基于DNA模板制备的金属纳米簇及其在分析检测中应用进展

贺锦灿， 李攻科*， 胡玉玲*

(中山大学化学学院，广东广州 510275)

1 引言

金属纳米簇(Metal Nano-Clusters，M NCs)一般由10～100个金属原子构成，其直径通常小于2 nm，接近电子的费米波长，连续密度态分裂成离散的能级，可认为是一种“分子物种”。由于独特的分裂能级和量子尺寸效应，M NCs呈现出与较大金属纳米颗粒显著不同的光学、电学和化学性质。M NCs具有强荧光性、优异的光稳定性以及良好的生物相容性等，因此在生化分析，环境监测、工业催化等领域有广泛的应用前景[1]。M NCs的尺寸很小，表面能非常大，容易团聚成不发光的大颗粒，因此制备稳定性好、强荧光的M NCs是相关研究的热点和难点。常见的方法是利用模板分子的包覆作用制备结构和性质稳定的M NCs。目前，已报道的模板主要为聚合物、蛋白质、巯基小分子、寡聚核苷酸(DNA) 等[2]。DNA碱基序列和长度可调、二级结构多样、生物相容性好[3]，使之成为最具特色的模板之一。DNA杂环碱基上的N、O 功能基团可与过渡金属离子配合；同时，DNA碱基对自组装可形成多形态的超分子结构，包括G -四链体、i-motif、以及传统的Watson-Crick双链等。以DNA为模板制备M NCs具有如下优势：(1) 可通过调节DNA长度、碱基序列合成从蓝到近红外的M NCs；(2) 可通过设计同时包含适配体和碱基模板的DNA序列实现对目标物选择性识别与检测；(3) 与传统有机荧光染料和半导体量子点相比，无需再将DNA与M NCs进行共价连接，费用降低；(4) DNA为M NCs提供了良好的生物活性表面，促进了其在生物成像和核酸检测方面的应用[1]。

目前，虽有不少Ag NCs合成[2]和应用[3 - 6]方面的综述，但基于DNA为模板制备M NCs及其在分析检测中的应用综述甚为鲜见。本文总结了DNA-M NCs的合成方法及光学性质，重点介绍了DNA-M NCs 在分析检测中的应用，并总结和展望其存在的问题和发展趋势。以期为DNA-M NCs在分析化学中的发展提供一定的参考。

2 DNA-M NCs的制备

根据DNA模板的不同，可将DNA-M NCs的合成方法分为以下几类：(1)单链DNA(ssDNA)；(2)双链DNA(dsDNA)和发夹结构DNA；(3)三链DNA、i-motif和G -四链体；(4)模板置换等。

2.1 单链DNA

2004年，Dickson等[7]首次在磷酸缓冲溶液中以12碱基DNA序列为模板(5′-AGGTCGCCGCCC-3′)合成荧光Ag NCs。DNA为Ag NCs提供了有效的模板(支架)。Ag+与DNA存在较强的作用力，加入还原剂NaBH4后，得到的少量Ag原子(1～4个) 键合在ssDNA上。他们进一步发现，胞嘧啶碱基与Ag NCs的作用最强，可通过调控化学计量比和DNA序列制备理想的Ag NCs。胞嘧啶[8 - 10]和鸟嘌呤[11 - 12]与Ag+的结合力较强，因此富C的ssDNA常被用于合成Ag NCs。Petty等[8]发现富C序列C12是一种制备Ag NCs的高效模板，Ag NCs主要结合在胞嘧啶的N3位置。Vosch等[9]采用同一种DNA序列为模板制备了近红外发光、耐光性好的Ag NCs。胸腺嘧啶的N3位置需在较高pH才能发生去质子化，因此富T序列很少用来合成Ag NCs[13]。此外，可通过调节DNA的碱基序列和长度获得具有不同发射波长的Ag NCs[14 - 15]。

一般来说，DNA-Au NCs的发射光的颜色主要与还原试剂有关而不是DNA序列。用强还原剂NaHB4还原HAuCl4只能得到较大粒径的Au NPs。Liu等[16]以含30个碱基的DNA为模板，以柠檬酸钠为还原剂，合成了蓝色发射波长的Au NCs。pH和反应物化学计量比影响碱基与Au的结合。以C30为模板时，仅在较低pH和大量DNA存在下才可制备出荧光Au NCs；而以A30为模板时，在中性pH和约1∶1 反应计量比条件下即可制备出荧光Au NCs。除柠檬酸钠外，二甲基胺硼烷也常被用作制备Au NCs的还原剂[17 - 19]。

Cu NCs的荧光强度弱且稳定性差，因此相关研究并不多。由于胸腺嘧啶与Cu NCs的作用较强，因此常用富T序列的ssDNA为模板合成Cu NCs[20 - 21]。以ssDNA为模板不仅可以合成单一金属组分的M NCs，也可合成双金属组分的M NCs，如Cu/Ag NCs[22 - 23]。

2.2 双链DNA和发夹结构DNA

通过调节DNA的多态结构，如双链DNA和含loop区的发夹DNA，可制备具有不同荧光特性的Ag NCs[24 - 27]、Au NCs[18,28]和Cu NCs[29 - 32]。DNA发夹序列不同，所制备的Ag NCs荧光特性不尽相同。Gwinn等[27]发现C发夹和G发夹制备的DNA-Ag NCs亮度较高，A发夹制备的DNA-Ag NCs亮度很低，而T发夹制备的DNA-Ag NCs无荧光。Liu等[18]发现基于loop区发夹DNA为模板制备的Au NCs，荧光特性与loop区序列组成有关，富C loop形成的Au NCs产率最高。与T和A loop相比，C和G loop形成的Au NCs荧光强度要高很多。Wang等[32]发现错配dsDNA比匹配dsDNA调控出的DNA-Cu NCs 荧光强度高很多，为核苷酸位点突变检测提供了新方法。

2.3 三链DNA、i-motif和G -四链体

除了ssDNA和dsDNA，三链DNA(Triplex DNA)也可作为制备M NCs的模板。Ren等[33]以三链DNA为模板制备了均一性好、亮度高的Ag NCs。Ag NCs的成核与三链DNA的CG.C+位点有关。通过对DNA序列的合理设计，可在CG.C+位点形成均相Ag2团簇。

与传统的双链互补配对不同，i-motif结构是一种以C.C+碱基对为基本单元的DNA二级结构。Jeffrey等[34]用两条具有C4i-motif结构的序列(dTA2C4)4和(dC4A2)3C4合成了红色荧光和绿色荧光Ag NCs。Li等[35]以具有i-motif结构的DNA序列合成了Pd NCs。密度泛函理论计算显示位于i-motif结构上的CH+.C碱基对可通过胞嘧啶的N3位点与Pd离子有效结合。

G -四链体(G -quadruplex)是一种鸟嘌呤连接的四链DNA螺旋结构。研究发现G -quadruplex也是一种调控荧光Ag NCs的有效模板。Wang等[36]用可形成G -quadruplex的抗核仁素适配体AS1411为模板，合成了在420 nm和680 nm处发光的Ag NCs。进一步研究发现，合成Ag NCs后，AS141仍保持原有的结构，可与癌细胞核仁素结合。同时，这种结合可以增强Ag NCs的荧光强度，利用该性质成功实现了HeLa细胞的荧光成像。该方法也可拓展到其他G -quadruplex模板。

2.4 模板转换

除了直接合成法，Dickson等[37]发现可以通过模板转化法制备DNA-Ag NCs。由聚丙烯酸为模板合成的Ag NCs发光很弱，加入C12后，团簇转移到更具亲和力的ssDNA模板上，其荧光亮度提高了10倍。荧光转换效率受溶液的pH值、缓冲溶液和温度等因素的影响。类似地，Martinez等[38]发现，以含12碱基成核序列和30碱基杂化序列的DNA为模板合成的DNA-Ag NCs接近富G序列3′-G4(TG4)2TG3)后，红色荧光增强了500倍。

3 M NCs的光学性质

M NCs的能级谱带不连续，分裂成类似于分子的分立能级，因此具有与分子类似的性质。由于独特的分裂能级和量子尺寸效应，M NCs呈现出与较大金属纳米颗粒显著不同的光学性质，如强荧光、优异的光稳定性等。

3.1 吸收光谱和荧光光谱

金属纳米粒子的吸收光谱主要取决于导带电子的表面等离子性质，而表面等离子共振来源于导带电子与入射光的相互作用。M NCs的连续密度态分裂成不同的能级，不再表现出等离子性质，但仍可以通过不同能级间的电子跃迁与光相互作用，显示出吸收峰。Zhang等[39]发现C12-Ag NCs在波长442 nm和547 nm处有吸收峰。最近，Tseng等[40]发现A30-Au NCs在290 nm处有吸收峰。虽然不同配体为模板的M NCs 吸收峰位置不尽相同，但通常都表现出电子的离散跃迁，因此吸收光谱可作为鉴定M NCs的一种手段。

M NCs与常见的有机荧光染料相比，显示出更加优越的荧光性质，有良好的光稳定性、如光漂白抗性好、斯托克斯位移大(100 nm以上)等[41]。大块金属发光极其微弱，主要是由于存在有效的非辐射跃迁和能级带。当金属的尺寸减小到纳米级，发光效率明显增强。当粒径接近导带电子的费米波长时，M NCs显示出强荧光性质。DNA-M NCs的发光通常归因于纳米簇能带间的电子跃迁(可见发射) 及DNA碱基与纳米簇间的电荷转移(紫外发射)[42]。目前有研究者提出一些解释小尺寸M NCs发光的机理，但都存在一定的局限性，仍无一种普遍适用的解释。DNA-M NCs的荧光性质与多种因素有关，如DNA序列、溶剂、pH、试剂浓度、纳米簇的尺寸和氧化态等[43]。

3.2 溶剂致变色效应

溶剂变色效应是指物质在不同的溶剂中有不同的显色能力。溶剂变色效应常见于大尺寸金属纳米粒子，这种性质与表面等离子体性质有关。最近的研究显示，M NCs表现出类似的光学性质。随着溶剂极性的变化，不同DNA序列包裹的Ag NCs产生强的、不连续的荧光，吸收峰和发射峰在可见和近红外区间[44]。最近，Elisabeth等[45]发现不同DNA模板合成的AgN-DNAs经纯化后溶剂致变色效应不尽相同，且比未纯化的AgN-DNAs溶剂变色效应弱很多。

3.3 双光子吸收性质

双光子吸收是指两个相同或不同频率的光子同时吸收，从而将一个分子从低能态激发到高能态。与单光子激发相比，双光子激发所需要的能量减半，通常位于近红外区。由于色散率低和自荧光变小，其近红外区域的穿透深度和空间分辨率增加，尤其适合生物体内成像和光动力治疗。Dickson等[46]发现发射峰的截面为35 000 GM，680 nm处发射峰的截面为34 000 GM，在710 nm处发射峰的截面高达50 000 GM。M NCs的双光子吸收截面接近水溶性量子点的截面(66 000 GM)，远大于水溶性双光子染料的截面。Goodson等[47]发现当用800 nm对dsDNA-Ag NCs进行激发时，可在630 nm处检测到双光子激发荧光。双光子吸收的截面约为3 000 GM。

3.4 电化学发光性质

电化学发光(Electrochemiluminescence，ECL)是指在电极表面施加一定的电压而引发的特异性化学发光反应，包括化学发光与电化学两个过程。存在共反应试剂存在时，M NCs显示强烈的ECL信号。共反应试剂在氧化或还原时产生强还原性或强氧化性中间体，该中间体和ECL体系的发光基团作用，从而增强ECL发光效率[48]。ECL体系中最常见的激发方式为氧化还原激发，发光物质最先被阴极产生的氧化自由基氧化，然后被高能电子还原，进而回到初始氧化态基态。Xu等[49]发现CdS纳米晶体(CdS NCs) 的发射峰与DNA-Ag NCs的吸收峰重叠，能发生有效的ECL共振能量转移。加入共反应试剂K2S2O8后，工作电极表面的DNA-Ag NCs发生反应而逐渐减少，导致CdS NCs的ECL信号减弱，据此建立了一种检测micro RNA的方法。Yuan等[50]结合聚合酶链反应和杂交链反应，在电极表面组装富胞嘧啶茎环，促使Ag NCs的合成，在0.24 V处观察到较强的电化学发光信号。

4 DNA-M NCs在分析检测中的应用

DNA-M NCs具有超小尺寸、强荧光、良好的稳定性、良好的生物相容性，已成为构建生化传感平台的新型荧光探针。环境变化容易导致DNA二级结构发生变化，从而引起Ag NCs的荧光增强、猝灭或荧光激发、发射波长发生位移。这种性质为DNA-M NCs在分析检测方面的应用提供了可能。目前，DNA-M NCs 已成功用于金属离子[25,51 - 55]、有机小分子[56 - 65]、核酸[66 - 71]、蛋白质[24,72 - 74]分析检测和成像标记[75 - 83]等分析检测领域。

4.1 检测金属离子

基于荧光猝灭(“turn off”)、荧光增强(“turn on”)或发射波长位移，已实现Hg2+ [25,51 - 52]、Cu2+[53 - 54]和Ag+[55]等金属离子的检测。以“turn off”模式为例，Yang等[51]用ssDNA模板(5′-CCCCCCCCCCCC TTTTTT-3′)合成Au NCs，加入Hg2+后形成“T-Hg2+-T”结构，DNA-Au NCs发生聚集，荧光强度降低，Hg2+的检出限为0.083 μmol/L。此外，也可通过“turn on”模式实现金属离子的检测。Chang等[54]发现3-巯基丙酸(MPA)对DNA-Cu/Ag NCs荧光具有猝灭作用，加入Cu2+后，MPA被氧化为二硫化物，DNA-Cu/Ag NCs荧光恢复，荧光恢复程度与Cu2+浓度相关，依此建立检测Cu2+的方法，其检出限为2.7 nmol/L。最近，Kim等[55]利用荧光发射波长的变化实现了Ag+的检测。Ag+可同时连接两个Cyt12-Ag NCs，使Cyt12-Ag NCs的荧光从红色变为绿色，从而建立一种检测Ag+的方法，检出限10 nmol/L。

4.2 检测有机小分子

除了金属离子，DNA-M NCs对生物硫醇[56 - 58]、腺苷[59]、三磷酸腺苷(ATP)[60 - 61]、可卡因(Cocaine)[62 - 63]、赭曲霉毒素A(OTA)[64]、硝基化合物[65]等小分子也有优异的检测效果。巯基与Ag有较强的亲和作用，可通过硫醇对荧光DNA-M NCs的猝灭实现对硫醇的分析检测。Wang等[58]发现含巯基的氨基酸(半胱氨酸Cys、同型半胱氨酸Hcy和谷胱甘肽GSH) 可高效猝灭DNA-Ag NCs荧光。该方法对Cys、Hcy和GSH的检出限分别为4.0、4.0和0.2 μmol/L。最近，He等[61]设计了一条哑铃状的DNA模板，该模板由两个富C loop(可合成Ag NCs) 和富A-T碱基对的茎环(可合成Cu NPs) 组成，既可作Ag NCs 的合成模板，又可作Cu NPs的合成模板。由于T4 DNA连接酶的催化需ATP做辅助因子，因此当体系中存在ATP时，向模板中加入T4 DNA连接酶后，5′端和3′端连接，形成闭合形哑铃状dsDNA，ExoⅠ和EXoⅢ无法将其水解，加入Ag+/NaBH4或Cu2+/抗坏血酸后，可以形成具有荧光的Ag NCs或Cu NPs；而当体系中不存在在ATP时，T4 DNA连接酶无法起催化作用，加入ExoⅠ和ExoⅢ后DNA模板被水解，无法形成荧光纳米簇，从而建立了检测ATP的灵敏方法。进一步研究发现，Cu NPs对ATP的检测限为81 pmol/L，比Ag NCs更高。该方法同样也适用DNA等大分子的检测。

4.3 检测核酸

M NCs也可用于DNA[66 - 68]和micro RNA[69 - 71]等核酸检测。研究发现，荧光DNA-Ag NCs的形成具有高度的序列依赖性，可基于此特性检测核酸。例如，Zhang等[66]用两种不同序列的DNA loop模板合成两种Ag NCs，开发了一种同时检测H1N1基因和H5N1基因的方法。模板P1(或P2) 由不同成核序列的茎环以及含H1N1基因(或H5N1基因) 识别序列的双链组成。当加入H1N1基因(或H5N1基因) 时，茎环打开，成核序列与Ag+结合，在还原剂NaBH4的作用下形成绿色(或橙色) 荧光的DNA-Ag NCs。P1模板合成的绿色荧光DNA-Ag NCs最大发射光为507 nm，P2模板合成的橙色荧光DNA-Ag NCs的最大发射光为597 nm。将两种DNA-Ag NCs混合，分别用不同波长的光进行激发，实现了H1N1基因和H5N1基因的同时检测。DNA-M NCs与恒温指数放大反应结合，可以提高检测灵敏度。Ye等[71]通过设计特殊的DNA模板“AXAXB”，结合恒温指数放大法，合成的Ag NCs对micro RNA的检测限低达2 amol/L。

4.4 检测蛋白质

蛋白质是生命的物质基础，是构成细胞的基本有机物质，与生命及各种形式的生命活动紧密联系在一起。适配体可与靶分子高亲和力，高特异性结合。将适配体与荧光M NCs结合，可提高蛋白质检测的选择性[24,72 - 74]。与其他检测蛋白质的方法相比，其优势在于不需要额外的标记分子(如染料等) ，因此方法更有效，成本降低。Martinez等[72]首次报道了以适配体功能化的DNA-Ag NCs检测蛋白质。DNA模板由凝血酶适配体和富C碱基组成，所合成的DNA-Ag NCs具有良好的光稳定性。加入凝血酶后，荧光被猝灭，该方法对凝血酶的检出限为1 nmol/L。由于适配体的高特异性，该方法对凝血酶具有良好的选择性，其他蛋白质的加入不会引起荧光猝灭。利用类似的“turn off”模式，实现了酶活性的检测[73]。当然，也可利用“turn on”模式实现蛋白质的检测[24,74]。例如，Yang等[74]通过设计两条DNA探针P1和P2，实现了PDGF BB的高灵敏检测。P1由PDGF BB适配体序列和发卡序列组成，P2由与P1发卡互补的序列和富C序列组成。当向P1中加入PDGF BB和P2后，P1的适配体序列与PDGF BB结合，发卡打开，发卡序列与P2中相应的互补序列进行配对，从而使富C序列裸露出来。加入Ag+和NaBH4后，产生荧光DNA-Ag NCs。该方法对PDGF BB的检出限为0.37 nmol/L。

4.5 细胞标记和成像

DNA-M NCs作为一种新型荧光探针，具有合成简单、粒径小、毒性低、光稳定性好，靶向性等优点，逐渐应用于细胞标记与成像、细胞核染色等研究领域。目前，利用DNA-M NCs进行细胞靶向成像主要分为两种方式。第一种是先合成DNA-M NCs，再修饰生物素或抗体等特异性识别分子，通过“生物素-亲和素”或“抗原-抗体”识别模式[75 - 76]对细胞进行靶向成像；第二种是一步法合成适配体(sgc8c[77 - 78]、MUC-1[79 - 80]、AS1411[80 - 83]) 功能化的DNA-M NCs，以“适配体-靶标”识别模式对细胞进行识别与成像，这种方法集合成和修饰为一体，无需再额外修饰识别分子。例如，Wang等[77]以sgc8c-A6-C12为模板，一步法合成了具有特异性识别功能的DNA-Ag NCs。其中sgc8c为识别适配体，A6为连接碱基，C12为Ag NCs的成核序列。利用sgc8c对CCRF-CEM肿瘤细胞表面和细胞核的特异性识别作用，实现了CCRF-CEM肿瘤细胞的靶向成像。除利用DNA-Ag NCs进行单一荧光成像外，也可将DNA-Ag NCs与其他功能材料进行复合，进行双模式成像。例如，Xu等[83]利用EDC/NHS连接PEG -Cd2O3和AS1411-Ag NCs，PEG -Cd2O3作为核磁共振成像(MR)造影剂，AS1411-Ag NCs作为荧光标记物，实现了MCF-7癌细胞的MR和荧光双模式成像。

5 结论与展望

DNA-M NCs是研究最为广泛和最具特色的M NCs之一。DNA-M NCs具有超小尺寸、光化学性质稳定、荧光光谱可调、生物相容性良好等优点，使其成为构建化学生物传感平台的新型荧光探针，在分析检测、细胞成像等领域发挥重要的作用。尽管DNA-M NCs在分析化学中具有一定进展，但其进一步发展面临一些挑战。第一，缺少通用有效的方法设计DNA序列；第二，DNA-M NCs的合成机理及结构研究尚处于初步阶段；第三，与常见的有机染料和半导体量子点相比，DNA-M NCs的量子产率较低且成本较高，限制了其在分析检测中的灵敏度和商业化推广；第四，多数分析方法基于荧光猝灭，环境中多种已知或未知的因素也会造成荧光猝灭，选择性有待提高。面对这些挑战，需进一步改进、创新合成方法和深入的理论研究，以合成更稳定、具有更好发光性能的DNA-M NCs。我们相信，DNA-M NCs作为一种超小且环境友好的荧光材料，在分析化学中有着光明的未来。

参考文献：

[1] Liu J W.TrAC Trends in Analytical Chemistry,2014,58:99.

[2] New S Y,Lee S T,Su X D.Nanoscale,2016,8(41):17729.

[3] He J C,Li G K,Hu Y L.Analytical Chemistry,2015,87(21):11039.

[4] Obliosca J,Liu C,Batson R,Babin M,Werner J,Yeh H.Biosensors,2013,3(2):185.

[5] Han B Y,Wang E K.Analytical and Bioanalytical Chemistry,2012,402(1):129.

[6] Zhou L,Ren J S,Qu X G.Materials Today,2016(DOI:10.1016/j.mattod.2016.09.012).

[7] Petty J T,Zheng J,Hud N V,Dickson R M.Journal of the American Chemical Society,2004,126(16):5207.

[8] Ritchie C M,Johnsen K R,Kiser J R,Antoku Y,Dickson,R M.The Journal of Physical Chemistry C,2007,111(1):175.

[9] Vosch T,Antoku Y,Hsiang J C,Richards C I,Gonzalez J I,Dickson R M.Proceedings of the National Academy of Sciences USA,2007,104(31):12616.

[10] Liu G L,Feng Q,Mu X Y,Zheng W J,Chen T F,Qi L,Li D.Journal of Materials Chemistry B,2013,1(16):2128.

[11] Peng J,Ling J,Zhang X Q,Bai H P,Zheng L Y,Cao Q E,Ding Z T.Spectrochimica Acta Part A:Molecular and Biomolecular Spectroscopy,2015,137:1250.

[12] Zhu Y,Hu X C,Shi S,Gao R R,Huang H L,Zhu Y Y,Lv X Y,Yao T M.Biosensors and Bioelectronics,2016,79:205.

[13] Fu Y,Wang X,Zhang J L,Li W.Current Opinion in Biotechnology,2014,28:33.

[14] Lan G Y,Chen W Y,Chang H T.RSC Advances,2011,1(5):802.

[15] Sharma J,Yeh H,Yoo H,Werner J H,Martinez J S.Chemical Communications,2010,46(19):3280.

[16] Kennedy T A C,Maclean J L,Liu J W.Chemical Communications,2012,48(54):6845.

[17] Liu G Y,Shao Y,Ma K,Cui Q H,Wu F,Xu S J.Gold Bulletin,2012,45(2):69.

[18] Liu G Y,Shao Y,Wu F,Xu S J,Peng J,Liu L L.Nanotechnology,2013,24(1):15503.

[19] Chakraborty S,Babanova S,Rocha R C,Desireddy A,Artyushkova K,Boncella A E,Atanassov P,Martinez J S.Journal of the American Chemical Society,2015,137(36):11678.

[20] Liu G Y,Shao Y,Peng J,Dai W,Liu Y Y,Xu S J,Wu F,Wu X H.Nanotechnology,2013,24(34):345502.

[21] Qing Z H,He X X,He D G,Wang K M,Xu F Z,Qing T P,Yang X.Angewandte Chemie International Edition,2013,52(37):9719.

[22] Li W H,Li W,Hu Y F,Xia Y L,Shen Q P,Nie Z,Huang Y,Yao S Z.Biosensors and Bioelectronics,2013,47:345.

[23] Lan G Y,Chen W Y,Chang H T.Analyst,2011,136:3623.

[24] Li J J,Zhong X Q,Zhang H Q,Le X C,Zhu J J.Analytical Chemistry,2012,84(12):5170.

[25] Xu M D,Gao Z Q,Wei Q H,Chen G N,Tang D P.Biosensors and Bioelectronics,2016,79:411.

[26] Del Bonis-O'Donnell J T,Pennathur S,Fygenson D K.Langmuir,2016,32(2):569.

[27] Gwinn E G,O'Neill P,Guerrero A J,Bouwmeester D,Fygenson D K.Advanced Materials,2008,20(2):279.

[28] Chatterjee B,Sahoo A K,Ghosh S S,Chattopadhyay A.RSC Advances,2016,6(114):113053.

[29] Wang X P,Yin B C,Ye B C.RSC Advances,2013,3(23):8633.

[30] Hu R,Liu Y R,Kong R M,Donovan M J,Zhang X B,Tan W H,Shen G L,Yu R Q.Biosensors and Bioelectronics,2013,42:31.

[31] Xu F Z,Shi H,He X X,Wang K M,He D G,Guo Q P,Qing Z H Yan L A,Ye X S,Li D,Tang J L.Analytical Chemistry,2014,86(14):6976.

[32] Jia X F,Li J,Han L,Ren J T,Yang X,Wang E K.ACS Nano,2012,6(4):3311.

[33] Feng L Y,Huang Z Z,Ren J S,Qu X G.Nucleic Acids Research,2012,40(16):e122.

[34] Sengupta B,Springer K,Buckman J G,Story S P,Abe O H,Hasan Z W,Prudowsky Z D,Rudisill S E,Degtyareva N N Petty J T.The Journal of Physical Chemistry C,2009,113(45):19518.

[35] Zhang J L,Wang X,Fu Y,Han Y,Cheng J Y,Zhang Y Q,Li W.Langmuir,2013,29(47):14345.

[36] Ai J,Guo W W,Li B L,Li T,Li D,Wang E K.Talanta,2012,88:450.

[37] Yu J H,Choi S,Dickson R M.Angewandte Chemie International Edition,2009,121(2):324.

[38] Yeh H,Sharma J,Han J J,Martinez J S,Werner J H.Nano Letters,2010,10(8):3106.

[39] Zhang Y D,Cai Y N,Qi Z L,Lu L,Qian Y X.Analytical Chemistry,2013,85(17):8455.

[40] Li Z,Wu Y,Tseng W.ACS Applied Materials & Interfaces,2015,7(42):23708.

[41] Obliosca J M,Liu C,Yeh H C.Nanoscale,2013,5(18):8443.

[42] Yuan Z Q,Chen Y C,Li H W.Chemical Communications,2014,50(69):9800.

[44] Patel S A,Cozzuol M,Hales J M,Richards C I,Sartin M,Hsiang J C,Vosch T,Perry J W,Dickson R M.The Journal of Physical Chemistry C,2009,113(47):20264.

[45] Copp S M,Faris A,Swasey S M,Gwinn E G.The Journal of Physical Chemistry Letters,2016,7(4):698.

[46] Patel S A,Richards C I,Hsiang J,Dickson R M.Journal of the American Chemical Society,2008,130(35):11602.

[47] Yau S H,Abeyasinghe N,Orr M,Upton L,Varnavski O,Werner J H,Yeh H C,Sharma J,Shreve A P,Martinez J S,Goodson T R.Nanoscale,2012,4(14):4247.

[48] WANG H J，XIAO L J，HE Y,et al.Journal of Electrochemistry(王海军,肖丽娟，何颖，等.电化学),2015,21(1):13.

[49] Zhang Y Y,Feng Q M,Xu J J,Chen H Y.ACS Applied Materials & Interfaces,2015,7(47):26307.

[50] Yang C Y,Shi K,Dou B T,Xiang Y,Chai Y Q,Yuan R.ACS Applied Materials & Interfaces,2015,7(2):1188.

[51] Zhu S S,Zhuo Y,Miao H,Zhong D,Yang X M.Luminescence,2015,30(5):631.

[52] Zhang T X,Xu H W,Xu S H,Dong B,Wu Z Y,Zhang X R,Zhang L H,Song H W.RSC Advances,2016,6(57):51609.

[53] Lan G Y,Huang C C,Chang H T.Chemical Communications,2010,46(8):1257.

[54] Su Y T,Lan G Y,Chen W Y,Chang H T.Analytical Chemistry,2010,82(20):8566.

[55] Lee J,Park J,Lee H H,Park H,Kim H I,Kim W J.Biosensors and Bioelectronics,2015,68:642.

[56] Hu Y H,Wu Y M,Chen T T,Chu X,Yu R Q.Analytical Methods,2013,5(14):3577.

[57] Li C Y,Wei C Y.Sensors and Actuators B:Chemical,2017,240:451.

[58] Han B Y,Wang E K.Biosensors and Bioelectronics,2011,26(5):2585.

[59] Zhang M,Guo S M,Li Y R,Zuo P,Ye B C.Chemical Communications,2012,48(44):5488.

[60] Lee J D,Cang J S,Chen Y,Chen W,Ou C,Chang H T.Biosensors and Bioelectronics,2014,58:266.

[61] Chen J Y,Ji X H,Tinnefeld P,He Z K.ACS Applied Materials & Interfaces,2016,8(3):1786.

[62] Zhang K,Wang K,Zhu X,Zhang J,Xu L,Huang B,Xie M H.Chemical Communications,2014,50(2):180.

[63] Zhou Z X,Du Y,Dong S J.Biosensors and Bioelectronics,2011,28(1):33.

[64] Chen J H,Zhang X,Cai S X,Wu D Z,Chen M,Wang S H,Zhang J.Biosensors and Bioelectronics,2014,57:226.

[65] Enkin N,Sharon E,Golub E,Willner I.Nano Letters,2014,14(8):4918.

[66] Zhang Y,Zhu C F,Zhang L,Tan C L,Yang J,Chen B,Wang L H,Zhang H.Small,2015,11(12):1385.

[67] Dadmehr M,Hosseini M,Hosseinkhani S,Ganjali M R,Sheikhnejad R.Biosensors and Bioelectronics,2015,73:108.

[68] Ma J L,Yin B C,Le H N,Ye B C.ACS Applied Materials & Interfaces,2015,7(23):12856.

[69] Zhang J P,Li C,Zhi X,Ramón G A,Liu Y L,Zhang C L,Pan F,Cui D X.Analytical Chemistry,2016,88(2):1294.

[70] Qi L,Huo Y,Wang H,Zhang J,Dang F Q,Zhang Z Q.Analytical Chemistry,2015,87(21):11078.

[71] Liu Y Q,Zhang M,Yin B C,Ye B C.Analytical Chemistry,2012,84(12):5165.

[72] Sharma J,Yeh H,Yoo H,Werner,J H,Martinez J S.Chemical Communications,2011,47(8):2294.

[73] Qian Y X,Zhang Y D,Lu L,Cai Y N.Biosensors and Bioelectronics,2014,51:408.

[74] Liu J J,Song X R,Wang Y W,Zheng A X,Chen G N,Yang H H.Analytica Chimica Acta,2012,749:70.

[75] Richards C I,Hsiang J,Senapati D,Patel S,Yu J H,Vosch T,Dickson R M.Journal of the American Chemical Society,2009,131(13):4619.

[76] Yu J H,Choi S,Richards C I,Antoku Y,Dickson R M.Photochemistry and Photobiology,2008,84(6):1435.

[77] Yin J J,He X X,Wang K M,Qing Z H,Wu X,Shi H,Yang X H.Nanoscale,2012,4(1):110.

[78] Sun Z P,Wang Y L,Wei Y T,Liu R,Zhu H R,Cui Y Y,Zhao Y L,Gao X Y.Chemical Communications,2011,47(43):11960.

[79] Li S L,Cao W P,Jin S B,Zhang C Q,Liu J,Zou G Z,Li F,Liang X J.Chinese Science Bulletin,2014,59(16):1868.

[80] Li J J,Dai Y,Wang S,Han C P,Xu K.Sensors and Actuators B:Chemical,2016,232:1.

[81] Han G M,Jia Z Z,Zhu Y J,Jiao J J,Kong D M,Feng X Z.Analytical Chemistry,2016,88(22):10800.

[82] Li J J,Zhong X Q,Cheng F F,Zhang J R,Jiang L P,Zhu J J.Analytical Chemistry,2012,84(9):4140.

[83] Li J J,You J,Dai Y,Shi M L,Han C P,Xu K.Analytical Chemistry,2014,86(22):11306.