深低温间断停循环的脑保护研究进展

2018-01-14 08:42刘铭月吉冰洋
中国体外循环杂志 2018年2期
关键词:神经细胞脑组织全身

刘铭月,吉冰洋

深低温停循环(deep hypothermia circulatory arrest,DHCA)是一种特殊的体外循环技术,是在深度低温条件下阻断全身循环,为心脏外科医生提供一个相对无血的手术野,保证手术的顺利进行[1]。尽管引起组织损伤的DHCA持续时限仍然存在争议,但DHCA时间延长与神经损伤和不良预后相关。据统计,当停循环时间超过40分钟时,择期手术术后中风的发生率为12%,显著的神经功能不全发生率则高达25%[2]。对先天性心脏病矫治术后的小儿,最常见的并发症是影响其生活质量的神经发育障碍[3]。 间断 DHCA(DHCA with intermittent perfusion,I-DHCA)作为DHCA的改良方式,每阻断全身循环一定时间后恢复全身全流量转流,依次阻断循环恢复循环进行,保证包括脑在内的机体多器官的血供[4]。其临床实践已有40余年,应用于肺动脉血栓内膜剥脱术、小儿复杂先天性心脏病矫治术等缺血时间较长、无血术野要求较高的手术[1]。与常规的不间断DHCA(uninterrupted DHCA,UI-DHCA)相比,即便停循环的总时长超过60分钟,I-DHCA对手术死亡率及院内死亡率并无影响[5],还可减轻脑微血管结构的损伤,促进脑组织代谢的恢复,改善神经系统预后[6]。本文将对I-DHCA与DHCA中脑保护机制的研究进展进行综述。

1 DHCA时脑组织的病理生理改变

1.1 神经细胞损伤机制 在低温和缺氧条件下,细胞坏死和凋亡是引起神经细胞损伤的主要机制[7],且多发生于大脑皮质、海马和纹状体。随着缺血时间延长,ATP耗竭使细胞膜上的Na+/K+泵功能不全,Ca2+积聚于细胞内激活蛋白酶和脂酶,促进神经细胞坏死的发生,在组织学上表现为细胞核固缩、细胞质肿胀与炎性细胞浸润[8]。细胞凋亡是引起DHCA后神经细胞损伤的另一重要因素,Ditsworth等[9]证实神经细胞凋亡起始于再灌注8小时后,并可持续数天。在此期间,由caspase 3和caspase 8介导的外源性细胞程序性死亡发生活跃,且激活内源性细胞程序性死亡的细胞色素c和凋亡相关因子(factor associated suicide,Fas),在DHCA后的1~4小时内释放明显增多。

此外,神经元极度活跃引发的细胞瀑布级联反应,也可造成神经细胞损伤[7]。 有研究报道[10],DHCA使脑组织内兴奋性氨基酸如谷氨酸、天冬氨酸释放增加,突触后膜再摄取兴奋性氨基酸增多使细胞膜去极化,大量Ca2+进入缺血细胞,激活一氧化氮(nitric oxide,NO)合酶引起神经调质NO过量生成,破坏线粒体功能,最终导致神经细胞死亡。应用N-甲基-D-天冬氨酸(n methyl d aspartate,NMDA)受体拮抗剂MK-801,可显著减少NO合成前体瓜氨酸的生成及神经细胞凋亡的发生,NO抑制剂(7-nitroindsazole)预处理也可减轻DHCA后神经元凋亡。

1.2 脑能量代谢改变 深低温虽然可以减少能量物质的消耗[11],但合并缺血发生时,脑组织代谢及脑细胞能量变化与DHCA、低流量灌注的选择相关[7]。通过磷-31核磁共振光谱评估缺血时脑代谢状态,并测量高能磷酸化合物浓度和细胞内pH值发现,无论是停循环还是5 ml/(kg·min)低流量灌注,都会造成高能磷酸化合物的大量消耗和细胞内明显的酸中毒。而10 ml/(kg·min)低流量灌注时,则可维持脑组织较高的高能量磷酸盐浓度和正常的细胞内pH值。

另外,DHCA时ATP水平的恢复速率与脑缺血时间成反比。在最初将脑皮质温度降至(16.6±3.5)℃时,放射性同位素标记的ATP半衰期为13.3分钟,随着缺血时间延长,尤其在UI-DHCA时间超过40分钟时,其消耗速度增快,甚至接近常温停循环时3.8分钟的半衰期。这将增加神经元损伤的风险,甚至破坏突触的传导功能,发生神经细胞坏死[12]。

2 I-DHCA与脑保护

2.1 I-DHCA恢复全身循环时间的确定 I-DHCA应用的关键在于确定最佳停循环和恢复全身循环时间。脑组织缺氧时,糖酵解生成的乳酸增多,加重对缺血大脑的损伤,适宜的停循环时间促进神经细胞功能的恢复。早期动物实验发现[13],直肠温度为15℃时停循环100分钟,每停循环25分钟后按50 ml/(kg·min)流量全身灌注5分钟。可减轻脑水肿,增加脑氧合血红蛋白浓度,且术后神经行为和组织学评分均优于UI-DHCA。相应的临床研究也表明[8],直肠温度为18℃时,在停循环后的第一个20分钟机体维持有氧代谢,30分钟后即转变为无氧代谢。当停循环20分钟后再恢复全身循环10分钟,可维持90%的动脉血氧饱和度,恢复脑氧合血红蛋白浓度至转流前水平,并完全消除氧债。因此在深低温18℃时,最佳停循环时间不宜超过20分钟,且恢复全身循环时间需保证完全抵消氧债[14]。

2.2 I-DHCA脑保护机制 I-DHCA主要通过改善脑组织氧供需平衡和减轻神经细胞损伤,发挥脑保护作用。动物实验中发现[15],应用I-DHCA停循环60分钟,每停15分钟后全身转流1分钟,其酸中毒程度和脑矢状窦氧饱和度较DHCA组有显著改善,并能促进脑组织氧代谢率(cerebral metabolism rate of oxygen,CMRO2)恢复正常。 Schultz等[5]进一步研究证实,I-DHCA的脑保护作用还取决于间断灌注时的流量,再灌注流量为80 ml/(kg·min)时,可为包括脑组织在内的全身多器官提供充分的氧供,明显改善机体氧合,同时抑制细胞外多巴胺释放的过量增加,以减轻缺氧时其对神经元的破坏。另外,应用血液间断灌注时,脑组织氧合效果明显优于应用血液代用品间断灌注[15]。

在分子水平上,I-DHCA可减少促凋亡蛋白如caspase的释放,抑制促凋亡途径的发生,并促进bcl-2等抗凋亡蛋白的表达,从而减轻神经细胞凋亡[7]。 电镜下比较脑超微结构变化[15],I-DHCA 组微循环床无明显改变,未见细胞基底膜增厚,神经元、血管内皮细胞及星形胶质细胞形态正常,而在UI-DHCA组脑血管内皮细胞、星形胶质细胞及其细胞器严重水肿,血管塌陷及神经元细胞周围大量空泡形成。此外,脑组织超微结构变化和CMRO2之间的相关性表明,CMRO2的降低程度可作为DHCA后神经损伤的标志,在长时间的复杂先天性心脏病矫治术中,通过氙气间隙技术监测CMRO2可作为脑保护的策略之一[16]。

2.3 I-DHCA对术后神经功能的影响 对缺血时间较长的手术,I-DHCA可降低术后神经系统并发症的发生。经历长时间UI-DHCA的小儿患者,更易发生术后神经功能紊乱和运动发育延迟,且术后智商水平与UI-DHCA持续时间呈反比[17]。Pizarro[18]等比较在1岁行先天性心脏病矫治术时分别应用UI-DHCA或I-DHCA的婴儿,在2岁时的神经发育状况,提出与不超过45分钟的UI-DHCA相比,I-DHCA尽管延长停循环的总时间,但对小儿神经发育预后的影响二者无明显差异。有学者分析,这是由于先天性心脏病患儿疾病的严重程度及患儿本身因素,而非DHCA的应用及其持续时间,是14个月龄内进行单心室重建手术神经发育预后的独立危险因素[19]。

对成人而言,Morsolini等[20]通过脑近红外光谱技术,确定肺动脉血栓内膜剥脱术患者的间断灌注时长。发现I-DHCA不仅有助于术后呼吸功能的恢复、缩短机械通气时间和减轻术后感染,在延长总停循环时间的前提下,还可降低舞蹈样动作、躁动、清醒延迟等术后短暂性神经功能不全的发生。近期,有研究提出对老年患者采用中低温I-DHCA,并缩短每次停循环时长以改善终末器官的灌注[21]。对于这一灌注策略,仍然存在争议[16]。

3 结 语

I-DHCA在间断灌注期间通过提供代谢底物维持氧供需平衡,减轻包括脑组织在内的多器官缺血性结构损伤。与长时间UI-DHCA相比,I-DHCA不仅可以延长停循环的总时间,还可降低术后神经系统并发症的发生。对于肺动脉血栓内膜剥脱术、小儿复杂先天性心脏病矫治术等缺血时间长、无血术野要求较高的心血管手术,I-DHCA既是灌注技术,也是有效的脑保护策略。因此,确定I-DHCA恢复循环的最佳时间,以增强包括脑在内的机体多器官对缺血再灌注损伤的耐受性,是I-DHCA脑保护创新和有效的研究方向。

[1]Hu Z,Wang Z,Ren Z,et al,Similar cerebral protective effectiveness of antegrade and retrograde cerebral perfusion combined with deep hypothermia circulatory arrest in aortic arch surgery:a meta-analysis and systematic review of 5060 patients[J].J ThoracCardiovasc Surg,2014,148(2):544-560.

[2]Centofanti P,Barbero C,D'Agata F,et al.Neurologic andcognitive outcomes after aortic arch operation with hypothermic circulatory arrest[J].Surgery,2016,160(3):796-804.

[3]Marino BS,Lipkin PH,Newburger JW,et al.Neurodevelopmental outcomes in children with congenital heart disease:evaluation and management:a scientific statement from the American Heart Association[J].Circulation,2012,126(9):1143-7216.

[4]Foley LS,Yamanaka K,Reece TB.Arterial cannulation and cerebral perfusion strategies for aortic arch operations[J].Semin Cardiothorac Vasc Anesth,2016,20(4):298-302.

[5]Mayer E,Jenkins D,Lindner J,et al.Surgical management and outcome of patients with chronic thromboembolic pulmonary hypertension:results from an international prospective registry[J].J Thorac Cardiovasc Surg,2011,141(3):702-710.

[6]Schultz S,Antoni D,Shears G,et al.Brain oxygen andmetabolism during circulatory arrest with intermittent briefperiods of low-flow cardiopulmonary bypass in newbornpiglets[J].J Thorac Cardiovasc Surg,2006,132(4):839-844.

[7]Chau KH,Ziganshin BA,Elefteriades JA.Deep hypothermic circulatory arrest:real-life suspended animation[J].Prog Cardiovasc Dis,2013,56(1):81-91.

[8]Amir G,Ramamoorthy C,Riemer RK,et al.Neonatal brain protection and deep hypothermic circulatory arrest:pathophysiology of ischemic neuronal injury and protective strategies[J].Ann Thorac Surg,2005,80(5):1955-1964.

[9]Ditsworth D,Priestley MA,Loepke AW,et al.Apoptotic neuronal death following deep hypothermic circulatory arrest in piglets[J].Anesthesiology,2003,98(5):1119-1127.

[10]González-Ibarra FP1,Varon J,López-Meza EG.Therapeutichypothermia:critical review of the molecular mechanisms ofaction[J].Front Neurol,2011;2:4.

[11]Chen EP,Leshnower BG.Temperature management for aortic arch surgery[J].Semin Cardiothorac Vasc Anesth,2016,20(4):283-288.

[12]Ziganshin BA,Elefteriades JA.Deep hypothermic circulatory arrest[J].Ann Cardiothorac Surg,2013,2(3):303-315.

[13]Shimura H,Masuch M,Immaki M,et al.Evaluation of cerebralpathologic changes and long-term behavioral disorder after deep hypothermic circulatory arrest in dogs[J].Inter Cardiovasc Thorac Surg,2003,2(4):466-471.

[14]Dumfarth J,Ziganshin BA,Tranquilli M,et al.Cerebral protection in aortic arch surgery:hypothermia alone suffices[J].Tex Heart Inst J,2013,40(5):564-565.

[15]Langley SM,Chai PJ,Miller SE,et al.Intermittent perfusion protects the brain during deep hypothermic circulatory arrest[J].Ann Thorac Surg,1999,68(1):4-13.

[16]Durandy Y.Rationale for implementation of warm cardiac surgery in pediatrics[J].Front Pediatr,2016,4:43.

[17]Hirsch JC,Jacobs ML,Andropoulos D,et al.Protecting theinfant brain during cardiac surgery:a systematic review[J].Ann Thorac Surg,2012,94(4):1365-1373.

[18]Pizarro C,Sood ED,Kerins P,et al.Neurodevelopmental outcomes after infant cardiac surgery with circulatory arrest and intermittent perfusion[J].Ann Thorac Surg,2014,98(1):119-124.

[19].Newburger JW,Sleeper LA,Bellinger DC,et al.Earlydevelopmental outcome in children with hypoplastic leftheart syndrome and related anomalies:the Single VentricleReconstruction Trial[J].Circulation,2012,125(17):2081-2091.

[20]Morsolini M,Nicolardi S,Milanesi E,et al.Evolving surgical techniques for pulmonary endarterectomy according to the changing features of chronic thromboembolic pulmonary hypertension patients during 17-year single-center experience[J].J Thorac Cardiovasc Surg,2012,144(1):100-107.

[21]Song SW,Yoo K,Shin YR,et al.Effects of intermittent lower body perfusion on end-organ function during repair of acute De-Bakey type I aortic dissection under moderate hypothermic circulatory arrest[J].Eur J Cardiothorac Surg,2013,44(6):1070-1074.

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