Cd胁迫对凹叶厚朴生物量及光合荧光特性的影响

陈剑成，罗 睿，万 娟，刘家琪，宋鹍鹏，吴玉香，郑郁善，陈礼光*

(1.福建农林大学林学院，福建 福州 350002；2.福建农林大学艺术园林学院，福建 福州 350002)



Cd胁迫对凹叶厚朴生物量及光合荧光特性的影响

陈剑成1，罗 睿1，万 娟1，刘家琪1，宋鹍鹏1，吴玉香2，郑郁善1，陈礼光1*

(1.福建农林大学林学院，福建 福州 350002；2.福建农林大学艺术园林学院，福建 福州 350002)

以2年生的凹叶厚朴幼苗为试验对象，设置0(CK)、50、100、 200和300 mg·kg-1等5个梯度，研究Cd胁迫对厚朴幼苗生物量、叶绿素SPAD值、各组织部分Cd含量和叶绿素荧光合特性的影响。厚朴幼苗根干质量Cd积累最高达325.76 mg·kg-1，地上部分干质量Cd积累最高仅为13.56 mg·kg-1，而根部Cd积累量占到全株Cd积累量的95.71%～96.23%，其地下组织部分Cd含量高于地上组织部分，说明厚朴幼苗根吸收的镉主要积累在根部。厚朴幼苗株高增长量随Cd含量的增加而下降，在高Cd胁迫下，叶绿素SPAD值呈差异极显著变化，低Cd胁迫下厚朴仍能生长和代谢，说明厚朴有一定的适应性。4个Cd处理下厚朴幼苗的PSⅡ的最大量子产量(Fv/Fm)、实际的光化学有效量子产量(ΦPSⅡ)、化学淬灭(qP)、电子传递效率(ETR)与CK组相比均显著下降，说明Cd处理阻碍了凹叶厚朴叶片光合反应链中电子传递，进而影响PSⅡ反应中心活性，改变了对光能捕获与转换及电子传递效率，产生光抑制，进而造成对植物的损伤。

Cd胁迫；厚朴；生物量；叶绿素SPAD；叶绿素荧光特征

20世纪以来，随着生产力的发展，工业生产规模不断扩大，人类的活动导致大量重金属被释放到环境中，全球均出现不同程度的重金属污染[1]，金属Cd即是其中备受关注之一。Cd是一种移动性强、生物毒性大的重金属[2]，通过多种途径进入土壤，易被植物吸收和积累[3]，极易通过食物链进入人体并产生毒害作用[4]。迅速发展的工农业，使我国农业耕地面积愈来愈少，受污染的耕地面积逐年增加，耕地污染程度日益严重。受重工业活动影响，不同产地的自然环境(土壤、水分、空气)重金属含量有很大差异，其中镉的含量在全国范围内普遍增加，在西南和沿海地区甚至增加了50%，华北、东北及西部地区增加了10%～40%，产地的自然环境对植物重金属含量有直接的关系。福建省内重工业活动较大，各类工业生产排放废气沉降及有机农药化肥的使用容易导致根部、叶面的主动或者被动吸收，造成直接污染。工业磷肥长期施用也可能导致土壤重金属含量增加。凹叶厚朴是木兰科属木兰科亚属中一种珍贵的经济树种，其树干通直、材质轻软、叶大荫浓，花大美丽，亦常作为城市绿化、行道庭荫及风景林树种，栽培环境条件复杂，栽培管理参差不齐，易受环境中Cd重金属污染。

目前对厚朴的研究主要致力于栽培技术、生长节律、化感物质、转基因、药理作用等方面，关于 Cd 胁迫对厚朴叶绿素荧光特性的影响的研究仍鲜见报道，Cd胁迫对厚朴幼苗生长、叶绿素SPAD和光合特性的影响程度也不十分清楚，针对药用植物体内Cd积累量的研究较少。本试验以盆栽厚朴2年实生苗为研究对象，研究Cd对厚朴幼苗生物量、光合色素含量和叶绿素荧光参数的影响。分析不同剂量Cd对厚朴幼苗Cd积累量、生长、叶绿素光合特性的影响程度，研究厚朴幼苗对Cd胁迫的生理响应，并揭示其对Cd胁迫的积累、生长的影响，探讨重金属Cd对厚朴生长发育的影响及响应机制，为栽培管理提供技术支持。

1 材料与方法

1.1 试验材料和设计

试验材料来自福建省三明市明溪县胡枋镇厚朴种植基地，选用2年生的凹叶厚朴幼苗为供试对象。在2015年6月初移植于福建省农林大学林学院苗圃试验地，进行缓苗备用，室内试验在福建农林大学工业原料林研究所进行。2015年8月中旬，将泥炭土风干粉碎并过40目筛，以CdCl2·2.5H2O为Cd源，用蒸馏水配制溶液施Cd，设置0、50、100、200 和300 mg·kg-1等5个处理组。土壤均匀加入Cd溶液，保持潮湿平衡15 d后，装入规格20 cm×25 cm的花盆，每盆4 kg土壤。选取生长良好、大小一致的厚朴实生苗，株高(30±1.5)cm，胸径(0.16±0.025)cm，无分枝。随机移栽入施有Cd土壤的花盆中，每个处理10盆，每盆1株。试验用苗统一置于苗圃大棚进行常规田间管理培养，土壤基本理化性质见表1,Cd含量未被检出。试验从2015年9月初至2015年10月底，历时60 d。

表1 福建省农林大学林学院苗圃试验地土壤基本理化性质

1.2 测定指标与方法

凹叶厚生物量用烘干称重法测定；植物各组织Cd含量采用HNO3-HClO4消化反应(上海屹尧COOLPEX灵动型微波仪，中国)，AA-7050原子吸收分光光度计测定[9]。

生理指标的测定：取植物顶端往下数第5～7片新鲜成熟功能叶为测试对象并做标记，叶绿素含量用便携式叶绿素仪SPAD-502进行测量[5]，6次测定数据取平均值记为 1 次重复，测定4个重复；叶绿素荧光参数采用OS5P脉冲调制式叶绿素荧光仪(北京易科泰生态技术有限公司，中国)，测定厚朴幼苗所标识的叶片叶绿素荧光参数变化[6,8]，5次测定数据的平均值为1个重复，测定4个重复。

1.3 统计分析

试验数据处理与统计分析采用SPSS18.0(Duncan法显著性检验，P<0.05)利用 Excel 2010制图。

2 结果与分析

2.1 厚朴幼苗生物量和各部分组织Cd含量

厚朴幼苗根部分生物量除Cd1组与CK组没有显著差异外，其余3组各组植株与对照相比均显著下降(P<0.05)。其中Cd2、Cd3、Cd4组有显著差异(P<0.05)，厚朴幼苗地上组织部分生物量随Cd含量的增加呈显著下降趋势，5个Cd胁迫彼此有显著差异，Cd胁迫60 d，Cd1、Cd2、Cd3、Cd4组地上部分生物量分别为CK植株的82.73%、64.31%、55.68%、43.25%。

随着土壤Cd含量的增加，厚朴幼苗根部Cd积累量呈上升的趋势。与CK组相比，Cd1、Cd2、Cd3、Cd4组植株Cd含量呈显著变化(P<0.05)；厚朴幼苗地上部分Cd含量Cd1、Cd2、Cd3、Cd4组两两之间显著变化，均高于CK组(P<0.05)。Cd1、Cd2、Cd3、Cd4等4个Cd胁迫组厚朴幼苗根部分干质量Cd含量为210.89、241.41、279.77、312.19 mg·kg-1，地上部分干质量Cd含量分别为9.27、9.45、12.55、13.58 mg·kg-1。

与CK组相比，厚朴幼苗株高增长量随Cd含量的增加而下降，而Cd1组没有显著的变化，Cd2、Cd3、Cd4组有显著下降，彼此之间存在显著变化(表2)。Cd胁迫60 d时，Cd1、Cd2、Cd3、Cd4组厚朴幼苗株高增长量分别为CK组植株的102.13%、95.24%、87.32%、82.17%(表2)。

表2 不同Cd胁迫下厚朴幼苗生物量及各组织部分Cd含量±s)

注：同列数据后不同小写字母代表0.05水平差异显著。下表同。

2.2 Cd对厚朴幼苗叶绿素含量SPAD的影响

植物在逆境胁迫下，叶绿素合成受阻，因此叶绿素含量通常作为逆境伤害的指标之一[10]。由表3可以看出，随着Cd浓度的增加叶绿素SPAD值呈下降的趋势,这与朱宇光等[11]研究结论相同。与对照CK组比较而言，不同Cd含量下(50、100、200、300 mg·kg-1),叶绿素SPAD值分别下降了4.99%、9.08%、12.62%、14.60%。方差分析结果表明，CK与50、100 mg·kg-1Cd胁迫处理差异不显著，与200、300 mg·kg-1差异极显著。

表3 不同Cd胁迫对厚朴幼苗叶片鲜叶绿素SPAD含量的变化

Table 3 Changes on SPAD content of young leaves of magnoliaOfficinalisunder Cd stress

Cd胁迫/(mg·kg-1)叶绿素SPAD值0419833±092a50398833±07986ab100381667±09672ab200366833±16655b3003585±11882b

2.3 Cd对厚朴幼苗叶绿素荧光特性的影响

随着土壤Cd含量升高而厚朴幼苗的PSⅡ的最大量子产量(Fv/Fm)显著下降(P<0.05，图1)，说明厚朴降低PSⅡ实际的转化效率。在Cd胁迫60 d后，与CK组相比，Cd1，Cd2组没有显著差异性，Cd3、Cd4组显著性差异依次下降，Fv/Fm分别降为CK组的98.66%、98.47%、98.15%、95.72%。

与CK组植株相比，厚朴幼苗的ΦPSⅡ的光化学有效量子产量均出现显著下降(P<0.05，图2)。Cd胁迫60 d，方差分析结果表明，与CK组相比，Cd1组没有显著差异性，Cd2、Cd3、Cd4组显著性差异依次下降，Fv/Fm分别降为CK组的98.72%、96.84%、93.18%、81.98%。

从图3可以看出4个Cd处理下厚朴幼苗的ETR与CK组相比均显著下降(P<0.05)，Cd1组与CK组没有显著变化，但Cd2、Cd3、Cd4组与其有显著差异(图3)，Cd1、Cd2、Cd3、Cd4组厚朴幼苗的光合电子传递效率ETR分别降为98.93%、96.80%、93.11%、81.89%。

厚朴幼苗的化学淬灭系数qP随着Cd浓度的增加都表现出显著下降趋势(P<0.05，图4)，Cd1、Cd2、Cd3等3个Cd胁迫组厚朴qP彼此之间无显著变化，但Cd4组显著低于对照(P<0.05，图4)，分别下降为CK植株的97.96%、95.47%、84.60%、61.35%。NPQ随着Cd胁迫的增加呈下降趋势，但各组之间没有差异性显著，5个Cd胁迫组枫杨qP彼此之间无显著变化，分别下降为对照植株的97.41%、92.62%、82.15%、57.71%(图5)。

3 讨论与结论

厚朴幼苗根干质量Cd积累含量为220.16～325.76 mg·kg-1，地上组织部分干质量Cd积累为9.27～13.56 mg·kg-1，根部镉积累量占到全株Cd积累量的95.71%～96.23%，这也解释了大多数植物对金属积累在根部[12-13]。其地下组织部分Cd含量高于地上组织部分，说明厚朴幼苗根吸收的镉主要积累在根部，Cd可能通过植物根部的皮层组织进入共生体通道达到木质部，限制及减少Cd向地上部分转移积累，以减轻Cd害，阻止了Cd向厚朴幼苗地上部分的转移。这与生长在金属冶炼厂的植物相同[14-15]。一般情况下，Cd是一种植物非必需的元素，在体内含量是极低，当超过一定程度时候，植物生长发育与体内代谢受到影响，植物的生物量和生理生态发生变化[16],生长受到抑制，植株矮化，光合色素降低，根是受到抑制最严重的器官[17],随着Cd胁迫含量升高而受到的抑制越明显[18]。

植物在重金属胁迫下，整个植株或者是部分植物生长发育会受到阻碍，植物胁迫表现出快速的响应，其表观形态发生变化。土壤在Cd为50 mg·kg-1时，对厚朴幼苗的生物量、株高，具有一定刺激作用，Cd为100 mg·kg-1时，植株生长发育受到影响。重金属影响了叶绿素生物合成的相关酶活性和抑制了叶绿素的合成[19],也可能是重金属胁迫下活性氧自由基作用,使叶绿体结构功能作用中心D1蛋白遭破坏或叶绿素分解[20]。试验研究结果表明，厚朴叶绿素含量SPAD值与Cd胁迫表现出显著的负相关。随Cd胁迫含量的上升，SPAD值出现下降的趋势，植物在Cd为300 mg·kg-1时，SPAD最低。SPAD值的下降在一定程度上影响活性氧的清除。这可能是植物在高量重金属下，过多活性氧的来不及清除，引起作用中心D1蛋白的破坏和叶绿素的降解，从而光合机构造成伤害[21]。Cd胁迫下凹叶厚朴出现叶黄PSⅡ量子产量传递效率降低，PSⅡ氧化段的电子传递受阻，许多酶活化剂、氨基酸、蛋白质合成受到抑制等症状，也解释了Cd对植物毒害机制。

植物光合机构状态常用叶绿素荧光参数来表示，植物叶片PSⅡ荧光参数(Fv/Fm)，是衡量植物原初光能转换效率高低的依据。植物在重金属胁迫环境中，抑制光合作用，减少向PSⅡ光能的分配，修复光合保护系统，修复D1循环蛋白，进而使光合机构降解速率超过修复速率[22]。随着Cd胁迫含量上升，厚朴幼苗最大光化学效率(Fv/Fm)呈显著下降(P<0.05)，分别下降了1.34%，1.53%，1.85%，4.28%，说明Cd对厚朴幼苗PSⅡ原初光能转换效率影响程度逐渐增大，产生了光抑制现象。从图2、图3可以看出Cd胁迫下厚朴ΦPSⅡ和ETR受到显著的抑制，Cd在300 mg·kg-1时，电子传递受到抑制效应最大，表明厚朴幼苗PSⅡ反应可逆中心失活或遭破坏，降低PSⅡ向PSⅠ光能分配，耗散过剩的光能。Cd胁迫使ΦPSⅡ电子传递受到阻碍[23]，ΦPSⅡ供体测和受体测遭到破坏，进而对光合结构破坏[24-25]。PSⅡ的天线系统的NPQ图5，表明随着Cd胁迫含量升高，厚朴自身光适应能力总体呈现下降的趋势，植物不能通过自身的热耗散来减轻光抑制的损害进而维持稳定光合作用。这可能是厚朴幼苗以减轻镉害采用避性策略。

[1]MORENO-CASEI LES J,MORAL. A,PEREZ-ESPLNOSA R.Cadmium accumulation and distribution in cucumber plant[J]. Journal of Plant Nutrition, 2000,23(2):243-350.

[2]VASSILEV A, TSONEV T, YORDANOV I. Physiological response of barley plants(hordeum vulgare)to cadmium contamination in soil during ontogcncsis[J]. Environmental Pollution, 1998,103(2/3):287-293.

[3]LUX A, MARTINKA M, VACULIK M， et al. Root responses to cadmium in the rhizospherc:a rcvicw[J]. Journal of Expcrimcntal Botany,2011,62(1):21-37.

[4]DALCORSO G. Heavy Metal Toxicity in Plants[M]. Furini A.Plants and Heavy Metals.New York:Springer Press,2012:1-26.

[5]张鑫,李昆伟,陈康健,等. 镉胁迫对丹参生长及有效成分积累的影响研究[J]. 植物科学学报,2013,(6):583-589.

[6]GENTY B,BRIANTAIS J M,BAKER N R.The relationship between quantum yield of photosynthetic electron transport and quenching of chlorophyll fluorescence[J]. Biochimica and Biophysica Acta,1989,990(1):87-92.

[7]BDEMMIG-ADAMS,WW ADAMS. XanthophyⅡ cycle and light stress in nature; uniform response to excess direct sunlight among higher plant species[J]. Planta, 1996,198(3):160-170.

[8]NMAXWELL K,JOHNSON G N.Chlorophyll fluorescence-a practical quide[J]. Journal of Experimental Botany,2000,51(315):659-668.

[9]国家药典委员会.中华人民共和国药典:一部[M]. 北京:化学化工出版社,2005.

[10]LIANG Q H,HUANG W H,JARIS P. Use of a SPAD meter to measure leaf chlorphy 2 concentration in Arabidopsis thaliana[J]. Photosynth Res,2011,107:209.

[11]朱宇林,曹福亮,汪贵斌,等. Cd、Pb胁迫对银杏光合特性的影响[J]. 西北林学院学报,2006,(1):47-50.

[12]贾中民,程华,魏虹,等. 三峡库区岸生植物秋华柳对镉胁迫的光合响应[J]. 林业科学,2012,(6):152-158.

[13]PRASAD M N V.Heavy metal stress in plants: from biomolecules to ecosystems[M]. Second Edition.Berlin:Springer Press,2004:48-170.

[14]DAHMANI-MULLER H, et al. Strategies of heavy metal uptake by three plant species growing near a metal smelter[J]. Environmental Pollution, 2000. 109(2): p. 231-238.

[15]STOLTZ E，GREGER M. Accumulation properties of As，Cd，Cu，Pb and Zn by four wetland plant species growing on submerged mine tailings[J]. Environmental and experimental botany,200247(3):271-280.

[16]宋波,高定,陈同斌,等. 北京市菜地土壤和蔬菜铬含量及其健康风险评估[J]. 环境科学学报,2006,(10):1707-1715.

[17]郭燕梅,王昌全,李冰.重金属镉对植物的毒害研究进展[J]. 陕西农业科学,2008,(3):122-125.

[18]CHUTZENDUBEL A,SCHWANZ P,MATYSIK J,et al. Cadmium induced changes in antioxidative systems, hydrogen peroxide content and differentiation in，scots pine roots[J]. Plant Physiology， 2001,127:887-898.

[19]RUONG P N V,CLARIDGE J.Effects of heavy metals toxicities on vetiver growth[J]. Vetiver Newsletter,1996. 15 32-36.

[20]孙赛初,王焕校,李启任. 水生维管束植物受镉污染后的生理变化及受害机制初探[J]. 植物生理学报,1985,(2):113-121.

[21]KAZNINA N M, LAIDINEN G F,TITOV A F, et al.Effect of lead on the photosynthetic apparatus of annual grasses[J]. Biol Bull,2005,32 (2):147.

[22]BARCELO J, POSCHENRIEDER CH, ANDREU I, et al. Cadmium Induced Decrease of Water Stress Resistance in Bush Bean Plants(PhaseolusvulgarisL,cv.Contender).1:Effects of Cd on Water Potential,Relative Water Content，and Cell Wall Elasticity[J].Journal of Plant Physiology, 1986,125(1/2):17-25.

[23]万雪琴,张帆,夏新莉,等. 镉胁迫对杨树矿质营养吸收和分配的影响[J]. 林业科学,2009,(7):45-51.

[24]蒋文智,黎继岚. 镉对烟草光合特性的影响[J]. 植物生理学通讯,1989,(6):27-31.

[25]蒋文智,黎继岚. 镉对光合器膜系统结构的影响[J]. 云南大学学报：自然科学版,1992,(3):318-323.

(责任编辑：黄爱萍)

Effects of Cd Stress on Biomass and Photosynthesis Fluorescence Characteristics ofMagnoliaofficinalis

CHEN Jian-cheng1，LUO Rui1，LIU Jia-qi1，LU Ning1，WAN Juan1，WU Yu-xiang2，ZHENG Yu-shan1，CHEN Li-guang1*

(1.CollegeofForestry，FujianAgricultureandForestryUniversity，Fuzhou，Fujian350002；2.CollegeofForestry，FujianAgricultureandForestryUniversity，Fuzhou，Fujian350002，China)

Two-year-oldMagnoliaofficinalisseedlings were used in this experimentation. Effects of Cd stress on the biomass, chlorophyll SPAD value, and chlorophyll fluorescence characteristics, as well as Cd contents in various parts of the plant, under 5 gradients of Cd stress including 0 (CK), 50, 100, 200, and 300 mg·kg-1were studied to unveil the underlying mechanism. In the seedling plants and parts, it was found that the highest accumulated Cd concentrations (dry weight) were 325.76 mg·kg-1in the roots, and 13.56 mg·kg-1in the aboveground parts. In general, 95.71%-96.23% of the total Cd accumulated on the plant were found in the roots. The seedling height decreased with increasing Cd concentration. Compared with CK, all treatment groups except 50 mg·kg-1, showed significant decreases on SPAD chlorophyll. When the Cd concentration was low, the plants appeared to adapt and continue to grow and metabolize. Nonetheless, the PSII maximum quantum yield (Fv/Fm), actual photochemical quantum yield (ΦPSⅡ), chemical quenching (qP), and electron transport efficiency (ETR) were significantly decreased due to high Cd stress as compared to CK indicating that the energy capture from the sunlight, ETR, PSII activity, and metabolism were all suppressed resulting in damage to the plant.

Cd stress;Magnoliaofficinalis; biomass; chlorophyll SPAD value; chlorophyll fluorescence characteristics

2016-05-06初稿；2016-07-28修改稿

陈剑成(1989-)，男，研究方向:药用植物栽培(E-mail:cjcheng15@139.com)

*通讯作者：陈礼光(1974-)，男，副教授，主要从事森林培育方面研究(E-mail:fjclg@126.com)

国家科技支撑计划(2011BAI01B06)；福建省科技重点项目(2009Y0003)

S 719

A

1008-0384(2016)09-939-06

陈剑成，罗睿，万娟，等. Cd胁迫对凹叶厚朴生物量及光合荧光特性的影响[J].福建农业学报，2016，31(9)：939-944.

CHEN J-C，LUO R，WAN J，et al.Effects of Cd Stress on Biomass and Photosynthesis Fluorescence Characteristics ofMagnoliaofficinalis[J].FujianJournalofAgriculturalSciences，2016，31(9)：939-944.