拟南芥PPRs基因与莲座叶衰老之间的关系

朱正火, 任育军, 李燕云, 缪　颖

(福建农林大学生命科学学院分子细胞和系统生物学中心，福建 福州 350002)



拟南芥PPRs基因与莲座叶衰老之间的关系

朱正火, 任育军, 李燕云, 缪颖

(福建农林大学生命科学学院分子细胞和系统生物学中心，福建 福州 350002)

研究了拟南芥中一个PPR(称PPRs)基因与莲座叶片衰老之间的关系.实时定量PCR分析发现这个基因在生长7周的拟南芥各种组织中几乎都有表达，在莲座叶、花序和角果中的表达较高，在莲座叶中的表达随植株的生长和衰老进程呈不断下降的趋势.体外衰老相关因素处理试验结果显示，在4周的莲座叶中因进行离体处理，叶片衰老的程序提前启动，PPRs基因的表达降至6周时叶片中的水平，而茉莉酸，冷、热和干旱处理则延缓了PPRs表达水平的降低.通过鉴定获得PPRs的超表达和反义抑制转基因植株，并对植株的莲座叶衰老表型进行观察，发现超表达和反义抑制植株叶片的衰老进程与野生型相比并无太大差别，但在茉莉酸处理后PPRs超表达植株表现出延迟衰老的表型.在超表达植株中检测一些与叶片衰老相关基因的表达，发现与野生型相比有些基因的表达出现明显变化.以上结果表明这个PPRs基因在拟南芥中可能在某种程度上参与了一些外源因素诱导下加速生长期拟南芥莲座叶片衰老进程的负调节.

PPR基因; 叶片衰老; 拟南芥; 超表达转基因植株

PPR(pentatricopeptide repeats)蛋白又称三角状五肽重复蛋白，是陆生植物中最庞大的蛋白家族之一，在大多数植物的基因组中一般包含超过400个以上编码PPR蛋白的基因[1].在过去的几十年中，随着分子生物学、结构生物学和高通量测序技术的不断进步和普及，研究者对植物中PPR基因家族的数量和它们编码的蛋白在植物细胞中所发挥的分子功能以及所参与的生理过程知道的越来越多[2-3].目前大部分的研究显示典型的PPR蛋白主要定位于植物细胞的线粒体或是叶绿体中，通过结合到一个或是几个线粒体或叶绿体基因组编码的转录本上，对这些转录本RNA序列的剪切、转移、加工和翻译等过程进行调控，最终影响这些转录本的表达和功能[1].这些共同的调控作用对于线粒体和叶绿体的生成以及功能的发挥都有着深远的影响，并最终影响植物的光合作用、呼吸作用、胚胎发生、植株生长以及对周围环境的胁迫和响应等[1,4-5].叶片衰老是植物生长发育和死亡的必然过程，对植物的生长、瓜果蔬菜等器官的形成以及粮食作物等品质和产量的最终构成都有着重要的影响[6].研究显示叶片衰老不仅受到植物内在基因的调控，也受到内外环境因素的诱导[7-8].而线粒体和叶绿体作为植物叶片感受逆境信号的重要细胞器在植物感受环境变化的逆向信号传导过程中发挥着重要的功能[9-10].研究发现很多与叶绿体和线粒体功能相关的基因已经被证明参与了对叶片衰老的调控，如单链DNA结合蛋白Whirly家族以及其它定位于线粒体或叶绿体中的核基因组编码的转录因子等[11-13].本文研究了一个拟南芥基因组中定位于叶绿体(质体)中的PPR(称为PPRs)基因与莲座叶片衰老调控之间的关系.通过表达分析和转基因相关实验的研究发现这个PPRs基因与莲座叶片衰老之间存在一定的负相关性，表明这个基因可能在调控生长期的拟南芥莲座叶响应外源衰老诱导因素胁迫的过程中发挥一定的功能.

1　材料与方法

1.1材料

野生型拟南芥Columbia生态型(ArabidopsisthalianaCol-0)种植于福建农林大学生科院分子细胞和系统生物学中心温室内，温度22±1 ℃，湿度65%，光照16 h/黑暗8 h，花多多1号通用肥按照1∶2 000倍稀释作为营养液.在此培养条件下生长7周的植株按照根、花序茎、莲座叶、茎生叶、花序(混合)和角果(混合)进行取材，液氮速冻后-80℃保存备用.收集生长4、5、6、7、8、9周的植株的莲座叶，液氮速冻后-80 ℃保存备用.收集生长4周的莲座叶的第5、6、7、8片真叶，体外进行衰老相关因素的诱导处理，处理时间为24 h，处理因素包括：(1)植物激素：150 μmol茉莉酸(JA)、100 μmol水杨酸(SA)、20 μmol脱落酸(ABA)、50 μmol生长素(IAA)和50 μmol赤霉素(GA3)；(2)胁迫：暗处理、冷处理(4 ℃)、损伤处理、干旱处理、高温处理(42 ℃)和双氧水处理，以上材料在处理结束后快速收集，液氮速冻后置-80 ℃保存.

1.2方法

1.2.1总RNA的抽提和检测采用全式金(TransGen)公司生产的TransZolUp总RNA抽提试剂(ET111-01)对1.1中收集的样品进行总RNA的分离，1.2% TAE琼脂糖凝胶电泳检测总RNA的完整性，并在NanoDrop2000超微量分光光度计上进行浓度测定.提取的总RNA置-80 ℃保存.

1.2.2cDNA第一链的合成采用康为生物公司(CWBIO)生产的HiFiScript快速去基因组cDNA第一链合成试剂盒(CW2582)对1.2.1中提取的总RNA先进行基因组消化，然后进行反转录反应合成第一链cDNA，具体操作步骤详见试剂盒说明书，总RNA的反转量为1 μg.

1.2.3基因的半定量及定量PCR检测半定量PCR检测参照康为生物公司(CWBIO)生产的2×Es TaqMasterMix(CW0690)PCR扩增系统提供的说明书进行，拟南芥看家基因GAPC作为对照基因对1.2.2中合成的不同来源的cDNA进行一致化，GAPC基因扩增的引物为：F:5′-ACCACTGTCCACTCTATCACTGC-3和R:5′-TGAGGGATGGCAACACTTTCCC-3′，扩增的循环数为25.PPRs基因的检测引物为：F:5′-GAGCCAGAGAATCCAGCTCC-3′和R:5′-CGAGTGTAATACCCCGCACA-3′，扩增的循环数为32.扩增产物于2.0% TAE琼脂糖凝胶上检测条带大小和亮度.半定量PCR检测每种组织或处理进行3个生物学重复.

定量PCR检测参照康为生物公司(CWBIO)生产的UltraSYBR Mixture (with ROX)试剂(CW0956)提供的说明书及其使用条件进行，反应体积为20 μL，每管加入1 μL的模板cDNA.定量PCR检测使用的引物和半定量PCR检测时使用的引物相同.定量PCR反应在BIO-RAD CFX Connect定量PCR仪上进行，每个组织或处理进行3个生物学重复和3次技术重复.

1.2.4PPR蛋白的亚细胞定位检测利用实验室已经构建好的PPRs-GFP亚细胞定位载体通过基因枪转化系统在洋葱表皮细胞中检测PPRs蛋白的亚细胞定位.作为参照，同时检测只表达GFP和另一个带质体定位信号的GFP(CTP-GFP)的定位情况.基因枪转化洋葱表皮细胞的具体操作步骤参见文献[14].

1.2.5PPRs基因超表达和反义抑制转基因植株的筛选和鉴定利用0.01%(v/v)的除草剂对实验室前期构建的PPRs基因超表达(OE-PPRs)和反义抑制(antisense-PPRs,AN-PPRs)转基因植株的T1代进行抗性筛选，并对抗性植株进行PPRs表达水平的鉴定，方法参照1.2.3中半定量及定量PCR检测PPRs基因表达的方法.T1代转基因植株继续种植及抗性筛选获得T2和T3代，最后通过计算分离比以及抗性筛选在T3代植株中鉴定出纯合体.

1.2.6PPRs基因超表达和反义抑制转基因植株莲座叶片衰老表型的观察按照1.1中温室培养拟南芥的方法对野生型、OE-PPRs和AN-PPRs转基因植株进行种植，并在生长的第4、5、6、7、8周观察两种不同PPRs基因型植株莲座叶生长和衰老表型的差异，统计黄绿叶在每种基因型植株莲座叶中的分布比例[11]，确定PPRs基因的表达对莲座叶衰老表型的影响.

采用1.1中体外处理的方法，利用150 μM JA对野生型、OE-PPRs和AN-PPRs生长4周植株的第5、6、7和8片真叶进行体外处理3天，观察PPRs超表达和反义抑制植株莲座叶衰老表型与野生型植株的差别.

1.2.7衰老相关基因的表达检测按照1.2.3中检测基因表达的方法检测衰老相关基因在野生型和OE-PPRs植株莲座叶中的表达差异，检测的基因及其引物为：CAMTA3(F:5′-GGAAGCTCATGAGAGGTTGAAGGC-3′,R:5′-AGCAACCAGTAACTGCGTCTTTG-3′);DLS1(F:5′-TCTATGTCCTCTCCGTTTCCAGTG-3′,R:5′-CCACGAGAGTTTCAGAAGCACCAG-3′);AHK1(F:5′-GCAGATGTTGCAAAGTCACAGTTC-3′,R:5′-TGCCTGTGCGGTCCTAACATAATC-3′);NANC053(F:5′-AACTGGTGTTCACCAAGATGCG-3′,R:5′-TTTAGGTCCGGAGCCACTCTTC-3′);WRKY70(F:5′-TGAGCTCGAACCCAAGATGTTCAG-3′,R:5′-TGCTCTTGGGAGTTTCTGCGTTG-3′);GLN1(F:5′-TTCGCAGCTACCAAAGTGGAAC-3′,R:5′-GTGTACGCATCGCACATGACAAG-3′);ATG5(F:5′-GTGGCTGGACAAGTTAAGACAGC-3′,R:5′-ACTCAACAGGGCGATTAAGGTACG-3′);SAUR34(F:5′-ATGCCTGACCGGAATTCTCAACC-3′,R:5′-ATTAGCTCCACGACGGAGACAC-3′);ATG7(F:5′-ACGTGGTTGCACCTCAGGATTC-3′,R:5′-ACTAAGAGTTCAACGGCGAGAGC-3′);COR78(F:5′-TGGACAAAGCAATGAGCATGAGC-3′,R:5′-TGGACAAAGCAATGAGCATGAGC-3′);COR15B(F:5′-AAGAGTGAGCTCGTCGTCGTTG-3′,R:5′-TCAGAAGCTTTCTTTGTGGCTTCG-3′).

2　结果和分析

2.1PPRs基因在野生型拟南芥不同组织和器官中的表达模式

收集野生型拟南芥生长7周植株的根、花序茎、莲座叶、茎生叶、花序和角果，检测本文中所研究的这个PPRs基因在这些组织中的表达特异性.实时定量PCR的结果显示这个PPRs基因在所有检测的组织中都有表达，在根中的表达最低，而在莲座叶、花序和角果中的表达较高(图1)，表明这个PPRs基因在莲座叶、花序和角果中可能发挥一定的功能.

2.2PPRs基因在莲座叶中随生长和叶片衰老进程表达量的变化分析

为了进一步检测这个PPRs基因的表达和功能是否与莲座叶片的衰老存在相关性，我们检测了这个基因在野生型拟南芥生长4、5、6、7、8、9周的莲座叶中的表达情况.如图2A所示，4到5周植株的莲座叶还处在叶片生长的阶段，但在植株由营养生长转化到生殖生长阶段后(第5周到第6周)，莲座叶也开始由生长转化为进入衰老的阶段，并伴随着植株的开花和角果的生长和成熟，莲座叶的衰老状况越来越严重(第6周到第9周)，并最终完全干枯和死亡(10周以后).我们检测了PPRs基因在植株从第4周到第9周莲座叶中的表达情况，定量PCR的结果显示PPRs基因在第4周时的表达最高，并伴随着植株的进一步生长以及从营养生长转入生殖生长，PPRs的表达下降，并在第6周时达到最低，然后从第7周开始略微上升并一直维持在低水平的表达(图2B).以上结果显示PPRs基因的表达与莲座叶片的衰老可能存在一定的负相关性，这个基因在莲座叶片衰老的过程中可能起负调控的作用.

2.3各种衰老相关因素处理对莲座叶中PPRs基因表达水平的影响

植物衰老除了受到自身遗传基因的调控外，还受到植物激素和多种内外环境因素等的诱导和抑制[15].我们通过体外处理的方式将生长4周的野生型植株的莲座叶片置于这些衰老诱导或抑制因素的处理下，24 h后收集处理的叶片并检测PPRs基因在这些不同处理条件下表达量的变化.图3的结果显示，与及时剪取而未作任何处理的4周莲座叶片中PPRs的表达相比(CK 0 h)，即使在对照试验组中(CK 24 h)，因为叶片已剪下24 h，本身已启动了衰老程序，因此PPRs基因的表达较新鲜叶片而言仍出现降低，接近于自然生长情况下6周叶片中表达的水平(图2B).在此种情况下，我们发现在植物激素处理组中，茉莉酸的处理可以延缓PPRs基因表达水平的降低，而其他激素处理的效果则不明显(图3A)；在非生物胁迫处理组中，冷、热和干旱处理可以明显延缓PPRs基因表达水平的降低，其中热处理的延缓作用最为明显(图3B).以上结果表明PPRs基因虽然在4周植株的莲座叶中表达水平最高，但一旦叶片开启了衰老程序(如将其剪下)，PPRs基因的表达水平即刻降低，而在离体条件下某些因素如JA、冷、热和干旱处理等则可以延缓PPRs基因表达水平的降低.以上结果进一步说明PPRs基因表达水平的降低与叶片从生长走向衰老之间存在一定的负相关性.

2.4PPRs蛋白定位于洋葱表皮细胞的质体中

前人的研究发现植物中典型的PPRs蛋白主要定位于细胞的线粒体或是叶绿体中，并在这些细胞器中行使特定的功能[1,4].我们对文中研究的PPRs基因编码的蛋白在细胞中的定位情况进行了探讨，在PPRs蛋白的C端连接绿色荧光蛋白(GFP)并通过基因枪系统转化洋葱表皮细胞(图4A)，同时设置一个质体特异性定位的GFP(CTP-GFP)(图4B)和一个不带特异定位信号的GFP(图4C)作为对照，我们发现PPRs-GFP在洋葱表皮细胞中的定位与质体特异性定位的GFP(CTP-GFP)相同，而与不带特异定位信号的GFP明显不同(图4)，表明这个PPRs蛋白特异定位于洋葱表皮细胞的质体中，可能在拟南芥叶肉细胞的质体/叶绿体中发挥功能.

2.5PPRs超表达和反义抑制转基因植株的获得以及在自然生长情况下的莲座叶片衰老状态鉴定

为了对PPRs基因的功能和拟南芥莲座叶片衰老之间的相关性有更深入的了解，我们筛选了这个基因的超表达(overexpressing,OE-PPRs)和反义抑制(antisense,AN-PPRs)转基因植株，并对这些植株中PPRs基因的表达水平进行了鉴定.在检测的3个PPRs反义抑制转基因植株中PPRs的表达水平降低了67倍以上(图5A)，而在超表达植株中PPRs的水平上升了190倍以上(图5B).对转基因植株T3代纯合体的莲座叶自然衰老的表型进行观察，发现在短日照情况下(延长植株的生长期便于观察衰老表型)生长8周的植株不论是野生型还是转基因都呈现出一定的衰老特征，但是转基因和野生型的莲座叶之间的衰老状态并没有显著的差别(图5C)，尽管莲座叶黄绿叶的比例统计显示OE-PPRs植株的绿叶比例较野生型和AN-PPRs植株略高一点(图5D).在AN-PPRs生长6周植株的莲座叶中用半定量PCR的方法检测了一些与衰老相关基因的表达，发现有些基因在AN-PPRs中较野生型相比表达水平出现一定的增强，如CAMTA3、GLN1、AHK3、ATG5、ANAC053和SUAR34等，使AN-PPRs植株相对于野生型表现出一定的分子衰老表型，但因为除CAMTA3、GLN1和AHK3之外其他基因表达水平的变化不太显著(图5E)，因此在视觉上AN-PPRs植株的叶片衰老表型与野生型并无太大差别.综合PPRs基因在野生型莲座叶中随生长和叶片衰老进程表达量的变化情况(图2)、PPRs转基因植株莲座叶片自然衰老的统计结果(图5C-D)以及一些衰老基因半定量PCR检测的结果(图5E)，以上的研究表明在6周以后的植株自然衰老情况下，PPRs基因可能并不直接参与对莲座叶片衰老的调节，或者说单独的PPRs基因还不足以实现对叶片衰老的调节.

2.6莲座叶处在生长期的PPRs超表达植株对JA体外诱导的叶片衰老进程具有明显的延迟效应

鉴于在自然生长情况下野生型、OE-PPRs和AN-PPRs植株的莲座叶并未表现出在衰老进程上明显的差别，我们想知道通过体外衰老诱导因素处理后植株提前进入衰老程序的过程中3种PPRs不同表达水平的差异是否对胁迫因素诱导的衰老产生不同的响应.为了实现这个目的，我们剪取了自然生长情况下4周的野生型、OE-PPRs和AN-PPRs植株的第5、6、7和8片莲座叶，将它们正面朝上漂浮于添加有150 μmol JA的1/2MS培养液中，同时为了便于比较，还设置了不添加JA的对照.以上的处理组和对照组在正常培养条件下处理3 d，然后观察叶片的衰老程度.如图6A所示，在不添加JA的对照组中，经过3 d的处理，野生型、OE-PPRs和AN-PPRs植株的叶片并未表现出明显的衰老症状，3种不同PPRs表达背景的叶片之间看不出明显的差别；而在JA处理组这边，野生型和AN-PPRs植株的第5-8片莲座叶都表现出强烈的衰老表型，但它们之间的衰老状况看不出明显的差异，这可能需要设置更为精细的JA处理条件才能加以区分.而在同样的JA处理条件下，OE-PPRs的叶片在JA处理后相对于野生型和AN-PPRs表现出明显的衰老延迟效应，而且随着叶片的幼嫩程度越高(第5至第8)，衰老延迟的效应也越明显.以上结果说明在莲座叶还处在生长期的阶段(5周以前)，如果有外部因素诱导叶片提前进入衰老程序，那么PPRs的高表达可以帮助叶片延缓进入衰老的时间，而且叶片越幼嫩，其延迟进入衰老程序的时间也将越长.因此，在生长期的莲座叶中(5周以前)，PPRs的表达水平与胁迫诱导的叶片衰老程度之间存在负相关，这一结果与试验2.3中的结果相一致.

为了弄清PPRs基因超表达延迟叶片提前进入衰老程序的分子机理，我们在JA处理后的OE-PPRs和野生型的叶片中检测了结果2.5中所描述的与衰老相关基因的表达.实时定量PCR的结果显示，在这些被检测的基因中，CAMTA3、DLS1、AHK1、NANC053、WRKY70、GLN1、ATG5、SAUR34和ATG7基因在OE-PPRs叶片中的表达相对于野生型植株呈显著性下调，而COR78和COR15B基因的表达则正好相反(图6B)，这些衰老相关基因表达水平的变化趋势与它们在野生型中自然衰老状态下的变化趋势是一致的(结果未展示)，表明它们很可能在OE-PPRs植株中作为调控的下游基因参与了衰老诱导因素胁迫下对发育期叶片提前进入衰老程序的调节.

3　讨论

叶片衰老是由多因素控制并协同调节的过程，除了受到遗传因素的调控外，各种内外因素的胁迫和诱导都可能促使叶片提前产生衰老表征[6-8]，从而对植物的生长、发育和结实等过程产生深远的影响，最终对农作物的经济农艺性状进行人为调控[6].为了了解植物在自然衰老和胁迫因素诱导衰老的过程中所涉及的分子机理，以往的研究主要通过突变体分析、大规模转录组测序等方式寻找到了很多可能引发植物衰老的诱因以及与之相关的基因调控网络[16-17]，这些前期工作的积累使我们对植物衰老的分子调控已经有了一定的认识，也掌握了一定的经验来控制植物衰老的进程[18].以前的研究显示细胞核作为基因表达的分子调控中心在植物感受机体内外衰老信号的过程中发挥着核心作用[6-8,17]，而最新的研究显示线粒体和叶绿体作为植物细胞中携带遗传信息的细胞器在传递植物逆境信号，协调细胞核行使精确调控功能的过程中也发挥着重要的作用[9-10]，而一些定位于线粒体或叶绿体中的蛋白可能在协调这些细胞器的功能方面发挥作用[9-10].

本文研究了拟南芥中一个由核基因编码定位于质体/叶绿体中的PPRs蛋白与莲座叶片衰老调节之间的关系.结果表明，PPRs基因在莲座叶中的表达水平与叶片进入衰老程序呈负相关(图2).而在生长4周的植株中，剪取的莲座叶在离体24 h后PPRs基因的表达即降到叶片进入衰老程序的水平(图3)，而JA、冷、热和干旱处理与对照相比则可以明显延缓PPRs表达水平的降低，这可能与这些因素可以在4周离体的叶片中促进PPRs基因的表达有关，从而部分抵消了叶片离体后启动衰老程序从而使PPRs基因表达水平快速降低的效应，这也进一步说明了PPRs基因的表达水平和叶片进入衰老程序呈负相关.

本研究利用转基因技术获得了PPRs基因的超表达和反义抑制植株(图5).自然生长的情况下观察莲座叶的衰老表型发现不论PPRs超表达还是反义抑制植株其叶片衰老的表型与野生型相比没有明显的视觉上的差异(图5)，表明PPRs可能并不参与或者不单独参与对自然衰老(6周以后)情况下叶片衰老的调节.但在JA体外诱导生长4周植株的叶片提前进入衰老程序的过程中，PPRs超表达植株表现出明显的衰老延迟效应，表明PPRs可能只在植株早期生长的过程中参与抵御外部胁迫因素诱导的叶片衰老调节，这一效应与分子水平上检测的下游衰老相关基因的表达变化模式相一致(图6)，说明PPRs很可能是通过调节这些基因的表达来响应这些外部因素诱导的反应.但因为我们研究的PPRs蛋白定位于细胞的质体/叶绿体中(图4)，而我们检测到的表达变化的衰老相关基因的转录本主要分布在细胞质中，因此PPRs通过调节这些基因的表达进而调控叶片的衰老进程可能并不是通过典型的PPRs在叶绿体/线粒体中直接与细胞器基因组编码的目标基因的转录本结合从而调控它们的剪切、转移、加工和翻译[1-4]，而很有可能是在叶绿体中通过调控某一(或某些)叶绿体基因组编码基因的表达，影响这一(些)基因的功能，进而通过细胞器-细胞核逆向信号传导的机制将叶绿体中形成的应激信号传递到细胞核中，从而启动核基因组中编码衰老相关基因的表达，最终形成整个植株的叶片对衰老诱导信号的响应.以上的推论将在以后的研究中进一步加以论证.

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(责任编辑:吴显达)

Relationship between pentatricopeptide repeat genePPRsand rosette leaf senescence inArabidopsis

ZHU Zhenghuo, REN Yujun, LI Yanyun, MIAO Ying

(Center for Molecular Cell and Systems Biology, College of Life Sciences, Fujian Agriculture and Forestry University, Fuzhou, Fujian 350002, China)

Pentatricopeptide repeats (PPR) play important roles in plant growth, development and dealing with endogenous and exogenous stresses. To elucidate the function of aPPRgene (PPRs) on the regulation of rosette leaf senescence inArabidopsis, real-time qPCR analysis was applied to evaluate the relative transcription level ofPPRsgene in different tissues and organs in 7-week-old wild-typeArabidopsis. Meanwhile, the 4th week old plants were treated with phytohormones, including jasmonic acid (JA), salicylic acid (SA), abscisic acid (ABA), auxin (IAA) and gibberellins (GA3), and abiotic treatments (coldness, hotness, wounding, drought, darkness and H2O2) for 24 hours. Results showed that the relative expression ofPPRsgene was higher in rosette leaves, flowers and siliques than in the other tissues of the wide-type plants, and the relative expression decreased significantly in rosette leaves when their senescence initiated. After being treated with various stresses, the relative expression ofPPRsgene in 4-week-old plants dropped to that of 6-week-old plants compared with the control plants, though JA, coldness, hotness, and drought-treated plants had significantly higher expression ofPPRsgene than other treatments. Phenotypes of rosette leaf at senescence period were almost the same among over-expressing (OE-PPRs), antisense-PPRs(AN-PPRs), and wild-type plants. Nevertheless, leaf senescence of JA-treatedOE-PPRsplants was significantly retarded compared with the wild-type, and it was consistent with variations in the expression of senescence-associated genes betweenOE-PPRsand wild-type plants. This study has provided insight into the negative regulation ofPPRsgene in rosette leaf senescence period.

pentatricopeptide repeats genes; leaf senescence;Arabidopsis; over-expressing transgenic plants

2016-02-14

2016-03-26

国家自然科学基金项目(31470383);国家自然科学基金青年项目(31400260);福建省“百人计划”基金.

朱正火(1990-),男.硕士.研究方向：植物细胞生物学.Email：1286759264@qq.com.通讯作者缪颖(1965-),女,教授,博士生导师.研究方向：植物分子细胞生物学.Email：ymiao@fafu.edu.cn.

Q291

A

1671-5470(2016)03-0282-08

10.13323/j.cnki.j.fafu(nat.sci.).2016.03.008