微根管法监测膜下滴灌棉花根系生长动态

陈文岭，靳孟贵，刘延锋，鲜 阳，黄金瓯,3



微根管法监测膜下滴灌棉花根系生长动态

陈文岭1,2，靳孟贵1,2※，刘延锋2，鲜 阳1,2，黄金瓯2,3

（1. 中国地质大学盆地水文过程与湿地生态恢复学术创新基地，武汉430074；2. 中国地质大学环境学院，武汉430074； 3. 浙江省地质环境监测院，杭州310007）

为了精细监测膜下滴灌条件下棉花（.）细根生长形态，于2014年在巴州灌溉试验站开展大田试验，采用微根管法原位监测棉花根系生长，并与传统网格法作对比。分析棉花根系生长动态，构建微根管法测定的形态参数与网格法所测定形态参数的回归模型。结果表明：花期到吐絮期，利用微根管监测10～20 cm处根系生长得到的棉花根长更新速率为1.844 mm/d，期间棉花老根不断死亡和分解。微根管法与网格法测得的根系深度为50 cm，根长密度随着深度增加先增大后减少，根长密度在20～30 cm处最大。两种方法监测得的根长密度具有较好的线性相关，由微根管法测得的剖面根长密度，可通过线性回归方程换算得到实际的体积根长密度。利用微根管法能可靠地监测棉花根系的生长动态变化，今后的研究可进一步加大微根管监测范围和频率，精细监测细根生长全过程，通过构建根系生长模型分析膜下滴灌条件下棉花根系生长时空动态。

棉花；生长；监测；细根；微根管法；网格法；根长密度；根系生长动态

0 引 言

细根是作物根系系统中最为活跃的组成部分，是作物吸收水分、养分，并与环境交换矿物质及有机质和释放根分泌物的重要器官[1-3]。作物细根数目、总根长、根比表面积、体积、根尖数和生长周期不同将影响作物吸收水分和营养，从而影响作物生长[4-8]。准确掌握作物细根生长动态，是构建根系生长模型的关键[9]。通过建立根系生长模型可进一步探清根区土壤生境与作物根系之间的动态响应，为寻求节水和高产稳产农业途径提供可靠依据[10-15]。由于作物根系生长隐藏于地下，研究根系生长动态分布比较困难。研究根系生长的传统方法如网格法，通过网格剖分对土壤根区进行挖掘，破坏了作物的根系生长形态，难以实现对根系生长的原位监测，工作量大，在后期洗根过程中往往会遗漏细根造成误差。而随着对根系形态、生理和生态方面研究的深入及观测方法的改进，精细监测作物根系生长动态已成为可能[16-17]。

微根管法（minirhizotron）是一种基本不破坏根系，能野外原位连续监测细根生长动态的研究方法[18]，因定位准确成为监测根系生长的最优选择[19-20]。Garre等[21]利用微根管监测大麦根系生长，得到相关根系生长模型参数并构建改进的大麦3D根系生长动态模型；Karna等[22]将微根管技术运用于监测不同品种作物之间的细根生物量、根长和根系周转率的差异；Bernhard和Markus[23]利用微根管技术分析作物细根周转与作物根系参与环境碳循环关系；Taylor等[24]通过监测火炬松（）细根的分布和实际直径，分析微根管监测管壁可视剖面的实际观测深度。张志山等[25]利用微根管法观测柠条（）根系生长动态并探讨根系生长与土壤水分变化的关系；周青云等[26]利用微根管法揭示根系分区交替滴灌条件下葡萄（）根系的分布特征及生长动态。但是，利用微根管监测作物根系生长，因根管埋设改变了土壤的实际结构，另外作物根系围绕根管管壁生长与根系在土壤中实际生长情况不同，对作物根系生长将造成一定干扰，监测得到的根系生长情况与实际的根系生长存在一定差异。廖荣伟等[27]基于微根管技术，结合挖掘法监测玉米（）根系生长，验证了微根管法监测根系的准确性；Rytter等[28]通过根钻法与微根管法相结合监测灰桤木（）根系生长，得到利用微根管法监测的根系数目比利用根钻法实际监测得到的根系多。

膜下滴灌是将滴灌和覆膜种植结合在一起的新型节水灌溉技术，近年来随着节水灌溉技术的推广，膜下滴灌技术成为新疆棉花主产区重要的农业节水种植方式。纵观国内外研究，对棉花这种密集种植作物根系生长的研究很少见有运用微根管监测膜下滴灌条件下棉花根系生长的报道。而将传统方法实地获得的根系生长数据和微根管法获得的数据对比，验证微根管法监测膜下滴灌条件下棉花根系生长的可靠性，进而利用微根管技术实现对棉花根系持续原位监测的研究，也少见报道。因此，基于微根管法技术监测根系的优点，于2014年在巴州灌溉试验站采用微根管法监测膜下滴灌条件下棉花根系形态，并与网格法作对比，分析根系生长动态、构建微根管测定形态参数与网格法所测形态参数的回归模型，修正微根管对根系生长形态的影响；实现由微根管法监测的剖面根长换算得到实际空间的体积根长，为今后利用微根管法原位精细监测膜下滴灌条件下棉花根系时空生长动态、进一步构建根系生长模型等奠定基础。

1 材料与方法

1.1 试验区概况

试验区位于新疆塔里木河流域巴音郭楞管理局水利科研所国家重点灌溉试验站（简称巴州灌溉试验站）内，（41°35′14″N，86°10′24″E）。该区地处天山南麓塔里木盆地边缘孔雀河冲积平原带，地势平缓，海拔900 m左右，属典型的暖温带大陆性干旱气候，降雨稀少，蒸发强烈，昼夜温差大，试验区内光照充足，全年平均日照时数为3 036.2 h。平均气温11.48 ℃，最低气温−30.9 ℃，最高气温42.2 ℃。年降水量为53.3～62.7 mm，蒸发量为2 273～2 788 mm。年平均风速为2.4 m/s，最大风速为22 m/s。用于试验的淡水取自渠水，为孔雀河来水，2014年矿化度为0.50～0.76 g/L，pH值为6.60～6.76，水化学类型为HCO3·SO4·Cl-Na·Ca·Mg型水。试验区灌溉水主要离子含量见表1。试验地土质以壤土为主，土质较均一，容重为1.63 g/cm3[29]。

1.2 试验布置与监测方法

1.2.1 试验布置

试验于2014年4月至10月在巴州灌溉试验站进行，设置了淡水灌溉处理小区，小区面积为30×20.8 m2。试验地棉花采用一膜双管四行的种植方式（见图1），棉花株距为10 cm，一膜宽110 cm，膜间距40 cm，窄行距为20 cm，宽行距为50 cm。试验大田棉花于2014年5月3日播种，5月8日出苗，6月16日入蕾期，7月10日入花期，8月10日入盛铃期，8月29日入吐絮期。在棉花生育期内采用膜下滴灌，滴头间距为30 cm，滴头流量为2.0 L/h，期间共13次灌水，每次灌水定额根据棉花不同生长阶段需水规律分配[30]，花铃期灌水定额最大，蕾期和吐絮期灌水定额相对较少，生育期总灌水量为525 mm。底肥施用有机肥1 800 kg/hm2，养分含量：N+P2O5+K2O≥4%，有机质质量分数≥30%；施用磷酸二铵300 kg/hm2，总养分N+P2O5≥64%；农用钾肥150 kg/hm2，养分质量分数：K2O≥51%，Mg≥2.0%。生育期追加尿素266.4 kg/hm2分6次随灌溉水滴施。具体的试验灌水及施肥情况见表2。

1.2.2 微根管法

微根管法是利用BTC根系生态监测系统（BTC-100，USA）和微根管技术定点直接观测根系，在不干扰细根生长过程的前提下，连续监测细根从出生到死亡的变化过程。该监测系统由埋入土壤中的微根管，高倍电子窥镜摄像头，定位手柄和I-CAP图像采集系统组成。试验于淡水灌溉处理小区，待棉花出苗后，选定棉苗长势良好的典型田块于5月10日安装4根微根管，共设置2个微根管监测剖面。本次试验所选用根管每根长92 cm，外径6.5 cm，按照Johnson等[19]建议的微根管安装方法与地面倾斜成60°安装。每根微根管上部留22 cm露出地面以供后期监测固定系统的定位手柄，露出部分用黑色胶布缠好并盖好防水管盖，防止光照透过管壁对根系生长造成影响，并避免灰尘、水分进入微根管内影响窥镜摄像头采集根系生长图片。微根管垂向监测深度为60 cm，监测剖面布置见图2。为减少因微根管的埋设对土壤造成干扰，淡水灌溉处理小区的两个微根管监测剖面沿同一膜的滴灌带布局方向相距40 cm。

BTC根系生态监测系统观测前按电子窥镜摄像头能拍摄到清晰的图像为原则，通过调整焦距，预先获取参照图像，根据参照图像的实际网格数（每个网格面积为1 mm×1 mm），得到监测系统获取的每张图像实际大小为12 mm×16 mm。之后保持电子窥镜摄像头焦距不变进行根系图像采集。电子窥镜摄像头连接定位手柄在根管内每前进一格为13.5 mm，根据所埋设根管角度，利用定位手柄系统刻度值即可定位拍摄记录微根管内任意深度的根系图像。待棉花根系在微根管管壁周围定居，能观测到根系生长图像后，于花期的8月7日进行观测，到吐絮期的9月6日结束，每隔10 d观测1次，期间共观测4次。后期利用WinRHIZOTron MF 2012（Regent, Quebee, Canada）图像分析软件处理根系图像，得到每个图像中的剖面根长、根投影面积、根比表面积及其他根系形态参数。根据监测得到的每张根系图像实际大小，由剖面根长即可算得对应的剖面根长密度。

1.2.3 网格法

为验证实际根系形态，分别于棉花的花期（7月16日）、铃期（8月17）和吐絮期（9月6日）在淡水灌溉处理小区，微根管埋设区附近选择长势相似的一膜挖土获取棉花根样。从宽行中心位置开始，垂直于滴灌带方向布置70×20×60 cm3的取样空间（见图3），取样深度为60 cm，每个根系样品为10 cm×10 cm×20 cm，每次取根样共42件。之后进行洗根，人工去除老根和杂质，将棉花根从土壤中筛选出，自然风干后，利用根系扫描仪（Perfection V700 photo, Epson,suwa, Japan）在400 dpi分辨率下扫描成TIF格式图像文件（见图4），再用WinRHIZOTron Pro 2009（Regent, Quebee, Canada）根系分析软件对获得的根系图像进行分析，得到每件样品根长及其他根系形态参数。根据根样体积（2 000 cm3）和获取的根长计算对应的体积根长密度。

2 结果与分析

2.1 微根管法测定根系形态参数动态变化

试验于棉花花期（8月7日）、铃期（8月17日和8月27日）和吐絮期（9月6日），利用微根管法获取淡水灌溉处理小区的根系形态图像，图5为该小区代表性的一根管监测深度为10～20 cm处采集的棉花根系形态图像变化信息。从图5中可以直观地看出，在膜下滴灌条件下淡水灌溉处理的棉花根系从花期到吐絮期的根系生长动态。图中新生棉花根系为乳白色，是主要吸水根系；老根为褐色，是死亡或衰弱的棉花根系，通过内皮层细胞释放酚类化合物氧化的结果[31]。本次主要关注图中乳白色根系的生长变化过程。新生的棉花根及死亡或衰弱的老根根长和直径大小变化也能从图中直观地反映出，期间棉花新根和老根根系生长参数变化见表3和表4。

表3 不同时期的棉花新根生长参数变化

由表3可见，10～20 cm处的棉花新根总根长随时间的推移而增加，花期到铃期（8月7日到8月17日）总根长增加明显，从铃期到吐絮期（8月27日到9月6日）总根长变化趋于稳定。花期到吐絮期（8月7日到9月6日）棉花根长更新速率为1.844 mm/d。棉花新根平均直径随时间推移逐渐增大，到吐絮期的9月6日新根平均直径最大，新根的总投影面积、总比表面积和总体积随时间的变化规律与平均直径的变化规律相同。

表4 不同时期的棉花老根生长参数变化

由表4可见，10～20 cm处的棉花根系从花期到铃期（8月7日到8月17日）衰弱成老根的量增多，老根总根长增加。铃期（8月17日到8月27日）部分老根开始死亡和分解，老根总根长减少，铃期到吐絮期（8月27日到9月6日）老根总根长变化趋于稳定。花期到吐絮期（8月7日到9月6日），随着老根不断的死亡、分解，老根不断萎缩，使得老根平均直径不断减少，老根的总投影面积、总比表面积和总体积随时间的变化规律与平均直径的变化规律相同。

2.2 棉花根长密度分布动态特征

本次微根管法观测到50 cm深度以下未见根系附着微根管管壁生长，利用网格法50 cm深度以下也鲜见棉花根系，可见两种方法观测的最大根深为50 cm。由微根管法所测棉花根长密度动态分布变化（图6a）可以看出，淡水灌溉处理不同时刻的棉花最大根长密度在20～30 cm处，不同时刻根长密度随不同深度土层的变化规律为，随着深度的增加先增大后减少。花期（8月7日）、铃期（8月17日和8月27日）和吐絮期（9月6日）棉花总根长密度分别为5.49、5.90、5.59和4.49 cm/cm2，淡水灌溉处理棉花根量随着时间的推移，花期到铃期（8月7日到8月17日）棉花新根量增多，铃期（8月17日）的新根量最大，之后新根量减少，到吐絮期（9月6日）新根量最小。由网格法测试结果（图6b）可以看出，淡水处理不同时刻的棉花最大根长密度在20～30 cm处，不同时刻体积根长密度随不同深度土层的变化规律与微根管法相同，随着深度的增加先增大后减少。花期（7月16日）、铃期（8月17）和吐絮期（9月6日）棉花总根长密度分别为3.29、5.14和5.78 cm/cm3，随着时间的推移，总根长密度增加，到吐絮期（9月6日）棉花总根长密度最大、根系发育最好。

2.3 微根管法与网格法对比

由2.2的结果可知，微根管法与网格法所监测的棉花根长密度最大值都在20～30 cm处，且根长密度随土层深度的变化规律基本一致，具有较好的相关性。因此，选取铃期（8月17日）和吐絮期（9月6日）的2种方法监测得到的棉花根系生长资料，以微根管法获得的单位剖面根长密度为自变量，挖掘法获得的单位体积根长密度为因变量，利用Microsoft Excel软件拟合线性方程（图7）。拟合的线性方程为

=1.631 9−0.486 6 （1）

=74.76>0.01(1,18)=8.28，回归方程显著；在显著性水平0.01条件下，回归系数通过检验，决定系数2=0.805 9，表明两种监测方法的数据具有很高的相关性，可见利用微根管法可以比较准确测得棉花根系生长过程。因此，通过微根管原位长期动态监测棉花根系的生长发育特征，利用所建回归模型修正微根管所造成的影响，获得实际的根长密度值等参数。在利用微根管法观测得到的剖面根长密度为，换算得到的实际体积根长密度在置信水平为0.95的预测区间见方程2。另外由线性方程斜率的倒数可算得微根管监测的管壁剖面深度[25]，本次微根管法监测的管壁剖面深度为0.613 mm。

3 结论与讨论

1）利用微根管法在不破坏棉花根系生长的前提下，通过原位观测获取棉花根系生长图像可以直观地反映棉花根系生长情况，利用根系分析软件处理能精确得到棉花细根周转速率及相关根系形态参数动态变化过程。花期到吐絮期，利用微根管监测10～20 cm处根系生长得到的棉花根长更新速率为1.844 mm/d，期间棉花老根不断死亡和分解。

2）微根管法与网格法得到膜下滴灌条件下棉花根长密度随深度的分布变化规律基本一致，2种方法得到的最大根长密度在20～30 cm处。利用微根管法监测得到的棉花根量随着时间推移，花期到铃期棉花新根量增多，铃期的新根量最大，之后新根量减少，到吐絮期新根量最小。利用网格法得到的棉花总根长密度随着时间的推移，总根长密度增加，到吐絮期的棉花总根长密度最大、根系发育最好。

3）将微根管法与网格法得到的根长密度参数进行对比，2种方法监测得到的根长密度具有很好的相关性。由微根管法测得的剖面根长密度，可通过线性回归方程换算得到相应的体积根长密度。本次试验采用微根管法监测的管壁剖面深度为0.613 mm。

利用微根管法在基本不破坏棉花根系的同时能原位、定点长期监测棉花细根生长形态，从获取的棉花根系图像可以直观地看出细根时空生长动态过程，且后期易于利用根系分析软件量化根系形态参数。本试验研究结果表明利用微根管法能可靠地监测膜下滴灌条件下棉花根系生长动态过程，与传统的网格法相比具有较好的应用优势。本次试验棉花生育前期的根系生长动态因仪器故障未能监测到，只监测到棉花生育后期的根系生长动态。今后的研究还必须进一步根据膜下滴灌棉花种植方式及根系生长特征改进根管的埋设方式，利用长根管（180 cm）和短根管（92 cm）相结合的埋设方式加大根管的监测范围。同时注意减少根管对土壤的扰动，使根管管壁与土壤紧密接触，保证棉花根系能较好地定居在微根管管壁上生长。并通过加大监测频率，更精细地捕捉到不同空间上细根从出生到死亡的全过程，以期准确获取相关根系生长模型参数，通过构建根系生长模型进一步精细研究膜下滴灌条件下棉花根系生长时空动态变化。

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Monitoring cotton root growth dynamics under mulched drip irrigation using monirhizotron technique

Chen Wenling1,2, Jin Menggui1,2※, Liu Yanfeng2, Xian Yang1,2, Huang Jinou2,3

(1.430074; 2.430074; 3.310007)

Fine roots are the most important and active part of the root system. Due to the inaccessibility of root systems, special techniques are required to investigate the fine root distribution and root growth parameters. Conventional method to study the root system such as the quadrate monolith method always consume large labors, cause destruction to the root system, can’t monitor the root growth in suit and will cause the error of the measurement. While minirhizotron technique provides a nondestructive, in situ method for viewing roots growth images and is one of the best tools available for directly studying root system. In order to meticulously investigate the growth dynamic of cotton fine root under film mulch drip irrigation, a field experiment was conducted in 2014 by using minirhizotron technique to measure the growth of cotton root in situ at the Bazhou Experimental Station in Korla, Xinjiang, China. Reference standard used in this experiment was quadrate monolith method. The minirhizotron and quadrate monolith methods were applied to analysis the growth of cotton root under mulched drip irrigation with fresh water, and the root growth parameters of the two methods were analyzed to establish a regression model. Results showed that, the cotton new root and dying root could be judged by the colour of root from the root images, and the variation parameters of length and diameter of cotton new root and dying root can also be directly estimated from the cotton root growth images collected from one of the minirhizotron tubes at the depth of 10-20 cm. The cotton new root growth turn over at the depth of 10-20 cm was 1.844 mm/d with minirhizntron method, more and more root turned to be dying root as time gone on in the periods of blooming stage to boll opening stage. The parameters of mean diameter, total projection area and total surface area of cotton new root increased with time increasing, while those parameters of dying root decreased with time increasing. The deepest growth of cotton root in soil was observed at 50 cm through the two methods. The total root length density determined by using minirhizotron technique in the blooming stage (08-07), boll stage (08-17 and 08-27), and boll opening stage (09-06) were 5.49, 5.90, 5.59 and 4.49 cm/cm2respectively. The total root length density determined by quadrate monolith method in the blooming stage (07-16), boll stage (08-17) and boll opening stage (09-06) were 3.29, 5.14 and 5.78 cm/cm3respectively. The distributions of cotton root length density at different depth of soil were the same observed through the two methods, root length density was increased with the increase of soil depth between 0-30 cm, the maximum root length density was observed at the depth of 20-30 cm, root length density was decreased with the increase of soil depth between 30-50 cm. The results of the root length density among two methods were significant correlation at 0.99 confidence level. The equation of linear regression could be used to estimate the actual root length growth parameter after we acquired the root length growth parameter with minirhizotron method. It further showed that the minirhizotron technique could provid as a reliable, nondestructive and in suit method for directly viewing and studied the growth of cotton fine root change within soil under mulched drip irrigation, and by using the root processing software (WinRHIZOTron MF 2012) we could easily acquire the root parameters after collected the root growth images. For better understanding the meticulous growth dynamic of cotton fine root, steps must be taken to insure good soil/minirhizotron tubes contact without disturbing the soil; increasing the monitoring scope and the frequency of cotton root growth images collection through different periods of cotton growth will be needed in further research.

cotton; growth; monitoring; fine root; monirhizotron; quadrate monolith method; root length density; root growth dynamic

10.11975/j.issn.1002-6819.2017.02.012

S154.4

A

1002-6819(2017)-02-0087-07

2016-05-26

2016-11-25

国家自然科学基金项目（41172218; U1403282）

陈文岭，男，福建厦门人，博士生，研究方向为水文循环与生态环境、水流与溶质运移。武汉 中国地质大学环境学院，430074。 Email：chenwl0807@163.com

靳孟贵，男，安徽舒城人，教授，博士生导师，主要从事地下水与环境的研究。武汉 中国地质大学环境学院，430074。 Email：mgjin@cug.edu.cn

陈文岭，靳孟贵，刘延锋，鲜 阳，黄金瓯. 微根管法监测膜下滴灌棉花根系生长动态[J]. 农业工程学报，2017，33(2)：87－93. doi：10.11975/j.issn.1002-6819.2017.02.012 http://www.tcsae.org

Chen Wenling, Jin Menggui, Liu Yanfeng, Xian Yang, Huang Jinou. Monitoring cotton root growth dynamics under mulched drip irrigation using monirhizotron technique[J]. Transactions of the Chinese Society of Agricultural Engineering (Transactions of the CSAE), 2017, 33(2): 87－93. (in Chinese with English abstract) doi：10.11975/j.issn.1002-6819.2017.02.012 http://www.tcsae.org