萼脊兰光合特性的初步研究

许申平　蒋素华　梁芳　王墨霏　袁秀云　崔波

摘 要 以萼脊兰为材料，利用Li-6400光合测定系统对其叶片的光合特性进行了研究。结果表明：萼脊兰的CO2交换方式具景天酸代谢途径（CAM）的特点，叶片净CO2吸收速率在凌晨0 ： 00左右达到最大值，可滴定酸的积累在8 ： 00左右达到顶峰。在晴天的上午，萼脊兰的最适光照强度为400～600 μmol/（m2·s），其叶片的净CO2吸收速率达到2.92 μmol/（m2·s）。在最适光强条件下，温度在25 ℃，CO2浓度为800～1 000 μmol/mol时，最利于萼脊兰叶片净CO2的吸收。总的来说，萼脊兰属兼性CAM兰花，这种光合特性体现了其作为一种热带兰花对生长环境的高度适应性。

关键词 萼脊兰；光合途径；景天酸代谢；CO2吸收

中图分类号 Q945 文献标识码 A

Abstract The photosynthetic characteristics of the leaves of Sedirea japonica were studied using a portable infrared gas analyzer（Li-6400， Li-Cor， Lincoln， NE， USA）. The results showed that S. japonica was a CAM orchid with the net CO2 uptake rate and the contents of titratable acidity reached the maximum at 0 ： 00 and 8 ： 00， respectively. In the sunny morning， the suitable light intensity of S. japonica was 400-600 μmol/（m2·s）， its net CO2 uptake rate in leaves reached 2.92 μmol/（m2·s）. Under the light intensity of 400 μmol/（m2·s）， the maximum net CO2 uptake rate was found in leaves of S. japonica at 25 ℃ and 800-1 000 μmol/mol of CO2 concentrations， respectively. So the adequate growth conditions of S. japonica were 25 ℃， 400-600 μmol/（m2·s）of light intensity， and 800 to 1 000 μmol/mol of CO2 concentrations. Generally speaking， S. japonica should be a facultative CAM orchid， and the photosynthetic characteristics of the leaves indicated that S. japonica had great adaptation to their growing habitats.

Key words Sedirea japonica； Photosynthetic pathway； CAM； CO2 uptake

doi 10.3969/j.issn.1000-2561.2016.06.005

高等植物的碳同化途径分为C3、C4和CAM（Crassulacean acid metabolism，景天酸代谢）三大途径，相应的植物因其固定的最初产物不同分别称之为C3、C4和CAM植物[1]。CAM途径因植物夜间气孔打开固定CO2的特殊方式，一直被认为是光合作用碳同化途径的少数形式，最早在景天科植物中发现，是CAM植物应对干旱环境的一种生理生态的适应[2]，占高等植物的6%～7%[3]。CAM植物因基因类型、个体发育、环境条件等不同而表现不同程度的CAM代谢特点，包括专性CAM植物和兼性CAM植物类型[4]。对于兼性CAM植物而言，其光合碳同化途径可在CAM和C3途径之间转化，有些光合途径转化甚至可在几小时内完成[5]。除兰科之外，景天科[6]、番杏科[7]、凤梨科[8]等科植物均有兼性CAM植物存在，可见光合途径的转换普遍存在，植物的這机制具有储藏水分，减少蒸腾作用，提高水分利用效率的优点，是CAM植物利用其特殊的光合途径转化以适应环境条件的生理表现。

兰科（Orchidaceae）植物为开花植物中最大的家族之一，具有较高的经济价值和观赏价值，其光合生理方面的研究已有大量报道。据统计，在兰花光合特性方面，肉质厚叶兰的碳代谢途径多表现为CAM途径，如蝴蝶兰[9-10]，五唇兰[11]；而薄叶兰一般都表现为C3途径，如春兰、建兰、春剑、墨兰和蕙兰[12]。虽然兰科植物的光合特性与其叶片形态紧密相关，但不同品种间其光合特性也有很大差异。铁皮石斛随着环境条件的变化，其光合作用在CAM途径和C3途径之间变化，表现为兼性CAM植物[13]。在相同的研究条件下，报春石斛的光合特性表现为CAM植物类型，鼓槌石斛则表现为C3植物类型，而金钗石斛表现为兼性CAM植物类型[14]。在兜兰光合特性的研究中也发现，硬叶兜兰的耐阴性和CO2饱和点都高于其他3种兜兰[15]。由此可知，除了叶片形态之外，品种和环境因子都会影响兰花的光合特性，而兰花光合特性的研究对了解其生物学特性具有重要意义。

萼脊兰（Sedirea japonica）为兰科萼脊兰属（Sedirea）多年附生草本植物，产于中国云南、浙江等地，为国家二级保护植物，日本和朝鲜也有分布，是一种观赏价值很高的兰花[16]。目前，关于萼脊兰的研究主要集中在生物学特性[17-18]、育种[19]、组织培养[20]，分子生物学[21-22]等方面，而光合生理方面的研究未见报道。本研究拟通过对萼脊兰光合特性的观测，了解其光合作用的碳代谢途径，探索其光合作用对环境条件的需求规律，为萼脊兰的设施栽培提供理论参考和技术指导。

1 材料与方法

1.1 材料

供试材料萼脊兰为长势一致的成熟苗（具四片健康叶），种植于直径为12 cm的白色透明塑料花钵内，以水苔为基质。栽培在郑州师范学院兰花工程研究中心的大棚内，环境湿度控制在60%以上，温室顶棚覆盖遮阳网。

1.2 方法

1.2.1 可滴定酸含量的测定 可滴定酸含量的测定采用指示剂滴定法[23]，于测定CO2吸收日变化的相应时间选取萼脊兰倒数第2片功能叶（自上而下）的中部，液氮速冻，备用。

1.2.2 CO2吸收日变化测定 试验于2015年6～8月进行，每个月选取3个连续晴天中的一天，利用便携式光合作用测定仪（Li-6400，Li-Cor，Lincoln，NE，USA）对萼脊兰叶片的净CO2吸收速率、光照强度和温度进行测定。从早上8 ： 00开始，每2 h测定1次，每次重复3次，至次日清晨8 ： 00结束。每个时间点选取5株植株，测定使用2 cm×3 cm普通透明叶室，在自然光照条件下进行。

1.2.3 环境对CO2吸收影响的测定 环境因子对萼脊兰叶片CO2吸收影响的测定在晴天的（测定完CO2吸收日变化的第2天）上午9 ： 00～11 ： 00进行。每次测量选取5株植株，重复3次。

光照强度对CO2吸收速率的影响：光照强度对CO2吸收的影响利用LI-6400内置红蓝光源（6400-02B）在0～1 200 μmol/（m2·s）范围内设定一系列光照强度梯度（0、50、100、200、400、600、800、1 000、1 200 μmol/（m2·s），其余环境因子为自然条件下的状态。

温度对CO2吸收速率的影响：以光合作用测定仪的配件6400-02红蓝LED为光源，设定光照强度为400 μmol/（m2·s）。同时，利用光合测定仪叶室温度调控功能设定一系列温度梯度（5、10、15、20、25、30、35 ℃）进行温度对萼脊兰叶片CO2吸收的影响。

CO2浓度对CO2吸收速率的影响：以外接CO2钢瓶控制CO2浓度梯度为0、50、80、100、150、200、300、350、400、500、600、700、800、1 000、1 200，1 400 μmol/mol，光照强度设定为400 μmol/（m2·s），测定萼脊兰功能叶在最佳光照条件下对CO2浓度的响应。

1.3 数据分析

试验数据用Microsoft Excel 2010软件整理作图，利用SPSS 20.0数理统计软件分析。

2 结果与分析

2.1 可滴定酸与CO2吸收的日动态变化

由萼脊兰叶片净CO2吸收速率的光合日变化曲线可知，萼脊兰的净CO2吸收速率呈双峰型曲线，白天的净CO2吸收速率较低，在14 ： 00左右接近为0 μmol/（m2·s）；晚间的净CO2吸收速率较高，最大值出现在凌晨0 ： 00左右，达到3.58 μmol/（m2·s）（图1）。虽然整体形势符合CAM植物的光合特性，但是上午的8 ： 00～12 ： 00时，萼脊兰叶片的净CO2吸收速率仍保持较大值。由图2可知，在此时间段，已有一定的光照强度，其中温度为30 ℃左右。另外，根据图1数据可以确定，萼脊兰叶片净CO2吸收速率对主要生态因子的响应的最佳测定时间是9 ： 00～11 ： 00。由于CAM植物独特的CO2同化方式，可滴定酸含量可作為其光合性能的另一种表现形式。与净CO2吸收速率不同，萼脊兰叶片的可滴定酸含量的日变化表现为单峰曲线：在8 ： 00～18 ： 00时间内持续下降，随后逐渐上升，在8 ： 00时达到最高峰。

2.2 光照强度对CO2吸收的影响

如图3所示，晴天上午9 ： 00～11 ： 00时，萼脊兰叶片的碳代谢与C3途径相似，CO2吸收速率在0～200 μmol/（m2·s）的光强范围内线性增加，此时，在没有其他环境因子胁迫的条件下，光照强度是主要的限制因素；当光强在200～400 μmol/（m2·s）时，其光合速率缓慢增加，此时的光合作用可能受到温度、湿度及光合关键酶等多种因素的影响；当光强超过600 μmol/（m2·s）后，CO2吸收速率逐步下降。这说明，萼脊兰生长的最适光照强度为400～600 μmol/（m2·s），在强光条件下，可能会出现光抑制现象，从而影响CO2的吸收。

2.3 温度对CO2吸收的影响

由图4可知，在光照强度400 μmol/（m2·s）条件下，萼脊兰叶片温度从5 ℃升高到35 ℃，25 ℃时净CO2吸收速率达到最大值。相对于最适温度，温度升高或下降都会引起净CO2吸收速率的下降。由此可知，在光照强度和CO2浓度不是限制因子的情况下，萼脊兰叶片净CO2吸收的最适温度为25 ℃。

2.4 CO2浓度对CO2吸收的影响

CO2作为影响光合作用的重要原料，其浓度的高低直接影响着植物的光合速率。从图5可知，当CO2浓度小于800 μmol/mol时，光合速率随着浓度的增加而显著增加，当CO2浓度大于800 μmol/mol时，光合速率增加非常缓慢，此时可能已经达到了萼脊兰的CO2饱和点。当CO2浓度大于1 000 μmol/mol时，叶片的净CO2吸收速率迅速下降，这表明CO2浓度过高的环境并不利于萼脊兰的生长。

3 讨论与结论

很多研究表明，遗传因素、个体发育、环境因素等都可以在一定程度上影响着CAM（Crassulacean acid metabolism，景天酸代谢）植物光合碳代谢同化的表达[24]。目前已知兰科有9 000种植物具有CAM的特性，占所有CAM植物种类的一半[2]。在石斛属和文心兰属中都有兼性CAM植物种类的存在[4]。铁皮石斛在晴天的白天和夜间叶片都能吸收CO2，中午CO2吸收速率为负值，铁皮石斛表现为兼性CAM植物的特性[13]。任建武等[25]研究了金钗石斛等3种石斛的光合特性和苹果酸含量日变化，发现C3向CAM的转变。本研究中，萼脊兰叶片净CO2吸收速率的最大值出现在凌晨0 ： 00左右，白天的净CO2吸收速率相对较低，这一结果与以前普遍认为附生兰科植物多为CAM植物的观点一致[2]。与典型的CAM植物相比，萼脊兰叶片白天的净CO2吸收相对较高，特别是9 ： 00～11 ： 00，CO2吸收速率的最大值达到2.69 μmol/（m2·s）。这说明萼脊兰叶片净CO2吸收速率并不是完全按照其他CAM植物的节律，而与环境条件紧密相关表现出较大的可塑性。

传统CAM植物的有机酸含量在昼夜节奏中有明显的变化规律，皆为晚上增高，白天降低[26]。CAM植物有机酸的积累与降解是由其体内的生物节律调控，但却受光照强度、温度和水分等环境条件的影响[27]。萼脊兰叶片可滴定酸含量在8 ： 00～18 ： 00时间内持续下降，随后逐渐上升，在8 ： 00时达到最高峰。但与传统的CAM植物也有所不同，即使在18 ： 00时，萼脊兰叶片的可滴定酸含量也能维持在93 μmol/g，主要原因可能与上午仍能进行较大的CO2吸收有关，长时间的CO2吸收可能增强了液泡贮藏苹果酸的能力，这也许是设施栽培中的兰花大部分都比野生兰花生长速度快的原因之一。由萼脊兰叶片净CO2吸收速率和可滴定酸含量来看，萼脊兰的光合碳同化途径除了具有CAM途径外，还存在低程度的C3途径，表现为兼性CAM植物。

除了植物自身的生物学特性的影响外，光照强度、温度、CO2浓度等环境因子都可改变植物内部的生理生化过程而影响光合作用的进行[28]。本研究通过CO2吸收对不同光照强度响应的研究发现，在光照强度为400～600 μmol/（m2·s）时，萼脊兰叶片对CO2的吸收维持在较大值，但随着光照强度的增加，净CO2吸收速率逐渐减小。由此推测，萼脊兰为阴生植物，在大于600 μmol/（m2·s）的光照条件下将不利于其生长，这与林绍生等[18]的研究观点一致。对于CAM植物来说，温度对气体交换模式的影响主要是通过影响苹果酸脱羧速率实现的[29]，最利于萼脊兰叶片CO2吸收的温度为25 ℃，高于或低于此温度都会通过对苹果酸脱羧产生影响从而降低CO2的吸收。CO2浓度是影响植物光合作用和生长发育的重要因子之一[30]。本研究发现，最适于萼脊兰叶片净CO2吸收的CO2浓度为800 μmol/mol，然而现在大气CO2浓度不到500 μmol/mol，远远不能满足萼脊兰生长的需求，以后可通过增加CO2浓度的方式来提高萼脊兰叶片的净CO2吸收速率以加快萼脊兰的生长发育。

综合来看，与大部分热带附生兰花一样，萼脊兰属兼性CAM植物类型，其叶片的碳代谢途径与环境条件紧密相关。其中，萼脊兰叶片净CO2吸收最适宜的光照强度为400～600 μmol/（m2·s），温度为25 ℃，CO2浓度为800 μmol/mol。不同光合碳同化途径植物的光合特性是不同的，一般认为CAM植物的干物质积累速率低于C3和C4植物[31]。对萼脊兰的人工栽培而言，提供特定的环境条件以诱导其叶片更多地进行C3途径光合，尽量减少CAM途径光合，能有效地促进其干物质的积累，从而促进萼脊兰的生长。

参考文献

[1] 潘瑞炽. 植物生理学[M]. 北京： 高等教育出版社， 2008.

[2] Luttge U. Ecophysiology of Crassulacean Acid Metabolism（CAM）[J]. Ann Bot， 2004， 93（6）： 629-652.

[3] Nobel P S. Achievable productivities of certain CAM plants： basis for high values compared with C3 and C4 plants[J]. New Phytologist， 1991， 119（2）： 183-205.

[4] 刘张栋. 石斛属植物C3/CAM代谢转换中形态结构及生理生化转变研究[D]. 武汉： 华中农业大学， 2014.

[5] Gawronska K， Romanowska E， Miszalski Z， et al. Limitation of C3-CAM shift in the common ice plant under high irradiance[J]. Journal of Plant Physiology， 2013， 170（2）： 129-135.

[6] 林植芳， 彭长连， 林桂珠. 兼性CAM植物长叶景天叶片在C3和CAM型时的光氧化作用（英文）[J]. Acta Botanica Sinica， 2003（3）： 301-306.

[7] Paul M J， Cockburn W. The stimulation of CAM activity in Mesembryanthemum crystallinum in nitrate and phosphate-deficient conditions[J]. New Phytologist， 1990， 114（3）： 391-398.

[8] Aragón C， Carvalho L， González J， et al. The physiology of ex vitro pineapple（Ananas comosus L. Merr. var MD-2）as CAM or C3 is regulated by the environmental conditions[J]. Plant Cell Reports， 2012， 31（4）： 757-769.

[9] Endo M， Ikusima I. Diurnal rhythm and characteristics of photosynthesis and respiration in the leaf and root of a Phalaenopsis plant[J]. Plant and Cell Physiology， 1989， 30（1）： 43-47.

[10] 許申平， 曾兰婷， 叶庆生. 长期增施CO2对蝴蝶兰生长与开花的影响[J]. 园艺学报， 2015， 42（8）： 1-7.

[11] 朱国鹏， 李 凤， 宋希强， 等. 五唇兰两种生态型的光合特性研究[J]. 热带作物学报， 2010， 31（12）： 2 193-2 197.

[12] 李鹏民， 高辉远， 邹 琦， 等. 5种国兰（Cymbidium）的光合特性[J]. 园艺学报， 2005， 32（1）： 151-154.

[13] 苏文华， 张光飞. 铁皮石斛叶片光合作用的碳代谢途径[J]. 植物生态学报， 2003， 27（5）： 631-637.

[14] 任建武， 王兴枝， 杨丽娜， 等. 3种石斛叶绿素荧光、 碳同化、 气孔联动关系研究[J]. 北京林业大学学报， 2011， 33（6）： 166-172.

[15] 王燕君， 闻真珍， 蔡继业， 等. 4种兜兰光合特性研究[J]. 现代农业科技， 2011（20）： 200-202.

[16] 陈心启， 吉占和. 中国兰花全书[M]. 北京： 中国林业出版社， 2003.

[17] 徐晓薇， 林绍生， 姚丽娟， 等. 短茎萼脊兰生境与特性初步研究[J]. 浙江农业科学， 2008（3）： 297-298.

[18] 林绍生， 徐晓薇， 周青疆， 等. 短茎萼脊兰种质特性研究[J]. 中国林副特产， 2010（3）： 18-20.

[19] Kim D G， Kim K K， Been C G. Development of intergeneric hybrids between wind orchids（Sedirea japonica and Neofinetia falcata）and moth orchids（Phalaenopsis alliances）[J]. Horticulture， Environment， and Biotechnology， 2015， 56（1）： 67-78.

[20] 崔 波， 马 杰， 张仙云， 等. 萼脊兰的组织培养和快速繁殖[J]. 植物生理学通讯， 2008， 44（2）： 303.

[21] 崔 波， 蒋素华， 刘 佳， 等. 萼脊兰AP1-like基因的克隆与表达分析[J]. 西北植物学报. 2013， 33（9）： 1 739-1 744.

[22] 袁秀云， 田云芳， 蒋素华， 等. 萼脊兰Actin基因片段的克隆及序列分析[J]. 中国农学通报， 2012， 28（13）： 243-248.

[23] Lin M， Hsu B. Photosynthetic plasticity of Phalaenopsis in response to different light environments[J]. Journal of Plant Physiology， 2004， 161（11）： 1 259-1 268.

[24] Borland A M， Barrera Z V， Ceusters J， et al. The photosynthetic plasticity of crassulacean acid metabolism： an evolutionary innovation for sustainable productivity in a changing world[J]. New Phytol， 2011， 191（3）： 619-633.

[25] 任建武， 王 雁， 彭镇华， 等. 3种石斛叶片苹果酸含量日变化动态研究[J]. 江西农业大学学报， 2010， 32（3）： 547-552.

[26] Osmond C B. Crassulacean acid metabolism： a curiosity in context[J]. Annual Review of Plant Physiology， 1978， 29（1）： 379-414.

[27] Wagner J， Larcher W. Dependence of CO2 gas exchange and acid metabolism of the alpine CAM plant Sempervivum montanum on temperature and light[J]. Oecologia， 1981， 50（1）： 88-93.

[28] 叶子飘. 光合作用对光和CO2响应模型的研究进展[J]. 植物生态学报， 2010， 34（6）： 727-740.

[29] 龚 宁， 尉亚辉， 张维经. 兼性景天酸代谢植物CO2气体交换模式的环境调节[J]. Journal of Integrative Plant Biology， 1992（1）： 51-57.

[30] 赵天宏， 王美玉， 张巍巍， 等. 大气CO2浓度升高对植物光合作用的影响[J]. 生态环境， 2006， 15（5）： 1 096-1 100.

[31] 羅耀华. C3、 C4和CAM途径的生态学意义[J]. 生态学报， 1985（1）： 15-27.