食用菌恒温干燥过程中MRI成像及水分迁移变化

石芳，肖星凝，李瑶，杨雅轩，郭晓晖，吴素蕊，明建,3*

1(西南大学食品科学学院，重庆,400715)2(中华全国供销合作总社昆明食用菌研究所，云南 昆明, 650223) 3(重庆市特色食品工程技术研究中心，重庆,400715)

食用菌恒温干燥过程中MRI成像及水分迁移变化

石芳1，肖星凝1，李瑶1，杨雅轩1，郭晓晖1，吴素蕊2，明建1,3*

1(西南大学食品科学学院，重庆,400715)2(中华全国供销合作总社昆明食用菌研究所，云南 昆明, 650223) 3(重庆市特色食品工程技术研究中心，重庆,400715)

利用低场核磁共振(low-field nuclear magnetic resonance, LF-NMR)技术研究了7种食用菌(茶树菇、杏鲍菇、金针菇、双孢蘑菇、蟹味菇、香菇、花菇)在恒温干燥过程中内部水分分布和迁移规律。自旋-自旋弛豫测定结果显示，食用菌中主要存在3种组成水：自由水、不易流动水和结合水，干燥主要脱除了自由水和不易流动水，结合水无明显变化。通过核磁共振成像(nuclear magnetic resonance imaging, MRI)进一步发现，7种食用菌内部水分分布都不均匀，且不同食用菌水在同一阶段水分流失速度不尽相同。LF-NMR技术成功实现了食用菌干燥过程中内部水分的在线监测，为食用菌干燥工艺提供了理论依据。

食用菌；低场核磁共振；核磁共振成像；水分迁移；干燥

食用菌是指可供人们食用的多种真菌的统称，含有丰富的蛋白质，维生素，和矿物质等，不仅味道鲜美，还具有抗肿瘤、抗氧化、降血脂、增强免疫等[1-6]生理功能，联合国粮农组织指出21世纪最为合理均衡的膳食结构为一荤一素一菌，可见食用菌具有极大的市场前景。中国是食用菌生产大国，占全球产量比例超过70%，其中蘑菇、金针菇、黑木耳等产品的产量均居世界第一位[7]。近年来我国食用菌一直处于出口霸主地位[8]。但是新鲜食用菌含水量在70%～95%之间[9]。常温下不耐贮存，易腐败变质，严重阻碍了食用菌的销售，降低其商业价值[10]。干燥是有效控制水分，延长食用菌货架期的重要手段。目前，热风干燥是食用菌最常用的干燥工艺[11]，具有操作性强，成本低等优点。但干燥是一种高能耗的操作，我国干燥操作的能耗占总能耗的10%，且温度过高易导致物料表面硬化，感官品质降低。因此，需要选择适当的方法研究干燥过程中物料理化性质的变化规律，如水分的分布、转移与干燥条件的关系，进而调整干燥过程中相关的工艺参数，提高食用菌干制品品质。

核磁共振是利用磁性原子核在外加磁场中吸收射频脉冲能量，在相邻能级发生跃迁，产生共振，从而捕捉信号并加以分析检测的一种新兴技术[12]。通过低场核磁共振中弛豫时间T2的变化从而分析水分子的存在状态及迁移规律[13-14]，同时利用核磁共振成像(magnetic resonance imaging, MRI)可以直观的了解物料内部水分分布情况，观察物料内部水分廓线特征和变化规律[15]。核磁共振技术因具有测量迅速、准确、无损样品、多角度获取信息等[16]优点，越来越受到食品领域学者的重视，目前，NMR技术已成功用于肉类的反复冻融过程[17-18]，果蔬贮藏过程[19-20]，肉类[21-22]、谷物[23-24]、果蔬[25-26]、奶酪[27]等干燥过程中水分存在形式、分布及变化规律的研究。但将LF-NMR技术应用于食用菌干燥过程的研究还少有报道。

本实验利用低场核磁共振CPMG序列得到弛豫时间及相应的质子密度，分析了7种常见食用菌(茶树菇、杏鲍菇、金针菇、双孢蘑菇、蟹味菇、香菇、花菇)在干燥过程中水分的分布及迁移规律，为准确掌握恒温干燥过程中食用菌内部水分传递提提供了可能，以期为指导食用菌干燥工艺以及实际生产控制提供一定的参考。

1 材料与方法

1.1材料

茶树菇、杏鲍菇、金针菇、双孢蘑菇、蟹味菇、香菇及花菇，购于农贸市场。要求新鲜、无损伤。

1.2仪器与设备

电热恒温鼓风干燥箱(DHG-9140A型),上海齐欣科学仪器有限公司；核磁共振成像分析仪(MinniMR-60),上海纽迈电子科技有限公司；电子天平FA2004,上海恒丰科学仪器有限公司。

1.3方法

1.3.1 样品处理

选取完整、无损伤的食用菌(茶树菇：15.84 g；杏鲍菇：9.90 g；金针菇：25.35 g；双孢蘑菇：6.33 g；蟹味菇：11.87 g；香菇：11.75 g；花菇：13.02 g)，除去表面灰尘，放入恒温鼓风干燥箱中，60℃条件下干燥至水分含量为3%，每2h取样进行T2弛豫时间和MRI成像检测，每种样品重复测定3次。

1.3.2 水分含量的测定

直接干燥法(GB-5009.3—2010)

1.3.3 干燥过程中NMR核磁共振测试

利用CPMG(Carr-Purcell-Meiboom-Gill)脉冲序列测量样品的T2横向弛豫时间，将干燥过程中的样品置于磁场中心位置的射频线圈的中心，利用FID信号调节共振中心频率，然后进行CPMG脉冲序列扫描试验。其中共振频率为23.309MHz，磁体强度0.55T，线圈直径为60mm，磁体温度为32℃。试验参数为CPMG：P90(us)=15；P180(us)=30；TD=480160；SW(KHz)=200；D3(us)=80；TR(ms)=3000；RG1=20；RG2=3；NS=4；Echo Time(us)=200；Echo Count=6000；扫描实验结束后利用T2Fit软件拟合出T2值。

1.3.4 干燥过程中MRI核磁共振成像测定

当干燥样品进行完CPMG序列试验后，立即进行MSE成像序列实验，即质子密度成像。样品置于线圈中央，选取3个不同层面进行成像，成像间距离差为4.8mm，试验参数为P1=P2=1200；RFA1(%) =4.8；RFA2(%)=9.2；GxOffest=10；GyOffest=50；GzOffest=-100；GSliceY=1；GPhaseX=1；GReadZ=1；RG1=25；DRG1=25；NS=4；RP2CounT=128；D0=2500us；D4=1us；D5=0.5us，图像大小200×128。利用OsiriS 6.0软件处理样品的质子密度像。

1.4数据统计与分析

实验数据采用Excel软件，Origin 8.0软件，OsiriS 6.0软件，T2Fit软件分析。

2 结果与分析

表1列出了7种食用菌最终的水分含量，从表1可以看出，7种食用菌干制品水分含量约为3%，7种食用菌干重差异不显著，但不同食用菌干燥所需时间不同，这主要与其本身组织结构相关。

表1 7种食用菌最终水分含量

2.2不同种类食用菌样品T2弛豫时间测定

由图1可知，除金针菇之外，另外6种食用菌T2弛豫时间反演图谱均含有3个峰，且T2弛豫时间都集中在0.1 ～1 000 ms之间，分别用T21、T22和T23表示，T21(0.01～10 ms)代表与蛋白质等大分子表面极性基团紧密结合的结合水，T22(10～100 ms)代表食用菌细胞内与胶体相结合，不能自由运动的不易流动水，T23(100～1 000 ms)代表存在于细胞毛细管中易流动的自由水。T2分布图谱上不同峰面积大小代表不同水分的含量，7种食用菌中自由水含量最高，其次是不易流动水，结合水含量最低。伴随着干燥进行，反演谱曲线积分面积减少，波峰位置不断前移，说明样品中的水分含量减小，自由度高的水分向自由度低的水分迁移，样品中的水与固质的结合程度增大。这与LU等[28]人关于不同热风干燥条件下香菇的水分研究结果一致。

干燥初期阶段(0～2 h)，T2弛豫时间迅速下降，说明此阶段干燥动力主要是干燥温度，伴随干燥的进行(2～6 h)，干燥速率降低，T2弛豫时间缓慢减少，此阶段干燥的动力主要来源于内部水分向外扩散的速率。干燥6 h之后，7种食用菌T2弛豫时间均小于100 ms，说明此时7种食用菌内部几乎没有自由水存在，不同水分所占比例也在此阶段发生改变。干燥后期(6～10 h)，干燥速率最慢，T2弛豫时间小于10 ms，表明样品内仅剩下与细胞内大分子物质紧密结合的结合水，这部分水通过化学键，氢键等方式与食用菌内其他成分，如多糖，蛋白质等紧密结合而难以通过干燥脱除掉。此时T2弛豫时间仍在继续减小可能是由于干燥过程中部分不易流动水向结合水迁移导致。

图1 恒温干燥过程中食用菌T2弛豫时间反演谱Fig.1 Inversion spectrum of transverse relaxation time for different edible fungi during constant temperature drying

2.3干燥过程中T21，T22，T23变化

图2为利用低场核磁共振对7种食用菌在恒温干燥过程中T21，T22，T23的对比，其目的在于比较相同干燥阶段，不同种类食用菌之间水分的差异。总体来看，随着干燥时间的延长，7种食用菌T23逐渐下降，说明样品中的自由水含量在不断减少。这是因为自由水主要存在于液泡、原生质和细胞间隙中，距离胶粒较远可以自由移动，因此在干燥过程中最容易被脱除[29]。但不同种类食用菌，内部组织结构不同，其自由水流失速度不尽相同。干燥初期，杏鲍菇T23下降较快，表明杏鲍菇中的自由水散失速度较快，干燥8 h后，7种食用菌T23均为0，说明此时样品内自由水全部散失。

不同种类食用菌，T22的变化趋势相对复杂，金针菇、茶树菇和蟹味菇T22随着干燥的进行在稳定下降，说明样品中的不易流动水含量伴随干燥的进行稳定下降；杏鲍菇T22出现先上升后下降的趋势，表明干燥初期，由于温度升高，杏鲍菇中的部分不易流动水随着自由水的散失而向外迁移为自由水，继而散失，4 h后，T22伴随干燥的进行急剧下降，此时，杏鲍菇中的不易流动水水分移动性减弱；而蘑菇、花菇、原木香菇T22在干燥过程均表现出增加-减少-增加-再减少的趋势，这与菌体水分子之间空间结构发生变化和菌体外形萎缩有关。增加一方面可能是由于食用菌中碳水化合物浓度升高，细胞内外溶液形成浓度差，导致部分自由水向不易流动水迁移，另一方面，随着干燥的进行，菌体内的营养物质以及酶等分解出的结合水迁移为不易流动水[30]。减小可能是因为不易流动水与细胞壁接触，而细胞壁中多糖具有的亲水基团结构可以减少周围流动的动态水，因此不易流动水向结合水迁移[31]。

图2 不同食用菌恒温干燥过程中T21，T22，T23的变化Fig.2 Change inT21, T22 and T23 in different edible fungi during constant temperature drying

结合水是水在生物体和细胞内的存在状态之一，是吸附和结合在有机固体物质上的水，主要是依靠氢键与蛋白质的极性基(羧基和氨基)相结合形成的水胶体[32]，干燥过程中一般难以脱除。7种食用菌T21在干燥过程最终均呈下降趋势，说明水分流动性降低，菇体内的水分与蛋白质等大分子物质结合的更紧密。这是因为，随着干燥的进行，菌菇自身组织结构发生了变化，细胞之间空隙变小，水分流动性逐渐减小。

2.4干燥过程中MRI核磁共振成像测定

磁共振成像技术是利用氢原子在磁场内受到一定频率的射频脉冲激发后，产生磁共振现象，经过空间编码技术，把在磁共振过程中氢原子向外发射的射频能信号以及这些与射频能有关的质子密度、弛豫时间等参数接收转换，经过计算机处理，最后形成图像[33]。MRI在加工过程中可以对样品任意层面(或斜面)直接进行成像，从而获取物料内部任意梯度水分的变化信息。PRABAL等[34]利用自旋回波(spin echo, SE)磁共振成像技术获得了小麦种子干燥过程中水分分布图像，并根据图像信息研究了小麦种子的干燥动力学。图3为通过MRI技术扫描的7种食用菌在恒温干燥过程中的2D质子密度图，图像颜色的深浅表示水分的分布，红色表示此处水分信号强，蓝色表示此处水分信号弱[35]。

注：A.茶树菇(Agrocybe aegerita)；B.杏鲍菇(Pleurotus eryngii)；C.金针菇(Flammulina velutiper)；D.双孢蘑菇(Agaricus bisporus)；E.蟹味菇(Hypsizygus marmoreus)；F.香菇(Lentinus edodes)；G.花菇(Floral mushroom)图3 恒温干燥过程中不同食用菌2D质子密度图对比Fig.3 Pseudo color of 2D Proton density images of different edible fungi during constant temperature drying

从成像图中可以清楚地看出，7种食用菌质子密度图颜色都越来越暗，说明伴随着干燥时间的延长，7种食用菌中的水分含量在不断降低，同时可以发现图像面积在不断减小，这是因为恒温干燥过程中，物料发生收缩。此外，还可以看出7种食用菌内部水分分布都不均匀。香菇和花菇水分主要集中在伞顶部，在干燥过程中，水分由伞的中心处向外逐渐扩散，因此，在干燥过程中应尽量保持菌盖表面的平展性；金针菇和茶树菇水分主要集中在菌柄及根部，在干燥初期水分蒸出较快，由于干燥过程中金针菇表面很快出现皱缩现象，形成一层干燥膜结构，阻碍了内部水分的进一步排除，因此干燥所需时间比茶树菇长。杏鲍菇子实体四周水分含量相对较高，干燥初始，水分传递主要在物料表面，杏鲍菇在干燥4h后无自由水存在，因此，这也解释了为什么杏鲍菇T23下降较快。双孢蘑菇菌盖部分水分相对集中，干燥过程中，菌盖水分流失速度较快，而菌盖与菌柄接壤处较慢。蟹味菇在干燥过程中，菌柄下部水分转移速度最慢，这可能是由于其子实体丛生，导致其内部水分无法及时向外扩散。干燥后期，水分信号极其微弱，成像图中星星点点的显示含少量的结合水。

3 结论

本文从微观和宏观两个角度阐述了干燥过程中食用菌内部水分的变化规律，利用核磁共振及其成像技术研究了7种食用菌(茶树菇、杏鲍菇、金针菇、双孢蘑菇、蟹味菇、香菇、花菇)在恒温干燥过程中内部水分迁移规律。结果表明，7种食用菌中自由水含量最高，其次是不易流动水，结合水含量最低。不同种类食用菌，干燥结束时间不同，食用菌初始含水量和本身结构差异是影响其干燥速度的主要原因，茶树菇组织松散，干燥速度较快，花菇和香菇组织较密集，干燥速度相对较慢。

利用核磁共振成像清晰地看出7种食用菌内部水分分布都不均匀，干燥过程中样品表面的水分先蒸发掉，由于温度梯度和水分梯度导致物料内部的水分逐渐向外迁移，继而散失，图像亮度随着干燥时间的延长越来越暗，说明水分在不断减少，并且由于物料皱缩导致图像面积越来越小，因此，在干燥过程中应保持样品表面舒展，防止表面硬化而影响干燥速度。

LF-NMR技术成功实现食用菌干燥过程中水分的在线监测，根据食用菌内部水分的分布及其变化规律调整干燥工艺参数，缩短干燥时间，有助于食用菌干燥工艺的优化，为实际生产控制提供一定的参考。

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MRIimagingandchangeofinternalmoisturetransformationindifferentediblefungiduringconstanttemperaturedrying

SHI Fang1, XIAO Xing-ning1, LI Yao1, YANG Ya-xuan1, GUO Xiao-hui1, WU Su-rui2, MING Jian1,3*

1 (College of Food Science, Southwest University, Chongqing 400715, China) 2(Kunming Edible Fungi Institute, All China Federation of Supply and MarketingCooporatives, Kunming 650223, China) 3(Chongqing Engineering Research Center for Special Foods, Chongqing 400715, China)

The moisture distribution and change in seven kinds of edible fungi (Agrocybeaegerita,Pleurotuseryngii,Flammulinavelutiper,Agaricusbisporus,Hypsizygusmarmoreus,Lentinusedodes,Floralmushroom) during constant temperature drying process was analyzed by low-field nuclear magnetic resonance technology. The spin-spin relaxation test showed that the water states in edible fungi included free water, immobilized water and bound water. The free water and immobilized water was decreased significantly during drying process, while the bound water was not significant. Further found that the internal water distribution of seven kinds of edible fungi were uneven by using nuclear magnetic resonance imaging technique. The water loss rate of different edible fungi was not the same in the same stage. LF-NMR technology successfully realized the online monitoring of internal moisture of edible fungi during drying process, which provided theoretical basis for guiding the drying process of edible fungi.

edible fungi; nuclear magnetic resonance (NMR); nuclear magnetic imaging (MRI); water migration; drying

10.13995/j.cnki.11-1802/ts.013676

硕士研究生(明建教授为通讯作者,E-mail:mingjian1972@163.com)。

重庆市社会民生科技创新专项(cstc2015shmszx80019)；云南省科技厅科技创新人才计划(2008OC008)；重庆市特色食品工程技术研究中心能力提升项目(cstc2014pt-gc8001)

2016-12-26，改回日期：2017-02-15