曾 杰 刘 瑶 焦薇薇 许明贺 王 杰综述 王传航审校
1. 中日友好医院(北京 100029);2. 西南医科大学护理学院
·综 述·
糖尿病勃起功能障碍动物模型的制备
曾 杰1刘 瑶2焦薇薇1许明贺1王 杰1综述 王传航1审校
1. 中日友好医院(北京 100029);2. 西南医科大学护理学院
流行病学调查显示,糖尿病患者中ED的发病率为19.5%~75.2%[1,2]。随着糖尿病发病率的不断升高,糖尿病勃起功能障碍(DMED)的发病率也日渐增高,预计我国到2025年DMED患者会达到4000万[3]。对疾病的发病机制进行研究可以指导临床诊疗,而制备合适的动物模型是进行高质量实验研究的前提。本文针对DMED动物模型的制备进行综述。
综合考虑实验目的、经费状况、动物自身特点、饲养环境和与人体结构的相似度等因素,选用恰当的造模动物可以确保实验的科学性和可信性。实践中常选择大鼠、小鼠、兔、猪等动物,少数情况下也选择灵长类动物如猴[4]。
在DMED的造模中,啮齿类动物因为价格较低和技术成熟等原因故较多的被选用[5]。其中,大鼠盆腔及阴茎组织的神经反射、血管走向以及相关受体分布等与人类有较强相似度,而且抗感染能力强和繁殖周期短[6],故在DMED的造模中使用最多。小鼠因体型小易捕捉,发育迅速,性成熟早,尾部血管丰富,在DMED的分子病因学机制研究中选用较多[7]。
与其他常用实验动物相比,猪和人类在解剖结构、生理病理等方面具有更大的相似度,与人的基因纯合度为95%,人工选育的小型猪由于性格温顺而易于进行实验操作,特别是随着现代动物保护意识的增强和“3R原则[即减少(Reduction)、优化(Refinement)和替代(Replacement)]”的实行,小型猪在动物实验中具有更大优势[8]。有研究采用高脂高糖饲料喂广西巴马小型猪,半年后有50%小型猪产生糖尿病,1年后DMED的总成模率为13%[9]。
兔大小适宜、方便管理,其阴茎结构和人很相似,尤其是在海绵体张力的神经与非神经因素方面[10],且没有阴茎骨,海绵体组织相对丰富。陈国强等[11]从兔的耳缘静脉注射四氧嘧啶,成功建立糖尿病动物模型,再通过测定海绵体内压,成功建立DMED动物模型。Pereira等[12]采取相同的方式建立家兔DMED模型,通过病理和免疫组化检测,发现发生ED的机制是血管结构变化,阴茎血液供应减少。
啮齿类动物虽然广泛用于建立人类疾病动物模型,但是由于存在巨大的种属差异,很多在动物研发中证明对鼠有效的药物却对人无效。灵长动物从生物学上来说是人类的近亲,相比其他动物模型,灵长类动物可更好地复制人类疾病[13]。但是由于数量相对少、费用昂贵等因素,目前缺少使用非人类灵长类动物建立DMED模型的报道。
(一)1型糖尿病(Type 1 diabetes mellitus,T1DM)动物模型
T1DM动物模型的建立多基于破坏动物胰岛,方式有药物诱导和手术切除胰腺[14]。手术切除胰腺对实验动物伤害较严重,操作有一定难度,批量造模困难。药物诱导简便易操作,常用的药物有链脲佐菌素(STZ)和四氧嘧啶(alloxan,ALX)。STZ和ALX对动物胰岛β细胞有特异的破坏作用,可减少或终止动物胰岛素分泌,引起实验动物患糖尿病。
STZ是一种诱导DNA双键断裂的强烷基化药剂,可抑制葡萄糖运转,影响葡萄糖激酶功能,损伤胰岛β细胞。据报道[15],成年雄性长尾猴静脉注射STZ,两个月后再次注射该药,定期静脉抽血可发现长尾猴血糖水平明显升高,内源性胰岛素明显降低。由于大鼠和小鼠以及同种动物不同品系之间对STZ敏感性不同,药物注射剂量和给药方式等也有差异。有报道称,一次性给小鼠大剂量注射STZ(100mg/kg)[16],大鼠注射STZ(55~65mg/kg)[17]可导致胰腺β细胞坏死,建立无炎症性T1DM模型。也有研究报道,小鼠小剂量(40mg/kg)连续腹腔注射STZ,可引发自身免疫性损害,诱导产生免疫性T1DM动物模型[18]。
ALX对胰岛β细胞具有特殊的破坏作用,可通过产生超氧自由基终止胰岛素的分泌。以兔为造模动物,可采用耳缘静脉注射ALX的方式,连续2次小剂量(首次按80mg/kg,24h后按照120mg/kg)给药比1次大剂量(150mg/kg)给药成模率更高(80%/20%),实验动物死亡率更低(10%/70%)[19]。梁沛余等[20]认为多次ALX给药法建立糖尿病大鼠模型时,第1次大鼠腹腔注射ALX 100 mg/kg,24h后补注相同剂量是最佳给药时间和剂量。丁利等制备T1DM小鼠模型时[21],利用ALX腹腔两次注射法,首次剂量为120mg/kg,24h后再次注射80mg/kg,可防止小鼠低血糖的发生,降低死亡率。
(二)2型糖尿病(Type 2 diabetes mellitus,T2DM)动物模型
在T2DM模型动物的构建中,为避免大剂量注射STZ导致T1DM和动物血糖过低而死亡,可采用烟酰胺(NAA)预先15min注射保护胰岛β细胞,再给STZ破坏,能够建立成模率高、病死率低、症状明显的T2DM模型[22,23]。大鼠可预先注射NAA100~200mg/kg,小鼠可预先注射NAA120~240mg/kg,有助于清除氧自由基,减轻STZ导致的胰岛细胞氧化损害。
饮食联合药物干预也是建立T2DM动物的重要手段,乐岭等[24]利用高脂饮食喂养SD大鼠,8周后大鼠体质量增加,腹腔脂肪明显增多,以小剂量STZ腹腔注射诱导糖尿病,检测发现大鼠出现甘油三酯、游离脂肪酸和胰岛素抵抗指数升高,高血糖与胰岛素抵抗均出现,与人类T2DM病理生理特点相似。在利用小鼠[25]、猕猴[26]造模时,给予高脂高糖饮食饲养后,再使用药物制备DM模型,也能发现实验动物出现肥胖、高脂血症、胰岛素抵抗,符合人类T2DM的临床特点和病理特征。因此,这种造模方法简便可行,重复性好,是研究T2DM机制和并发症较为理想的模型。
在实验性DM动物模型之外,近年也有自发性T2DM动物模型应用于相关研究。例如OLETF大鼠、GK大鼠、db/db小鼠、黑线仓鼠等,具有慢性DM病程、多食、轻度肥胖、胰腺增生等特点,早期可出现胰岛素抵抗、糖脂代谢紊乱,继而胰岛功能逐步减退,很接近人类T2DM。而且,OLETF大鼠具有由于代谢紊乱而致的血管内皮功能障碍的病理表现[27],血管内皮功能障碍是ED的病理基础之一,因此利用自发性T2DM动物建立2型糖尿病勃起功能障碍模型是值得研究的方向。
近年来基因编辑技术已成为生物医学领域的一大热点,通过对基因组进行精确定点修饰,可快速构建动物模型。利用基因编辑技术,研究者已经成功制备T2DM动物模型[28]。然而,目前基因工程动物模型有成本较高、单基因模拟、繁殖时间长等缺点,也可能因脱靶效应而引发生物安全风险,仍需随着基因工程技术进一步发展,建立科学安全的多基因修饰的动物模型。
DM造模成功后,下一步需评估实验动物的勃起功能。诱导阴茎勃起的方法有血管活性药物海绵体注射法、负压吸引法、电刺激法、可视性性兴奋刺激法等,在实际实验中常使用阿扑吗啡实验、电刺激法以及模拟自然状态下交配行为等。
阿扑吗啡(APO)作为一种非选择性的中枢多巴胺受体激动剂,可通过激动D1、D2样受体,诱发实验动物产生阴茎勃起。研究者对DM兔予APO皮下注射,观察和记录勃起状态,发现DM兔表现出显著的勃起功能抑制[29]。DM大鼠成模后进行APO实验,随着时间延长,勃起次数和勃起率逐渐降低,从中可筛选出DMED大鼠进行研究[30]。此法评价阴茎勃起的判定标准具有一定主观性,对于动物同样的表现,不同的实验者可能会产生判断上的差异。
运用电刺激动物阴茎海绵体神经诱发勃起,再通过换能器读取阴茎海绵体内压(ICP),ICP可直接反映阴茎的勃起功能,因此该法较为客观准确。用电刺激大鼠阴茎海绵体神经后测量ICP及平均颈动脉压(MAP),对比正常组和T2DM组大鼠的ICP和MAP,可发现T2DM组的ICP明显低于正常组[31]。通过改良ICP测量方法,选择阴茎脚作为穿刺部位,利用倒刺状穿刺针进行穿刺,可使进针稳定精准,实验测定ICP成功率可达100%[32]。利用电刺激盆神经,也可以诱发兔[11]、狗[33]等动物阴茎勃起,评价其勃起功能。电刺激法在国外是评价阴茎勃起功能的标准方法,稳定准确,重复性较好,故应用较为广泛[34,35],但也有操作方法复杂、对动物创伤大、电刺激参数难以把握等不足。
评价动物勃起功能也可采用交配实验,通过以药物诱导雌鼠发情,随后将雌鼠和STZ注射后的糖尿病雄鼠放在一起,观察记录雄鼠乘骑、插入、射精次数及射精潜伏期、射精后间隔来评价勃起功能[36]。马凯伟等[37]将DM大鼠分为APO组、西地那非组和模型组,分别予以相应药物干预后用发情雌鼠与之配对,结果发现造模动物经过药物刺激后的状态难以准确体现勃起功能,相比之下,由发情雌鼠诱导更可能激发出模型雄鼠阴茎的确切勃起。该法易受环境影响,有的勃起功能正常的动物可能因与雌性动物同笼受惊,缺乏交配主动性,从而会导致假阳性的实验结果。
目前,在人类身上进行性功能的相关研究受到伦理等多方因素的制约,因此研究者需要设计各种DMED的动物模型,研究并阐明糖尿病导致ED的发病机制、药物的药理作用等。在DMED实验动物模型中,啮齿类动物模型的建立比较成熟,在较大程度上取代其他动物成为DMED的主要动物模型。最后,探索建立更加符合人类生理病理特点的糖尿病动物模型,提高评价勃起功能的方法的准确性,减少实验动物伤害,降低实验成本,提高成模率,是今后研究工作的着力点之一。
致谢:本课题受国家自然科学基金资助(编号:81673978)
糖尿病; 勃起功能障碍; 疾病模型, 动物
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(2017-05-30收稿)
10.3969/j.issn.1008-0848.2017.04.017
R 587.1; R 698.1