植物乳杆菌KLDS 1.0386对C57BL/6小鼠胆固醇代谢的影响

,,2,, ,,,*

(1.东北农业大学乳品科学教育部重点实验室,黑龙江哈尔滨 150030;2.中垦华山牧乳业有限公司,陕西渭南 714019)

植物乳杆菌KLDS1.0386对C57BL/6小鼠胆固醇代谢的影响

靳妲1,于上富1,2,李柏良1,李娜1,闫芬芬1,霍贵成1,*

(1.东北农业大学乳品科学教育部重点实验室,黑龙江哈尔滨 150030;2.中垦华山牧乳业有限公司,陕西渭南 714019)

目的:本研究测定了植物乳杆菌KLDS 1.0386对模拟胃肠液的耐受力,并通过构建高脂血症模型小鼠评价该菌株对小鼠体内胆固醇代谢的影响。方法:体外模拟胃液肠液,菌落计数法检测胃液肠液耐受性,并以健康C57BL/6雄性小鼠为对象,设置空白组、模型组、低剂量组、高剂量组、普伐他汀对照组,分别以生理盐水、KLDS 1.0386悬浊液和普伐他汀连续灌胃4周,检测小鼠肝脏胆固醇和甘油三酯,粪便胆汁酸和胆固醇水平。结果:在pH为3的模拟胃液环境中,该菌株3 h存活率可达92.62%,在模拟肠液环境中,3 h存活率为83.91%,说明植物乳杆菌KLDS 1.0386能通过胃进入肠道并保持活性。植物乳杆菌KLDS 1.0386菌株可显著降低高脂小鼠肝脏甘油三酯和胆固醇水平(p<0.05),增加粪便胆汁酸和胆固醇的排出(p<0.05)。结论:该菌可以用做降胆固醇的潜在益生菌。

植物乳杆菌,胃液,肠液,胆固醇,胆汁酸

胆固醇是细胞膜的重要组成部分,然而,血清胆固醇的升高是导致冠心病的主要风险之一[1],比其他任何全球性疾病如肥胖、糖尿病、高血压等,都要危险(WHO,2015),动脉粥样硬化性冠心病(ASCVD)是导致发达国家人群发病率和死亡率的主要原因[2]。目前最有效的方法是服用他汀类药物来抑制胆固醇的合成。然而,他汀类药物具有副作用[3-5]并且其对于致命和非致命性的心血管疾病来说总体发病率仅下降25%,表明还需要有更多的方法来减少心血管疾病给人类带来的负担[6]。

联合国粮农组织和世界卫生组织将益生菌定义为“当达到一定数量时,对宿主有益的活性微生物”[7]。经研究发现有很多降胆固醇的益生菌,其可以分泌胆盐水解酶或吸收胆固醇来促进胆固醇从肠道排出体外[8]。也有大量的体内和体外实验表明,有很多益生菌如双歧杆菌、植物乳杆菌、鼠李糖乳杆菌GG等,可以通过调节胆固醇在肝脏和肠道的关键机制来调控胆固醇的合成吸收和代谢[9-11]。2015年L. Alonso[12]等人建立猪高胆固醇模型,通过灌胃保加利亚乳杆菌,在体内和基因水平上证明了乳酸菌的降胆固醇作用。2016年Anila K[1]等用体外实验,检测了五株分离自印度西北部传统发酵食品的乳酸菌的降胆固醇功能,研究发现一株干酪乳杆菌通过产生胆盐水解酶与胆汁酸发生共沉淀作用从而降胆固醇。

植物乳杆菌KLDS1.0386分离自中国内蒙古地区传统发酵乳制品,已有研究证明KLDS1.0386具有体外降胆固醇能力和黏附性[13-16]。本实验体外模拟胃肠液研究植物乳杆菌KLDS1.0386的胃肠道耐受能力,并且通过体内实验证明此菌株的降胆固醇能力,为开发具有降胆固醇功能的发酵剂提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 材料与仪器

植物乳杆菌KLDS 1.0386(Lactobacillusplantarum) 由东北农业大学乳品科学教育部重点实验室提供。胃蛋白酶(活性:800～2500 units/mg),sigma;胰蛋白酶(活性>250 NF/mg),biotopped;甲醇 天津市富宇精细化工有限公司;总胆固醇检测试剂盒、甘油三酯检测试剂盒、总胆汁酸检测试剂盒 上海科华生物工程股份有限公司;其他试剂 均为国产分析纯;乳酸菌:植物乳杆菌KLDS 1.0386(Lactobacillusplantarum) 由东北农业大学乳品科学教育部重点实验室提供;实验小鼠:6周龄C57BL/6雄性小鼠 北京维通利华实验动物技术有限公司;基础饲料配方:面粉20%,麸皮25%,玉米20%,米粉10%,豆料20%,鱼粉2%,骨粉2%,食盐0.9%,维生素0.1%;高胆固醇饲料:胆固醇3%,胆盐0.3%,猪油10%,蛋黄粉5%,基础饲料81.7%;MRS培养基:称取蛋白胨5 g,牛肉膏5 g,胰蛋白胨10 g,乙酸钠5 g,磷酸氢二钾2 g,葡萄糖20 g,酵母粉5 g,硫酸锰0.25 g,硫酸镁0.58 g,柠檬酸氢二胺2 g,吐温-80 1 g,牛肉膏5 g,加蒸馏水定容至1000 mL,高压灭菌(121 ℃,20 min)。

BCN1360型生物洁净工作台 北京东联哈尔仪器公司;DHP-9082型电热恒温培养箱 上海一恒科技有限公司;全自动高压灭菌锅HVE-50 HIRAYAMA;电子天平PL2002 梅特勒-托利多仪器(上海)有限公司;GL-21M离心机 上海市离心机械研究所;生物显微镜 LEICA;DH-101-3BS电热恒温鼓风干燥箱 天津市中环实验电炉有限公司。

1.2 实验方法

1.2.1 模拟胃液和肠液的耐受性 将胃蛋白酶加入无菌生理盐水(0.5%)配制成最终浓度3 g/L的胃蛋白酶溶液,用灭菌的0.1 mol/L的HCl调节pH为2.0和3.0,经0.22 μm微孔滤膜过滤除菌后备用。

将胰蛋白酶加入无菌生理盐水(0.5%)配制成最终浓度1 g/L,并用灭菌的0.1 mol/L的NaOH调节pH为8.0,经0.22 μm微孔滤膜过滤除菌后备用。

实验前菌株KLDS 1.0386用MRS液体培养基活化三代,取培养18 h的植物乳杆菌KLDS 1.0386培养液于8000 r/min,离心20 min,用灭菌的PBS冲洗2次,同样条件下离心,收集菌体,用PBS制成悬浊液。分别取0.2 mL的上述PBS悬浊液,0.3 mL的0.5%的NaCl加入到1 mL的胃液或肠液中,振荡10 s,于37 ℃培养,分别于0、1、2、3 h取0.1 mL进行涂板,通过平板菌落计数法观察活菌数量并计算存活率[17]。

1.2.2 动物实验

1.2.2.1 样品制备 将活化好的植物乳杆菌KLDS 1.0386按2%接菌量接入MRS液体培养基中,37 ℃培养18 h,4000 r/min离心10 min,用生理盐水冲洗两遍,最后用生理盐水重选菌体至109CFU/mL和1010CFU/mL。菌体悬浊液每日新鲜制备。普伐他汀按小鼠3 mg/kg体重剂量给药。

1.2.2.2 小鼠分组与饲养 所有小鼠喂一周商业饲料后随机分为五组,每组八只:空白组(Control)、模型组(Model)、低剂量组(LD)、高剂量组(HD)、普伐他汀对照组(PS)。除空白组外,其他组均喂食高胆固醇饲料。样品采取灌胃方式给予小鼠,空白组和模型组灌胃生理盐水,低剂量组灌胃109CFU/mL的菌悬液,高剂量组灌胃1010CFU/mL的菌悬液,普伐他汀组灌胃普伐他汀溶液,按照小鼠体重1 mL/kg进行灌胃,每日灌胃1次,连续灌胃4周。具体见表1。鼠房温度控制在(24±2) ℃,湿度45%～50%,照明8～10 h。实验期间,定期更换垫料保持干燥,每周记录小鼠体重变化和饮食情况,每天对小鼠精神、毛发和粪便等一般状况进行观察。在实验结束前三天,采集鼠笼内干燥粪便备用。

1.2.2.3 小鼠体重、摄食量、食物利用率的测定 小鼠灌胃实验开始后。每周称量并记录小鼠体重与摄食量,并计算食物利用率。食物利用率(%)=日体增重/日摄食量×100[18]。

1.2.2.4 小鼠脏器指数的测定 小鼠采血完毕,解剖小鼠,并摘取小鼠心脏、肝脏、脾脏、肾脏,用无菌生理盐水冲洗表面,并用无菌滤纸吸干,然后迅速称重,并进行脏器指数的测定。脏器指数(%)=脏器重量/体重×100[18]。

1.2.2.5 肝脏总胆固醇和甘油三酯的检测 小鼠肝脏经称重后,取部分肝脏进行总胆固醇和甘油三酯的检测。具体如下[19]:准确称取100 mg肝脏组织,加入2 mL氯仿∶甲醇(2∶1,v/v)溶液放入玻璃研磨器中进行匀浆,37 ℃水浴30 min,12000 r/min离心10 min,收集上清,加600 μL生理盐水,12000 r/min离心10 min,小心收集氯仿层液体至另一个新的EP管中。重复上述步骤一次,收集氯仿层液体,置通风柜吹干,加入80 μL异丙醇:Triton X-100(9∶1,v/v)溶液复溶,漩涡振荡2 min,加蒸馏水120 μL,再漩涡振荡2 min,使之充分溶解,此溶液即为提取的肝脏组织总脂肪。

表1 各组别小鼠饮食情况对照表Table 1 The diet compositions for mice of the different groups

将上述提取样品用酶法试剂盒全自动生化仪测定肝脏组织总胆固醇和甘油三酯浓度。最后,计算出每g肝脏组织中总胆固醇或甘油三酯含量,以μmol/g来表示。

表2 植物乳杆菌KLDS 1.0386对模拟胃液和肠液的耐受性(log CFU/mL)Table 2 Survival rate of L. plantarum KLDS 1.0386 in simulated gastric and intestinal fluid at different time(log CFU/mL)

注:同行小写字母不同表示差异显著(p<0.05)。

1.2.2.6 粪便总胆汁酸的测定 将粪便在烘箱中烘干,研磨成干粉,称取0.5 g粪便干粉,加入无水乙醇10 mL,70 ℃水浴提取20 min,连续提取三次,合并提取液,将提取液沸水浴蒸干,加入5 mL石油醚,漩涡混匀,5000 r/min离心10 min,弃上清液,留沉淀。加入2% Triton X-100的乙醇溶液,漩涡混匀,5000 r/min离心10 min,取上层液在80 ℃水浴锅中蒸干得沉淀,最后加入蒸馏水250 μL,漩涡1 min混匀,此溶液即为提取的粪便胆汁酸样品溶液[20]。

采用商业化酶法检测试剂盒,利用全自动生化分析仪进行检测。计算出每g粪便中总胆汁酸含量,以μmol/g来表示。

1.2.2.7 粪便总胆固醇的测定 称取1.0 g粪便干粉,加入20 mL氯仿∶甲醇(1∶1,v/v)溶液,80 ℃回流提取4 h;10000 r/min离心5 min,取上清液,加入20 mL 0.1 mol/L KOH-乙醇溶液,100 ℃皂化30 min,此步骤容易爆沸,注意加热均匀;8000 r/min离心10 min,取上层液相至试管中,沸水浴蒸干,加入2 mL去离子水,漩涡振荡混匀,再加入5 mL正己烷,漩涡振荡1 min,提取未皂化的脂质;吸取正己烷层,37 ℃水浴并置于通风柜中吹干,加入1 mL双蒸水漩涡混匀,完全溶解后即为粪便总胆固醇提取液[21]。

同样采用商业化酶法检测试剂盒,利用全自动生化分析仪进行检测。计算出每g粪便中总胆固醇含量,以μmol/g来表示。

1.3 数据分析

2 结果与分析

2.1 菌株的耐受性

2.1.1 菌株的胃液耐受性 如表2所示,在pH为2的模拟胃液环境下,菌株活菌数持续下降,具有显著性(p<0.05),3 h后,活菌数从1.77×109CFU/mL下降到3×107CFU/mL,存活率仅为1.74%;而KLDS 1.0386在pH为3的模拟胃液环境下,各监测点的活菌数量无显著变化(p<0.05),3 h存活率可达92.62%,且活菌数量级一直保持在109CFU/mL以上,说明KLDS 1.0386具有良好的胃液耐受能力。

2.1.2 菌株的肠液耐受性 如表2所示,菌株KLDS 1.0386经过模拟肠液环境下维持1 h后,活菌数量出现了降低(p<0.05),由1.5×109CFU/mL下降到1.05×109CFU/mL,在1～2 h期间,活菌数量差异不显著(p>0.05),3 h活菌数略有回升,达到1.24×109CFU/mL,与0、1、2 h,活菌数差异不显著(p>0.05)。虽然受试菌株在实验期间活菌数有所下降,但一直保持在109CFU/mL以上,在模拟肠液环境3 h存活率达到83.91%,说明KLDS 1.0386具有良好的肠液耐受能力。

2.2 动物实验

2.2.1 小鼠体重、摄食量与食物利用率 实验期间,对小鼠的体重和摄食量进行监测,如表3所示,在体重增量水平上,除普伐他汀对照组外,其余四组体重均无显著差异,说明KLDS 1.0386对小鼠体重水平影响不大;

在总摄食量水平上,空白组摄食量高于其余四组(p<0.05),由于除空白组外,其他四组均喂食高胆固醇饲料,可能是高胆固醇饲料影响小鼠食欲,导致摄食量减少,而KLDS 1.0386低剂量组和高剂量组与模型组相比,摄食量无显著差异(p<0.05),由此说明KLDS 1.0386不会对摄食量产生影响;

表3 小鼠体重、摄食量与食物利用率Table 3 The body weight,food intake and food efficiency of mice

表4 小鼠的脏器指数Table 4 The viscera indices of mice

在食物利用率水平上,KLDS 1.0386低剂量组和高剂量组与模型组和空白组相比,无显著差异(p<0.05),普伐他汀组食物利用率明显低于模型组和KLDS 1.0386高低剂量组(p<0.05),由此说明,KLDS 1.0386不会对食物利用率产生影响。

2.2.2 小鼠脏器指数分析 如表4所示,在肝脏器指数水平上,模型组与空白组相比,肝脏器指数明显上升(p<0.05),KLDS 1.0386低剂量组和高剂量组略低于模型组,但差异不显著(p>0.05),KLDS 1.0386高低剂量组与普伐他汀组也没有明显差异(p>0.05),由此说明,高胆固醇饲料会对小鼠肝脏重量产生明显的影响。在肾体比、心体比和脾体比水平上,各实验组没有明显差异,说明不同实验处理对小鼠肾脏、心脏和脾脏并未产生影响。

2.2.3 肝脏甘油三酯水平分析 由图1可知,模型组小鼠肝脏甘油三酯水平显著高于空白组(p<0.05)。供试菌株KLDS 1.0386低剂量组与模型组相比,浓度略低但不明显(p>0.05),而高剂量组浓度明显低于模型组(p<0.05),与普伐他汀组差异不显著(p>0.05)。由此可说明,KLDS 1.0386可有效降低模型小鼠肝脏甘油三酯水平,具有剂量-效应关系。

图1 小鼠肝脏甘油三酯含量Fig.1 The Triglyceride levels in the liver of mice

2.2.4 肝脏总胆固醇水平分析 由图2可知,模型组小鼠肝脏总胆固醇水平明显高于空白组(p<0.05),供试菌株KLDS 1.0386低剂量组与高剂量组与模型组相比,胆固醇水平明显下降,具有统计学意义(p<0.05),与普伐他汀组相比差异不显著(p>0.05)。说明KLDS 1.0386对于降低模型小鼠肝脏总胆固醇水平效果明显。

图2 小鼠肝脏胆固醇含量Fig.2 The Cholesterol levels in the liver of mice

2.2.5 粪便胆汁酸水平分析 从图3可知,在粪便胆汁酸水平上,模型组小鼠浓度明显高于空白组(p<0.05),KLDS 1.0386低剂量组排出量略高于模型组,但差异不显著(p>0.05),而高剂量组的排出量明显高于模型组,具有统计学意义(p<0.05),同时也明显高于普伐他汀组(p<0.05),说明KLDS 1.0386可以通过增加粪便胆汁酸的排出来降低模型小鼠体内胆固醇水平,同时具有剂量-效应关系。

图3 小鼠粪便胆汁酸含量Fig.3 The bile acid levels in the feces of mice

2.2.6 粪便胆固醇水平分析 从图4可知,在粪便胆固醇水平上,模型组小鼠浓度明显高于空白组(p<0.05),同时KLDS 1.0386低剂量组和高剂量组浓度明显高于模型组和普伐他汀组,具有统计学意义(p<0.05),由此可知,KLDS 1.0386可以通过增加粪便胆固醇排出来降低体内胆固醇水平。

图4 小鼠粪便胆固醇含量Fig.4 The cholesterol levels in the feces of mice

3 讨论

乳酸菌已成为治疗人类和动物肠道疾病的一种益生菌。来源于人类肠道的乳酸菌可以适应肠道环境并且优先选择其作为益生菌。尽管益生菌的某些功能性还有待于探索,但其在肠道系统中的耐受能力和对肠粘膜的粘附力是产生这些功能性的先决条件[22]。本实验对植物乳杆菌KLDS 1.0386的胃液和肠液耐受力进行测定,在pH为3的模拟胃液环境中,该菌株3 h存活率可达92.62%,在模拟肠液环境中,3 h存活率为83.91%,且活菌数量级一直保持在109CFU/mL,说明该菌株具有良好的胃液肠液耐受能力为进一步研究植物乳杆菌KLDS 1.0386体内降胆固醇提供了先决条件。D. Haller[23]等人将食源性乳酸菌与肠源性乳酸菌进行比较,食源菌尤其是植物乳杆菌在pH1.5～2.5的盐酸溶液中和10 mmol/L的胆酸溶液中展现了较高的耐受能力,与本实验的结果相符。

本实验采取小鼠自由采食高胆固醇饲料同时灌胃植物乳杆菌KLDS 1.0386的方式进行,实验为期28天。在肝脏甘油三酯水平中,KLDS 1.0386高剂量组明显低于高胆固醇对照组(p<0.05);肝脏胆固醇水平,KLDS 1.0386低剂量组和高剂量组与高胆固醇对照组相比,浓度均明显下降,具有统计学意义(p<0.05);在粪便胆固醇和胆汁酸水平上,与高胆固醇对照组相比,灌胃KLDS 1.0386大大增加了小鼠胆固醇和胆汁酸的排泄量,尤其是高剂量组,粪便胆固醇和胆汁酸水平分别提高了40.89%和59.74%,这与已报到的结果类似。Jungae Jeun等[18]以C57BL/6小鼠为模型,每天灌胃浓度为109CFU/mL活性的植物乳杆菌和1010CFU/mL失活的植物乳杆菌,维持4周,结果显示,与对照组相比,小鼠血清低密度脂蛋白胆固醇和甘油三酯水平显著下降42%和32%,粪便胆汁酸水平升高45%。丁盼盼[24]等采用一株在羊粪中筛选的植物乳杆菌灌胃小鼠,为期30 d,结果显示,与对照组相比,小鼠血清胆固醇、甘油三酯、低密度脂蛋白水平分别下降了31.3%、20.44%和68.7%。

4 结论

本实验结果表明,植物乳杆菌KLDS 1.0386具有良好的胃肠道拮抗性、降低肝脏甘油三酯、胆固醇水平和促进胆固醇、胆汁酸排出体外的能力,为开发具有降胆固醇功能的发酵剂奠定了理论基础,为生产降胆固醇发酵乳制品提供了理论依据,在未来的研究中,我们可以从基因入手,探讨植物乳杆菌KLDS 1.0386对胆固醇合成和代谢相关基因的影响,及其降胆固醇具体的作用机制。

[1]Anila K,Kunzes A,Bhalla T C.Invitrocholesterol assimilation and functional enzymatic activities of putative probioticLactobacillussp. solated from Fermented Foods/Beverages of North West India[J]. J Nutr Food Sci,2016,6(467):2.

[2]Ziaeian B,Dinkler J,Watson K. Implementation of the 2013 American college of cardiology/American heart association blood cholesterol guideline including data from the improved reduction of outcomes:Vytorin Efficacy International Trial[J]. Reviews in cardiovascular medicine,2015,16(2):125.

[3]Elahi M M,Cagampang F R,Anthony F W,et al. Statin treatment in hypercholesterolemic pregnant mice reduces cardiovascular risk factors in their offspring[J]. Hypertension,2008,51(4):939-944.

[4]Edel A L,Rodriguez-Leyva D,Maddaford T G,et al. Dietary flaxseed independently lowers circulating cholesterol and lowers it beyond the effects of cholesterol-lowering medications alone in patients with peripheral artery disease[J]. The Journal of nutrition,2015,145(4):749-757.

[5]Barone E,Di Domenico F,Butterfield D A. Statins more than cholesterol lowering agents in Alzheimer disease:their pleiotropic functions as potential therapeutic targets[J]. Biochemical pharmacology,2014,88(4):605-616.

[6]Banach M,Rizzo M,Toth P P,et al. Statin intolerance-an attempt at a unified definition. Position paper from an International Lipid Expert Panel:This paper is also published in parallel in Archives of Medical Science[Banach M,Rizzo M,Toth PP,et al. Statin intolerance-an attempt at a unified definition. Position paper from an International Lipid Expert Panel. Arch Med Sci 2015;11(1):1-23][J]. Expert opinion on drug safety,2015,14(6):935-955.

[7]Hotel A C O R,Cordoba A. Health and nutritional properties of probiotics in food including powder milk with live lactic acid bacteria[J]. Prevention,2001,5(1).

[8]Kumar M,Nagpal R,Kumar R,et al. Cholesterol-lowering probiotics as potential biotherapeutics for metabolic diseases[J]. Experimental diabetes research,2012,2012.

[9]Gorenjak M,Gradi V S Nik L,Trape V C Ar M,et al. Improvement of lipid profile by probiotic/protective cultures:study in a non-carcinogenic small intestinal cell model.[J]. The new microbiologica,2014,37(1):51.

[10]Huang Y,Zheng Y. The probiotic Lactobacillus acidophilus reduces cholesterol absorption through the down-regulation of Niemann-Pick C1-like 1 in Caco-2 cells[J]. British Journal of Nutrition,2010,103(4):473-478.

[11]Huang Y,Wu F,Wang X,et al. Characterization of Lactobacillus plantarum Lp27 isolated from Tibetan kefir grains:a potential probiotic bacterium with cholesterol-lowering effects[J].Journal of dairy science,2013,96(5):2816-2825.

[12]Alonso L,Fontecha J,Cuesta P. Combined effect of Lactobacillus acidophilus and beta-cyclodextrin on serum cholesterol in pigs[J]. British Journal of Nutrition,2016,115(1):1-5.

[13]唐雅茹,于上富,国立东,等. 一株降胆固醇乳杆菌的筛选及其益生作用的研究[J]. 食品工业科技,2016(1):142-144.

[14]唐雅茹,于上富,国立东,等. 一株产胆盐水解酶植物乳杆菌的发酵培养基的优化[J]. 食品工业科技,2016(4):232-235.

[15]唐雅茹,李柏良,李婉,等. 胆盐水解酶基因在植物乳杆菌KLDS1.0386中的表达研究[J]. 现代食品科技,2016(7):79-84.

[16]唐雅茹,国立东,王娜娜,等. 产胆酸盐水解酶乳酸菌的鉴定及其生物信息分析[J]. 食品工业,2016(4):184-187.

[17]Huang Y,Adams M C. In vitro assessment of the upper gastrointestinal tolerance of potential probiotic dairy propionibacteria[J]. International Journal of Food Microbiology,2004,91(3):253-260.

[18]Jeun J,Kim S,Cho S,et al. Hypocholesterolemic effects of Lactobacillus plantarum KCTC3928 by increased bile acid excretion in C57BL/6 mice[J]. Nutrition,2010,26(3):321-330.

[19]Lepercq P,Relano P,Cayuela C,et al. Bifidobacterium animalis strain DN-173 010 hydrolyses bile salts in the gastrointestinal tract of pigs[J]. Scandinavian journal of gastroenterology,2004,39(12):1266-1271.

[20]Kajiura K,Ohkusa T,Okayasu I. Relationship between fecal bile acids and the occurrence of colorectal neoplasia in experimental murine ulcerative colitis[J]. Digestion,1998,59(1):69-72.

[21]Fukada Y,Kimura K,Ayaki Y. Effect of chitosan feeding on intestinal bile acid metabolism in rats[J]. Lipids,1991,26(5):395-399.

[22]Bouhnik Y,Pochart P,Marteau P,et al. Fecal recovery in humans of viable Bifidobacterium sp ingested in fermented milk[J]. Gastroenterology,1992,102(3):875-878.

[23]Haller D,Colbus H,G A Nzle M G,et al. Metabolic and functional properties of lactic acid bacteria in the gastro-intestinal ecosystem:a comparativeinvitrostudybetween bacteria of intestinal and fermented food origin[J]. Systematic and Applied Microbiology,2001,24(2):218-226.

[24]丁盼盼,丁轲,余祖华,等. 降胆固醇乳酸杆菌的筛选及对小鼠血清胆固醇的影响[J]. 食品科学,2016,37(15):192-197.

EffectofLactobacillusPlantarumKLDS1.0386onthecholesterolmetabolisminC57BL/6mice

JINDa1,YUShang-fu1,2,LIBai-liang1,LINa1,YANFen-fen1,HUOGui-cheng1，*

(1.Key Laboratory of Dairy Science,Ministry of Education,Northeast Agricultural University,Harbin150030,China;2.Farm China Dairy(Shaanxi)Co.,LTD,Weinan714019,China)

Objective:It was evaluated that the effect ofLactobacillusplantarumKLDS strain on the cholesterol metabolism in hyperlipidemia mice and zhe ability under simulated gastric and intestinal juice. Method:Viable count was used to detect the tolerance characteristics under simulated gastric and intestinal juice environment. Health C57BL/6male mice,as objects,were divided into control group,model group,low-dose group,high-dose group and pravastatin group,which were respectively given normal saline,LactobacillusplantarumKLDS1.0386bacteria suspension and pravastatin solution by gavage for4consecutive weeks. The liver levels of total cholesterol(TC),triglyceride(TG)and the feces levels of TC,total bile acid(TBA)were determined on the28th day of the experiment. Results:It showed that the tolerance rate in gastric juice pH3.0was92.62%,and the intestinal juice was83.91%,so,LactobacillusplantarumKLDS1.0386can pass the stomach into the intestines and keep active in the gut. After4weeks administration,compared with mice fed a high-cholesterol diet without lactic acid bacteria supplementation,there was a significant(p<0.05)decrease in triglyceride and total cholesterol levels in the hepatic of mice treated with KLDS1.0386strain. Furthermore,total cholesterol and total bile acid levels in the feces were significantly(p<0.05)increased after KLDS1.0386administration. Concluton:LactobacillusplantarumKLDS1.0386could be as the probiotics with cholesterol-lowering activity.

Lactobacillusplantarum;gastric juice;intestinal juice;cholesterol;bile acid

2017-05-25

靳妲(1993-),女,硕士研究生,研究方向：食品科学,E-mail:1315453208@qq.com。

*通讯作者:霍贵成(1958-),男,博士,教授,研究方向：食品微生物与生物技术,E-mail:guichenghuo@126.com。

国家重点研发计划(2017YFD0400300)。

TS201.4

A

1002-0306(2017)23-0275-06

10.13386/j.issn1002-0306.2017.23.050