肥胖大鼠的胰岛素抵抗指数与血脂的相关性观测

盛译萱, 曾国威, 姚亮亮, 李冰涛, 姜 丽, 张启云, 徐国良,2

(1. 江西中医药大学中医基础理论分化发展研究中心, 南昌 330004;2. 江西省中药药理重点实验室, 南昌 330004)

近年来, 随着生活方式与饮食结构的改变，发达国家和发展中国家肥胖率均普遍上升, 而肥胖最重要的危害和长期后果是引发与肥胖相关的以胰岛素抵抗(insulin resistance，IR)为中心的一系列疾病的发生,如糖耐量减低、糖尿病、高脂血症、高血压等,亦称为胰岛素抵抗综合征，其大大增加了心血管、肾、大脑等相关疾病的患病率及死亡率，因此肥胖导致的IR是人们关注的热点[1]。本文旨在通过高脂饮食长期诱导建立肥胖大鼠模型，收集多个时间段的血清样本，分析IR与肥胖大鼠体质量、血糖血脂等的相关性，为防治肥胖相关疾病提供合理依据。

1 材料与方法

1.1 材料

1.1.1 动物及饲料 SPF 级雄性SD大鼠40只, 4～5周龄，体质量(180±20) g, 由湖南斯莱克景达实验动物有限公司提供[SCXK(湘)2014-0002]。高脂饲料：36%脂肪供能，含基础饲料74%、猪油10%、蔗糖7%。基础饲料:由小麦粉、玉米粉、麦麸、大豆粉、鱼粉、骨粉及多种维生素组成。

1.1.2 主要试剂及仪器 胆固醇、甘油三酯试剂为罗氏原装[700487-01], 产地德国。高低密度脂蛋白[HL8108m]、葡萄糖试剂[GL8322]均购自宁波普瑞柏，产地宁波。血清胰岛素ELISA试剂盒, 购自美国Andygene公司。罗氏Modular p800生化仪、高速冷冻离心机购自德国Thermo Fisher公司，BT225-电子分析天平购自德国Sartorius公司。

1.2 方法

1.2.1 肥胖大鼠模型的建立 40只雄性SD大鼠适应性饲养5 d后按体质量随机分为模型组和正常组，模型组大鼠30只，给予含36%脂肪能量高脂饲料,正常组大鼠10只，给予基础饲料。以Lee’s指数有统计学意义，标志为肥胖模型诱导成功。饲养于江西中医药大学实验动物科技中心屏障系统[SYXK(赣)2017-0004]，实验过程中，环境温度湿度适宜，明暗周期12h，动物自由进食饮水。

1.2.2 IR模型的建立 肥胖大鼠模型建立后, 继续原条件饲养大鼠至12周，以与正常组空腹血糖无统计学差异，胰岛素抵抗指数(HOMA-IR)差异有统计学意义，标志为肥胖大鼠产生IR，此时的IR大鼠设为IR组。

1.2.3 指标的测量及检测 开始造模后，每日监测大鼠摄食量，每2周称量大鼠体质量，直尺测量体长(大鼠鼻尖至肛门的长度，精确到0.1 cm)并计算Lee’s指数[=体质量(g)1/3/体长(cm)]。大鼠禁食不禁水12 h, 每2周经大鼠后眼眶采血1.2 mL，4 ℃静置3 h, 3 000 r/min离心10 min分离血清, -80 ℃保存待检，血清用于检测总胆固醇(TC)、甘油三酯(TG)、高密度脂蛋白胆固醇(HDL-C)、低密度脂蛋白胆固醇(LDL-C)及空腹血糖(FBG)。每4周检测大鼠空腹胰岛素(Fins)，并计算胰岛素抵抗指数(HOMA-IR)[=空腹血糖浓度(mmol/L)×血清胰岛素浓度(mU/L)/22.5]。

1.2.4 统计分析 采用SPSS 17.0进行统计分析。数据均以x- ±s表示, 两组间比较采用t检验,P＜0.05为差异有统计学意义。

2 结果

2.1 高脂饲料对大鼠摄食量影响

高脂饲料喂养大鼠2周时，模型组大鼠摄食量显著降低(P＜0.01)，随后食量慢慢回升，恢复正常摄食量(表1)。

2.2 大鼠体质量及Lee’s指数的变化

高脂饲料喂养大鼠2周后，模型组大鼠体质量明显增加，显著高于正常组(P＜0.05或P＜0.01)，且随着时间推移，模型组与正常组体质量差距逐渐增大(图1)。4周后, 模型组大鼠的Lee’s指数开始显著高于正常组(P＜0.05,P＜0.01), 产生肥胖(表 2)。

2.3 IR大鼠结果

肥胖大鼠继续原条件饲养至12周，模型组死亡2只，剩余28只。以12周末的HOMA-IR进行聚类分析，模型组中筛选出产生IR的肥胖大鼠n=16(IR组)，其余n=12为非IR组。

表 1 大鼠食量的变化 g

图 1 大鼠体质量变化

2.3.1 Fins和HOMA-IR IR组大鼠Fins逐渐升高且始终高于正常组，但差异无统计学意义。HOMA-IR逐渐升高且在8周末、12周末都显著高于正常组(P＜0.05)。非IR组的Fins及HOMA-IR较正常组的差异无统计学意义(表3)。

2.3.1 FBG 造模2周后正常组血糖偏低导致IR组大鼠FBG显著高于正常组(P＜0.05)。造模4～12周，IR组FBG持续升高且高于正常组，但差异无统计学意义(表4)。

2.3.3 TC 造模8周后，IR组非IR组的TC显著低于正常组(P＜0.05,P＜0.01)(表5)。

2.3.4 TG 造模8周后，非IR组的TG显著低于正常组(P＜0.05)，12周后IR组的TG显著低于正常组(表 6)。

2.3.5 HDL-C 造模8周后，IR组、非IR组的HDL-C显著低于正常组(P＜0.01)(表7)。

2.3.6 LDL-C 造模至12周，高脂饲料喂养的大鼠(IR、非IR)LDL-C高于正常组，但差异无统计学意义(表8)。

表 2 大鼠Lee's指数的变化 g/cm

表 3 大鼠Fins及HOMA-IR的变化

表 4 大鼠FBG的变化 mmol/L

表 5 大鼠TC浓度的变化 mmol/L

表 6 大鼠TG浓度的变化 mmol/L

表 7 大鼠HDL-C浓度的变化 mmol/L

表 8 大鼠LDL-C浓度的变化 mmol/L

3 讨论

本实验通过含36%脂肪能量高脂饮食诱导大鼠初期，2组大鼠食量差异明显，考虑是大鼠不适应高脂饲料所致，这与朱磊等[2]实验结果相似。本研究中造模4周后大鼠产生肥胖, 高脂饲养8～12周，相比正常组，FBG虽无显著差异，但50%以上的肥胖大鼠的HOMA-IR显著升高，产生IR特征，提示IR与肥胖的强相关。虽然并不是所有的肥胖个体都会产生IR，但肥胖个体更具有发展IR的风险。血脂浓度的变化表明，长期高脂饮食，大鼠产生IR过程中，大鼠脂代谢发生紊乱且先于糖代谢紊乱的发生，提示脂代谢与IR的密切相关。林帆等[3]用高脂饲料喂养大鼠16周, TC、LDL-C、HDL-C显著升高，TG无差异。Sripradha 等[4]利用30%脂肪能量高脂饲料诱导Wistar大鼠10周，TC、TG、LDL-C显著升高，HDL-C显著下降，建立了理想的高脂血症模型。徐姝迪等[5]对Wistar大鼠采用高脂诱导8周后产生IR，其TC、LDL-C升高，TG、HDL-C无显著变化。综合文献及本实验结果表明, 血脂指标并非具有完全的一致性。Li等[6]研究表明，IR与TG、HDL-C强相关，与TC、LDL-C相关性较弱。12周后大鼠血脂没有明显差异，可能由于大鼠处于健康未病，但具有发病高风险的状态，机体的反馈调节维持了内环境的稳态。由于肥胖是由遗传和环境等多因素共同作用而产生的，人群中多数的肥胖并不是基因突变，而是由饮食、生活节律等引起的单纯性肥胖[7]，本实验单纯采用36%脂肪供能饲料不加药物诱导，虽造模时间较长，但能更好地模拟人群生活规律导致肥胖进而出现IR的状态。

本实验通过不同时间段来观测血糖、血脂等的动态变化表明，虽实验终期的血脂具有相应的变化趋势但未见明显差异; 多时间段的动态结果表明，早在8周末血脂已出现一定程度的紊乱，部分大鼠产生IR,可认为机体热量摄入过多时，肥胖与IR伴随发生但不完全平行[8,9], 机体在外观表征为肥胖，而内环境则逐渐发生IR, 如继续高脂饮食，机体摄入的多余热量通过胰岛素的作用储存于脂肪细胞内,脂肪细胞内脂质储存负荷，会分泌瘦素等负反馈抑制胰岛素的作用，这些抑制作用超出机体生理调节能力, 胰岛β细胞受损，引起严重IR[10,11]。高脂饮食诱导的IR除了与脂质代谢相关外，与肠道微生物也有密切联系，成为近年研究热点[12]。肥胖和IR是可逆的代谢紊乱状态[13]，本实验的观测同时提示了在糖尿病发生前的IR及脂代谢紊乱是一段较长的时期，也是防治未病的关键时期。因此早期识别，评价肥胖个体的代谢紊乱情况，改善生活方式合理饮食对于改善脂代谢异常、糖调节受损和预防糖尿病等具有重要意义。