表明在干旱和缺氧逆境条件下，能够增加拟南芥体内的不饱和脂肪酸含量。Wendy等[22]发现通过转基因技术将土豆转入到烟草中，烟草叶片和种子中的不饱和脂肪酸含量明显増加。Knutzon等[23]通过反义抑制技术使沉默，转基因油菜种子中硬脂酸含量、亚油酸含量均显著高于对照。【本研究切入点】目前，有关芝麻的功能研究鲜见报道。国内应用的芝麻良种油酸含量偏低而饱和脂肪酸含量偏高，通过品种改良来提高芝麻品种的油酸含量是新时期重要育种目标。芝麻基因组测序已经完成，为解析芝麻油酸合成代谢等分子机制和发掘相关基因提供了重要的基础。【拟解决的关键问题】本研究从芝麻品种中芝13中克隆得到芝麻的cDNA全长序列，通过进行多序列比对、系统进化树分析，构建表达载体转化拟南芥，研究在芝麻油酸含量中的作用，为芝麻脂肪酸组分遗传改良提供基因资源。

1 材料与方法

1.1 材料

中芝13、中芝33和中丰芝一号（由中国农业科学院油料作物研究所芝麻种质资源课题组育成和保存种子）种植于中国农业科学院油料作物研究所试验田，在开花授粉后，取发育25 d的种子，于液氮中迅速冷冻，-80℃保存待用。选用野生型拟南芥（Col-0）作为芝麻的转化受体。野生型拟南芥及转基因后代均种植于植物培养间（22℃，120—150 µmol·m-2s-1光照强度，25%—75%相对湿度，光周期为16 h光照/8 h黑暗），取叶片及幼嫩角果于-80℃保存备用。

1.2 芝麻SiSAD的克隆

利用植物总RNA提取试剂盒（Aidlab，China）提取中芝13幼嫩叶片总RNA，用反转录试剂盒（BIO-RAD，USA）获得cDNA。根据Sinbase（http://ocri-genomics.org/Sinbase/index.html）[24-25]数据库中的序列信息（序列号为SIN_1008977），设计引物SiSAD-F/R（表1）扩增的CDS序列，与pEASY-T1载体连接，得到pEASY-SiSAD，测序正确后备用。

表1 引物序列表

1.3 SiSAD及编码产物的生物信息学分析

用DNAMAN软件对测序结果进行分析，通过在线软件ProtParam（http://web.expasy.org/protparam/）分析基因编码蛋白质的氨基酸组成、蛋白质相对分子质量、理论等电点等理化性质，利用InterPro分析（http://www.ebi.ac.uk/interpro/）SAD蛋白的功能结构域，在NCBI网站（http://www.ncbi.nlm.nih.gov/ BLAST/）上进行BLAST序列比对分析，并用ClustalX进行多序列氨基酸同源性比对分析，利用MAGA5软件采用Neighborjoining法构建系统进化树。

1.4 拟南芥表达载体的构建及转化

用限制性内切酶Ⅰ和Ⅰ酶切植物表达载体pBI121，采用同源重组法获得重组质粒pBI121- SAD。利用农杆菌介导法将植物表达载体pBI121-SAD转化野生型拟南芥Col-0，使用Kana作为筛选标记。以转化pBI121空载体的拟南芥植株和野生型拟南芥为对照，获得T1种子，经50 μg·mL-1卡那霉素筛选后移栽至温室生长，自交得到T2种子，再经自交和筛选后得到纯系用于后续试验。

1.5 目标基因的荧光定量PCR分析

根据全长CDS序列设计荧光定量PCR引物（表1）。使用iScript cDNA Synthesis Kit（BIO-RAD，USA）试剂盒在Light Cycler 480 II（Roche，Germany）实时定量PCR仪上进行Real-time PCR反应。以芝麻为内参基因，采用3步法反应程序，进行融解曲线和荧光值变化曲线分析，用2-ΔΔCt法计算目的基因的相对表达量。

1.6 转基因拟南芥中脂肪酸相对含量测定

分别收取3个转拟南芥株系T3的种子，以转pBI121空载的转基因拟南芥T3种子为对照，每份样品种子量约为0.1 g，每个株系设置3个生物学重复，采用气相色谱法测定拟南芥种子中硬脂酸（C18:0）、油酸（C18:1）的相对含量，测定由农业部油料及制品质量监督检验测试中心完成。

2 结果

2.1 芝麻SiSAD的克隆与氨基酸序列分析

以中芝13发育25 d的种子cDNA为模板，通过PCR扩增得到一条大于1 000 bp的条带（图1），测序结果表明，目的片段的碱基序列与芝麻基因组数据库基因（序列号SIN_1008977）编码区序列完全一致，起始密码子为ATG，终止密码子为TAG，全长1 152 bp，编码383个氨基酸，其分子量为43 kD，等电点为6.18。

利用NCBI在线分析工具分析，发现芝麻SiSAD蛋白序列中含有1个保守结构域，属于脂肪酸去饱和酶家族成员（图2），位于氨基酸序列的第51—377位。利用ClustalX软件将SiSAD与橄榄（）、牵牛花（）、蓖麻（）、莴苣（）、葡萄（）、柑橘（）、拟南芥（）等7个高等植物的SAD蛋白序列进行比对（图3），结果表明，芝麻SiSAD蛋白和橄榄、牵牛花相似度较高。利用MAGA5.0软件构建系统发育树（图4），结果表明，11个植物SAD氨基酸序列被聚为三大类，芝麻SAD蛋白与牵牛花、橄榄SAD蛋白亲缘关系最近，其次与葡萄、莴苣蛋SAD白亲缘关系较近，与蓖麻、拟南芥、柑橘等物种SAD蛋白的亲缘关系较远（图4）。另外，研究发现，植物SAD的氨基酸序列与酵母和藻类的没有同源性，说明高等植物的SAD是独立进化的[26]。

图1 芝麻SiSAD的PCR扩增

图2 SiSAD蛋白的保守结构域

2.2 芝麻SiSAD组织特异性表达分析

通过对中33和中丰芝一号这2个芝麻品种的不同组织中的表达分析（图5），发现在2个芝麻材料的根、茎、叶和蕾中表达量极低，而在种子中大量表达。

2.3 SiSAD的功能验证

2.3.1 转基因拟南芥株系的SiSAD表达水平检测 利用农杆菌介导法获得纯系T2株系（SAD-1、SAD-2和SAD-3），取这三个转基因纯系的幼嫩角果，以同一生长时期的野生型拟南芥（WT）为对照，对的表达进行鉴定，结果表明，芝麻在转基因拟南芥株系的角果中表达，表明转化成功，并得到表达（图6）。

2.3.2 转基因拟南芥脂肪酸含量检测 用气相色谱法分析转基因拟南芥中硬脂酸（C18:0）和油酸（C18:1）2种脂肪酸的相对含量，与对照相比，转拟南芥硬脂酸（C18:0）的含量分别降低了3.0%、4.8%和6.1%，而油酸（C18:1）分别升高了2.8%、4.3%和7.8%，平均升高4.97%。表明芝麻的过量表达可以促进硬脂酸向油酸的转化（图7）。

图3 芝麻SiSAD与其他物种SAD氨基酸序列比对分析

图4 芝麻SiSAD与其他植物蛋白的系统进化树

图5 芝麻SiSAD在中芝33和中丰芝一号不同组织器官中的表达分析图

**：差异极显著（P＜0.01）。下同

*：差异显著（P＜0.05）

3 讨论

植物中的△9硬脂酰-ACP脱饱和酶（SAD）定位于质体上，催化硬脂酰-ACP脱饱和而在脂肪酸链的C9与C10间引入一个双键形成油酰-ACP的反应。本研究从芝麻品种中芝13中克隆，其编码383个氨基酸。多重序列比对结果显示SiSAD属于脂肪酸去饱和酶家族成员，在C端具有相当高的同源性，含有脂肪酸去饱和酶的典型结构域。进化分析表明，SiSAD与牵牛花、橄榄等植物亲缘关系十分相近，属于同一个分支。表明这些特定结构在生物的进化汇中是稳定、保守的，是功能的基本单元。本研究表明在种子中的表达量远高于其他组织器官。这与Fofana等[27]发现亚麻在种子子房中表达量最高这一结果相符。

在拟南芥中进行了过表达研究，结果显示，转拟南芥株系中油酸（C18:1）含量平均升高了4.97%。表明芝麻的过量表达可以促进硬脂酸向油酸的转化。Du等[28]将在玉米中进行超表达后，其成熟种子中的硬脂酸含量以及饱和脂肪酸与不饱和脂肪酸之比均低于对照。相反，通过RNAi干扰，转基因玉米种子中的硬脂酸含量、长链饱和脂肪酸含量及饱和脂肪酸与不饱和脂肪酸之比较对照均有增高，油酸含量显著低于对照。在拟南芥突变株/中，功能的缺失表现为突变体株中的硬脂酸（C18:0）含量升高，油酸（C18:1）含量降低[29]。Liu等[30]运用RNA干涉技术使棉花（）的基因沉默，发现棉籽油中硬脂酸含量从20%上升到30%—40%，而其他3种主要脂肪酸棕榈酸、油酸和亚油酸的含量减少。

油酸含量是影响芝麻及其制品营养价值和理化稳定性的重要品质指标之一，近年来，油菜、花生等通过品种改良已经实现了高油酸化，而芝麻的高油酸品种改良尚未见成功案例报道。本研究获得了芝麻△9 硬脂酰-ACP脱饱和酶基因，证明其在油酸合成过程中的作用，为进一步提高芝麻油酸含量提供了理论依据和基因资源，对高油酸芝麻育种具有实践意义。

4 结论

获得芝麻硬脂酰酰基载体蛋白脱饱和酶基因的cDNA全长序列，全长1 152 bp，编码383个氨基酸，分子量为29.15 kD；的过表达可以催化转基因拟南芥中硬脂酸向油酸转化，提高油酸的含量。

[1] 林平, 姜玉梅, 陈瑛. 几种油料作物中脂肪酸组成的研究及探讨. 江西科学, 2000, 18(2): 116-119.

LIN P, JIANG Y M, CHEN Y. A study of the fatty acid content in several oil_bearing crops., 2000, 18(2): 116-119. (in Chinese)

[2] BOLTON G E, SANDERS T H. Effect of roasting oil composition on the stability of roasted high-oleic peanuts., 2002, 79: 129-132.

[3] CHANG S, PETERSON R J, Ho C T. Chemical reactions involved in the deep-fat frying of foods., 1978, 55(10): 718-727.

[4] 杜海, 郎春秀, 王伏林, 陈锦清, 吴关庭. 油菜种子油酸含量的遗传改良. 核农学报, 2011, 25(6): 1179- 1183.

DU H, LANG C X, WANG F L, CHEN J Q, WU G T. Genetic improvement of oleic acid content in rapeseed., 2011, 25(6): 1179-1183. (in Chinese)

[5] SLEIGHT P. Cholesterol and coronary heart disease mortality., 1992, 22(5): 576-579.

[6] SMITH D G, Song F, SHELDON T A. Cholesterol lowering and mortality: the importance of considering initial level of risk., 1993, 306(6889): 1367-1373.

[7] 王景梓, 徐贵发. 单不饱和脂肪酸与冠心病的关系. 食品与药品, 2005, 7(10A): 21- 23.

WANG J Z, XU G F. Monounsaturated fatty acid in relation to coronary heart disease., 2005, 7(10A): 21- 23. (in Chinese)

[8] 蒋秀琴, 刘立成, 赵福忠, 刘光前, 王旭. 常见植物油脂肪酸含量的分析. 饲料博览, 2010(3): 27-30.

JIANG X Q, LIU L C, ZHAO G Z, LIU G Q, WANG X. Analysis of fatty acid in vegetable oils., 2010(3): 27-30. (in Chinese)

[9] 袁利文. 植物油中主要脂肪酸含量的分析. 中国检验检测, 2018(1): 18-21.

YUAN L W. Analysis of main fatty acid in vegetable oil., 2018(1): 18-21. (in Chinese)

[10] 杨帆, 薛长勇. 常用食用油的营养特点和作用研究进展. 中国食物与营养. 2013, 19(3): 63-66.

YANG F, XUE C Y. Research advancement of nutritional characteristics and functions of common edible oils., 2013, 19(3): 63-66. (in Chinese)

[11] BROADWATER J A, AI J, LOEHR T M. Peroxodiferric intermediate of stearoyl-acyl carrier protein A9-desaturase: oxidase reactivity during single turn over and implications for the mechanism of desaturation., 1998, 37: 14664-14671.

[12] ROUGHAN P G, SLACK C R. Cellular organization of glycerolipid metabolism., 1982, 33: 97-132.

[13] DAMUDE H G, ZHANG H, FARRALL L, RIPP K G, TOMB J F, HOLLERBACH D, YADAV N S. Identification of bifunctional delta12/omega3 fatty acid desaturases for improving the ratio of omega3 to omega6 fatty acids in microbes and plants., 2006, 103(25): 9446-9451.

[14] PAUL R, REBECCA W, ANDREA C, REOBERT G U, LILIAN M. Effect of Δ9-stearoyl-ACP-desaturase-C mutants in a high oleic background on soybean seed oil composition., 2014, 127(2): 349-358.

[15] ZHANG Y F, MAXIMOVA S N, GUILTINAN M J. Characterization of a stearoyl-acyl carrier protein desaturase gene from potential biofuel plant., 2015, 6: 239.

[16] BYFIELD G E, XUE H, UPCHURCH R G. Two genes from soybean encoding soluble Δ9 stearoyl-ACP desaturases., 2006, 46(2): 840-846.

[17] FOFANA B, DUGUID S, CLOUTIER S. Cloning of fatty acid biosynthetic genes β-ketoacyl CoA synthase, fatty acid elongase, stearoyl-ACP desaturase, and fatty acid desaturase and analysis of expression in the early developmental stages of flax (L.) seeds., 2004, 166(6): 1487-1496

[18] LIU Z, YANG X, FU Y. SAD, a stearoyl-acyl carrier protein desaturase highly expressed in high-oil maize inbred lines., 2009, 56(5): 709-715.

[19] SHANG X, CHENG C, DING J, GUO W. Identification of candidate genes from the SAD gene family in cotton for determination of cottonseed oil composition., 2017, 292: 173-186.

[20] KNUTZON D S, SCHERER D E, SCHRECHENGOST W E. Nucleotide sequence of a complementary DNA clone encoding stearoyl-ACP desaturase from castor bean,., 1991, 96: 344-345

[21] KLINKENBERG J, FAIST H, SAUPE S, LAMBERTZ S, KRISCHKE M, STINGL N, FEKETE A, MUELLER M J, FEUSSNER I, HEDRICH R, DEEKEN R. Two fatty acid desaturases, stearoyl-acyl carrier protein Δ9- desaturase 6 and fatty acid desaturase 3 are involved in drought and hypoxia stress signaling incrown galls., 2014, 164: 570-583.

[22] WENDY C, PAOLO L, NUNZIA S, MONICA D P, PAOLA S, VIRGINIA C, NOREEN M C, ALAN M M, PETER M, TONY A K, PHILIP J D, STEFANIA G, TEODORO C. Transplastomic tobacco plants expressing a fatty acid desaturase gene exhibit altered fatty acid profiles and improved cold tolerance., 2008, 17: 769-782.

[23] KNUTZON D S, THOMPSON G A, RADKE S E. Modification of brassica seed oil by antisense expression of a stearoyl-acyl carrier protein desaturase gene., 1992, 89: 2624-2628.

[24] WANG L, YU S, TONG C, ZHAO Y, LIU Y, SONG C, ZHANG Y, ZHANG X, WANG Y, HUA W, LI D, LI D, LI F, YU J, XU C, HAN X, HUANG S, TAI S, WANG J, XU X, LI Y, LIU S, VARSHNEY R, WANG J, ZHANG X. Genome sequencing of the high oil crop sesame provides insight into oil biosynthesis., 2014, 15(2): 1-13.

[25] WANG L, YU J, LI D, ZHANG X. Sinbase: an integrated database to study genomics, genetics and comparative genomics in., 2015, 56(1): e2.

[26] 罗通, 邓骛远, 张富丽. 植物硬脂酰-酰基载体蛋白脱饱和酶. 生命的化学, 2006, 26(2): 133-136.

LUO T, DENG W Y, ZHANG F L. The stearoyl–acyl carrier protein desaturase in plants., 2006, 26(2): 133-136. (in Chinese)

[27] FOFANA B, CLOUTIER S, DUGUID S, CHING J, RAMPITSCH C. Gene expression of stearoyl-ACP desaturase and delta12 fatty acid desaturase 2 is modulated during seed development of flax ()., 2006, 41(7): 705-712.

[28] DU H, MIN H, HU J, LI J. Modification of the fatty acid composition in Arabidopsis and maize seeds using a stearoyl-acyl carrier protein desaturase-1(ZmSAD1) gene., 2016, 16(1): 137.

[29] AARDRA K, JOHN S, EDWARD W, LUDMILA L, DAVID H, PARDEEP K. Thestearoyl-acyl carrier protein-desaturase family and the contribution of leaf isoforms to oleic acid synthesis., 2007, 63, 2: 257-271.

[30] LIU Q, SINGH S P, GREEN A G. High-stearic and high-oleic cottonseed oils produced by hpRNA-mediated post-transcriptional gene silencing., 2002, 129: 1732-1743.

（责任编辑 李莉）

Cloning and Functional Characterization of SesameGene

ZHOU Rong1, LIU Pan1, LI Donghua1, ZHANG Yanxin1, WANG Linhai1, ZHANG Xiurong1, WEI Xin2

(1Oil Crops Research Institute of the Chinese Academy of Agricultural Sciences/Key Laboratory of Biology and Genetic Improvement of Oil Crops, Ministry of Agriculture, Wuhan 430062;2College of Life Sciences, Shanghai Normal University, Shanghai 200234)

【Objective】 Sesame SiSAD (△9 stearoyl acyl-carrier-protein desaturase) gene was cloned and the expression of it was detected. It was transformed into Arabidopsis to investigate its role in the oleic acid synthesis. This study aims to provide molecular basis for the genetic improvement of sesame oleic acid content. 【Method】Total RNA was extracted from leaf of the variety Zhongzhi13 and then was reverse transcripted into cDNA. Using the primers that designed according to the reference genome, the coding region sequence of SiSAD was obtained by RT-PCR. The sequence was further compared with the reference genome. The conserved motifs of SiSAD protein were identified by InterPro and the homologous proteins of SiSAD were recognized by BLAST. A phylogenetic tree of SiSAD from sesame,var. sylvestris,,,,,andwas constructed by neighbor-joining method to reveal the relationship of SiSAD protein in these species. Expression profiles of SiSAD in roots, stems, leaves, buds and seeds at two varieties Zhongzhi33 and Zhongfengzhi No.1 were investigated. The SiSAD gene was linked to a 35S vector and transformed into Arabidopsis by the Agrobacterium tumefaciens-mediated floral dip method. Based on the qRT-PCR detection, successful transformed Arabidopsis individuals were selected from the progenies. The stearic acid and oleic acid content in the seeds of transgenic T3Arabidopsis seeds and Col-0 were detected and function of SiSAD was concluded. 【Result】 Total coding region sequence of SiSAD was cloned and the sequence was the same as the reference genome. It consisted of 1 152 nucleotides encoding a protein of 383 amino acids with a calculated molecular mass of 43 kD anda predicted pI of 6.18. We found that SiSAD gene contained one conserved function domain, which had been identified as a signature motif within the fatty acid desaturase family members. The similarity of SiSAD proteins from different species was quite high, indicating that SiSAD in different plant might had conserved function. The phylogenetic tree composed of SAD proteins showed that SiSAD, InSAD and OeSAD had been grouped together, suggested a close relationship of SiSAD protein among sesame,var. sylvestris andIn contrast, SiSAD had a far relationship to AtSAD, CsSAD and RcSAD. qRT-PCR results showed that SiSAD is organ-specific expressed and had a highest expression level in seeds. We successfully constructed the overexpression vector of SiSAD and introduced the vector into Arabidopsis by Agrobacterium-mediated transformation. qRT-PCR was used to test the transcription of SiSAD in transgenic Arabidopsis plants. Compared with the Arabidopsis wild type Col-0, stearic acid content of 3 transgenic lines with overexpressed SiSAD gene was decreased by 3.0%, 4.8% and 6.1%, respectively. Which oleic acid content in these lines was increased by 2.8%, 4.3% and 7.8% (4.97% in average). 【Conclusion】In this study, the total coding region sequence of SiSAD was cloned and function of SiSAD was characterized. SiSAD might plays important roles in improving oleic acid content, which could be used in the genetic improvement of oleic acid content in sesame seeds.

sesame; SiSAD; over-expression; oleic acid; functional characterization

10.3864/j.issn.0578-1752.2019.10.002

2019-01-24；

2019-03-11

创新工程（CAAS-ASTIP-2013-OCRI）、国家自然科学基金（31671282）、武汉市科技计划（2018020401011303）、上海市青年科技启明星计划（19QA1406500）

周瑢，E-mail：rongzzzzzz@126.com。刘盼，E-mail：liupan91040220@163.com。周瑢与刘盼为同等贡献作者。通信作者张秀荣，E-mail：zhangxr@oilcrops.cn。通信作者魏鑫，E-mail：xwei@shnu.edu.cn