小RNA病毒3A基因及其编码蛋白研究进展

张盛勇，程安春，汪铭书



小RNA病毒3A基因及其编码蛋白研究进展

张盛勇，程安春，汪铭书

1．四川农业大学动物医学院禽病防治研究中心，四川农业大学动物疫病与人类健康四川省重点实验室，成都611130

摘要：小RNA病毒3A蛋白是病毒的非结构蛋白，本文主要介绍3A基因以及其编码蛋白的特点，3A蛋白对细胞蛋白转运中的作用以及与其他蛋白的相互作用，3A蛋白与ARF家族在囊泡运输中作用的机制等。

关键词：小RNA病毒；3A基因；3A蛋白

小RNA病毒科家族庞大，由29个属50个种组成(http://www.ictvonline.org/)。根据小RNA病毒翻译起始所必需的内部核糖体进入位点(Internal Ribosome Entry Site, IRES)元件的二级结构和生物学特征可以将其划分为5个不同的型。Ⅰ型主要包括肠道病毒属(Enterovirus),以脊髓灰质炎病毒(Poliovirus，PV)为典型；Ⅱ型包括口蹄疫病毒属(Aphthovirus)和心病毒属(Cardiovirus)等,以口蹄疫病毒(Foot and Mouth Disease Virus，FMDV)和脑心肌炎病毒(Encephalomyocarditisvirus,EMCV)为典型；Ⅲ型以肝病毒属(Hepatovirus)的甲型肝炎病毒(Hepatitis A virus,HAV )为代表；Ⅳ型包括禽肝病毒属(Avihepatovirus)等，以鸭肝炎病毒(Duck Hepatitis Virus ,DHV)为代表；近年被发现的4型主要包括嵴病毒属(Kobuvirus)等中的成员[1-2]。小RNA病毒颗粒无囊膜，直径约为30 nm，呈20面体对称，外表光滑呈球形。病毒基因组没有帽子结构，其RNA编码一个多聚前蛋白，其后再由病毒自身所编码的蛋白酶加工，使之成为成熟的蛋白。起初的切割将多聚蛋白分为3个区域，P1区、P2区和P3区。其中位于P1区的蛋白VP0(VP2和VP4)、VP1和VP3为结构蛋白，P2区裂解为2A、2B、2C蛋白，P3区裂解为3A、3B、3C和3D蛋白，P2和P3都为非结构蛋白，参与病毒的各项生命活动。其中3A蛋白是膜结合蛋白，主要起到锚定复制复合体、抑制宿主蛋白的分泌以及调节膜蛋白递呈等作用，在病毒的复制中起到了相当重要的作用。本文就3A基因及其编码蛋白的特点和相关功能进行综述，以便对小RNA病毒病原的进一步研究工作打下基础。

13A基因序列及其编码蛋白特征

1.13A基因序列特征小RNA病毒基因组由单一正链RNA组成,大小约7.0 kb～8.5 kb。其中包括5′端非编码区(Untranslate Region，5′UTR)和3′端非编码区(3′UTR),基因组5′UTR长600 nt～1 300 nt，连接有一个病毒小蛋白VPg，3′UTR长约为45 nt～345 nt，基因3′端非编码区具有poly A尾结构，在这两者之间是病毒的仅有的开放阅读框(Open Read Frame,ORF)。当病毒ORF在宿主细胞中表达出其多聚前蛋白后，被病毒自身所编码的蛋白酶切割成为成熟的蛋白。在多聚蛋白近N段1/3处编码病毒的结构蛋白(P1)，组装成病毒的衣壳。剩下2/3的部分则编码病毒的非结构蛋白(P2,P3)，主要参与对病毒复制所需的相关蛋白、宿主防御系统和宿主核糖体复合体等结构和功能进行调节，使病毒核酸在宿主细胞内得到完整的复制和翻译。3A基因位于P3区，由于病毒的不同其基因序列上也存在一定的差异，如PV 3A基因含有261核苷酸，能够编码87氨基酸；鸭肝炎病毒(Duck Hepatitis Virus ,DHV)含有279核苷酸，编码93氨基酸；口蹄疫病毒3A蛋白的C末端比其他的小RNA病毒都要长，总共含有459核苷酸，可以编码153氨基酸的蛋白[3-5]。同样是在口蹄疫病毒中，在97年台湾的分离株上也发现C端附近有10个氨基酸缺失的毒株，并且之后的对其C端附近的氨基酸缺失的重组病毒的体外实验中，都能连续稳定培养10代以上[6-8]。说明了小RNA病毒的3A基因序列在大小上是较为保守的，部分的差异体现在C端的长度差异，但这些差异对病毒的影响并不大。

1.23A基因编码蛋白的特征小RNA病毒3A蛋白是其前体3AB蛋白的切割产物，3A和3B通常是以二聚体的状态存在[9]。在3A蛋白C端都具有一段很强的疏水区，并且这个疏水区域是相当保守的。张广宇等人在对FMDV毒株的研究发现，有6个α螺旋在蛋白前段形成了亲水性强的内部疏水结构，而蛋白的后段则主要是由无规卷曲形成的疏水区[10]。González-Magaldi等人的研究也表明了，3A编码区的前半部分也是比较保守的亲水区域[11]。在PV的研究中进一步确定到了，3A蛋白在其C端有22个残基组成的疏水结构域[3, 12]。3A蛋白的这种同时具有部分强疏水区和部分亲水区的结构，使得其蛋白具有跨膜的功能，对其在病毒生命过程中的定位起到了决定性作用。

23A蛋白的功能

2.1蛋白质转运抑制功能部分小RNA病毒的3A蛋白具有抑制蛋白质在高尔基体和内质网之间的双向转运功能,其中包括干扰素IFN-β、白细胞介素IL-6、白细胞介素IL-8、主要组织相容性复合体MHC-Ⅰ、肿瘤坏死因子TNF受体等宿主防御相关的分子[13-15]。例如在肠道病毒的免疫逃逸机制中，3A蛋白对内质网向高尔基体的蛋白转运过程的抑制起着重要作用[16-17]。同样在对柯萨奇病毒 B3(Coxsachievirus B3，CVB3) 3A蛋白的研究中也发现了其抑制蛋白从内质网到高尔基体的运输[17-18]。

该机制下蛋白转运被抑制的根本原因是内质网到高尔基体的双向运输被阻断，而此双向运输功能是取决于外被蛋白Ⅰ(Coat Protein Ⅰ, COP Ⅰ)和外被蛋白II(coat protein II, COP II)的外包复合物的成功形成。COPⅠ募集到膜上是被GTP酶(Protein-synthesizing GTPases)作用的ADP核糖基化因子1(ADP-Ribosylation Factor 1，ARF1)严格控制的[12,19]。因此ARF-GDP 和ARF-GTP的正确调控是COP Ⅰ被募集到膜上的根本保证，也是双向运输的基础。3A蛋白在细胞膜上能够通过与高尔基体特异的BFA抗性因1 (Golgi-specific brefeldin A resistance factor 1，GBF1)的结合来阻断ARF1的活化。结果导致COPⅠ不能被募集到膜上使得蛋白质运输被抑制[20]。ElsWessels发现只有肠道病毒的3A蛋白能够抑制COPⅠ募集到膜上，而在人鼻病毒、脑心肌炎病毒、口蹄疫病和甲型肝炎病毒的3A蛋白都不能抑制蛋白的转运。与肠道病毒最为相似的轮状病毒，本身不具备蛋白转运抑制功能，但当其N端被CVB3 3A蛋白N端所取代后，使得重组病毒获得了对GBF1的结合能力，能阻断ARF1的活化，从而使得其具有蛋白转运抑制能力。然而在之后的研究中又发现71型肠道病毒的3A蛋白无法抑制蛋白转运[13]。该71型肠道病毒3A蛋白的第7位氨基酸有个非极性的脯氨酸，然而其他的肠病毒的第7位都是带负电的氨基酸。由此认为71型肠道病毒3A蛋白不具备抑制蛋白转运功能的主要原因有可能是该位点上氨基酸的改变所引起的，而其他的小RNA病毒在此位点上的氨基酸变化也有可能就是该抑制蛋白运输功能丧失的原因，而对于该位点的确认还需要进一步的研究。

2.2作为3D聚合酶的锚定功能研究表明3A蛋白在膜相关复合体的表面与GBF1/ARF1和ACBD3结合并形成复合体后,吸引细胞中的磷脂酰肌醇4-激酶IIIβ(Phosphatidylinositol 4-Kinase Class III Beta，PI4KIIIβ)募集到这个复合体上,催化膜磷脂分子转化为磷脂酰肌醇四磷酸(PI4P)[18,21-22]。随后使得3D也被募集到被催化的膜上结合,并使得3D聚合酶活性的表现，进而开始病毒RNA的复制过程[23-25]。Jeffrey J. DeStefano等人的研究表明，3AB能够促进3D聚合酶的合成，并且不会改变3D聚合酶的保真性[26]。在对PV的研究中发现，3AB蛋白可以直接结合到3CD前体蛋白上，然后能够激活3CD蛋白的蛋白酶活性。所以认为3AB蛋白能在RNA复制复合物中作为3D 聚合酶的锚定[27]。而3AB蛋白与膜结合部位主要为3A的强疏水区，因此认为3A蛋白在RNA复制复合体的形成过程中，能将3D锚定到复制复合体上，并激活其聚合酶活性。

2.33A蛋白对病毒复制的影响非结构蛋白的功能往往与病毒整个生命周期都有着重要的关联。作为小RNA病毒非结构蛋白之一的3A蛋白，其在病毒复制中起着非常重要的作用。有大量研究表明3A蛋白几个碱基的突变会导致病毒RNA复制的受阻，可见3A蛋白是病毒RNA复制的关键。其强疏水区使得其可直接作用于膜系统，成功的与膜结合是病毒RNA复制复合体形成的基础[28]。这使得其在病毒RNA复制的准备阶段中发挥着重要作用。在PV 3A蛋白和3CD蛋白中，George A等人使用海拉细胞提取的体外培养系统中发现3A蛋白能与GBF1/ARF蛋白作用募集PI4Kβ到膜上形成复制复合体的功能[29]。大量的实验也表明3A蛋白还能与高尔基蛋白ACBD3相互作用来募集PI4Kβ到复制位点，该两种不同的途径是相互独立的[21,30-32]。无论是通过何种途径3A蛋白在小RNA病毒复制过程中都起到了相当关键的作用。

33A蛋白与其他蛋白的作用

3.13A与3B的共同作用小RNA病毒3A蛋白能将复制复合体锚定到其改造好的膜上，功能活性与3B蛋白有着密切的联系。3A蛋白和3B蛋白的前体3AB蛋白是一个多功能蛋白。在体外实验中发现3AB蛋白能以辅助因子的身份来激活3D聚合酶[28]。大量研究表明3AB蛋白具还有双螺旋去稳定功能。3AB的螺旋去稳定性是没有特异性的，可以作用于DNA双链、RNA双链以及RNA和DNA的杂交双链，并且该活性不存在方向性。能使RNA链不稳定，促进RNA链的退火，这表明3AB蛋白具有核酸分子伴侣活性[33]。而单独的3A和3B都不具备激活3D聚合酶活性和核酸伴侣活性。对肠道病毒的研究中进一步将其活性位点定位到了3A蛋白C末端的7个氨基酸和3B蛋白所组成的3B+7蛋白，该3B+7蛋白有着几乎与3AB蛋白相同的核酸分子伴侣活性。由此说明3A与3B蛋白的共同作用对于其核酸伴侣活性是必须的。由于小RNA病毒3A蛋白C端的差别较大，是否其核酸分子伴侣活性位点都集中于3B+7还需进一步验证，但可以肯定的是该活性的正常发挥是需要3A和3B蛋白共同作用的。

3.23A蛋白与GBF1/ARF相互作用小RNA病毒3A蛋白所引起的蛋白运输抑制的主要原因是细胞的囊泡运输受到了阻碍。囊泡运输受多种因子调控，大量研究证明3A蛋白主要影响的是囊泡运输中ARF家族蛋白的重排[34]。ARF空间结构相对保守，ARF的构象上能够在有活性的ARF-GTP和无活性ARF-GDP转换[35-36]。当ARF结合GTP后其N末端的α螺旋可以插入到内质网膜内, GTP-ARF与内质网膜结合后激活外被蛋白装配途径[37]。接下来外被蛋白的结合到内质网并与GTP-ARF相间形成被膜小窝。然后在受体膜上ARF活化磷脂酶D(PLD), 导致了囊泡与靶膜的特异性融合，在与靶膜的融合中囊泡ARF-GTP复合物和外被蛋白会被洗脱下来。但ARF并没有GTP 酶的活性, 只有当ARF同靶膜上的GTP酶活化蛋白(GTPase-Activating Proteins,GAPs)作用才能使ARF-GTP 转化为ARF-GDP，从而完成整个循环。因此ARF家族蛋白不同构象的成功转换是细胞正常蛋白转运的基础。3A蛋白通过对 GBF1的募集，使得ARF一直处于有活性的ARF-GTP状态，而非活性状态的ARF-GDP无法产生，使得囊泡无法与内质网结合。3A蛋白与GBF1/ARF相互作用，最终使得宿主蛋白的转运被抑制。

4展望

小RNA病毒入侵宿主后能将宿主的膜改造，然后在被改造后的膜上复制其自身RNA，并将其积聚在被感细胞的细胞质里。在整个过程中3A蛋白是通过何种机制调节来实现通过GBF1抑制ARF家族蛋白的活化来抑制蛋白的运输，同时又通过募集GBF1到膜上形成复制复合体完成自身的复制，这都是不明确的。但是两者都很清晰地反应了，3A蛋白在病毒复制的整个过程中起重要的作用。也有人提出这些膜的改造是由于病毒2BC蛋白与3A蛋白共同作用使得分泌途径变化，然而具体的机制尚未被阐明。细胞中具有很多microRNAs以及其他的宿主蛋白，其中是否存在能影响小RNA病毒3A蛋白功能发挥的因素还不清楚，有待进一步研究。

参考文献：

[1]Belsham GJ. Divergent picornavirus IRES elements[J]. Virus Res, 2009, 139(2): 183-192. DOI: 10.1016/j.virusres.2008.07.001

[2]Asnani M, Kumar P, Hellen CUT. Widespread distribution and structural diversity of Type IV IRESs in members of Picornaviridae[J]. Virology, 2015, 478:61-74.DOI:10.1016/j.virol.2015.02.016

[3]Teterina NL, Pinto Y, Weaver JD, et al. Analysis of poliovirus protein 3A interactions with viral and cellular proteins in infected cells[J]. J Virol, 2011, 85(9): 4284-4296. DOI: 10.1128/JVI.02398-10

[4]Shi S, Chen H, Chen Z, et al. Complete genome sequence of a duck hepatitis A virus 1 isolated from a pigeon in China[J]. Genome Announcem, 2013, 1(4): e00451-00413. DOI: 10.1128/genomeA.00451-13

[5]Gladue D, O’donnell V, Baker-bransetter R, et al. Interaction of foot-and-mouth disease virus nonstructural protein 3A with host protein DCTN3 is important for viral virulence in cattle[J]. J Virol, 2014, 88(5): 2737-2747. DOI: 10.1128/JVI.03059-13

[6]Dunn C, Donaldson A. Natural adaption to pigs of a Taiwanese isolate of foot-and-mouth disease virus[J]. Vet Rec, 1997, 141(7): 174-175. DOI: 10.1136/vr.141.7.174

[7]Ma X, Li P, Sun P, et al. Construction and characterization of 3A-epitope-tagged foot-and-mouth disease virus[J]. Infect Genet Evolut J Mol Epidemiol Evolut Genet Infect Dis, 2015, 31c: 17-24. DOI:10.1016/j.meegid.2015.01.003

[8]Ma X, Li P, Bai X, et al. Sequences outside that of residues 93-102 of 3A protein can contribute to the ability of foot-and-mouth disease virus (FMDV) to replicate in bovine-derived cells[J]. Virus Res, 2014, 191: 161-171. DOI:10.1016/j.vir-usres.2014.07.037

[9]Gao Q, Yuan S, Zhang C, et al. Discovery of itraconazole with broad-spectrum in vitro antienterovirus activity that targets nonstructural protein 3A[J]. Antimicrob Agents Chemother, 2015, 59(2): 2254-2265.DOI: 10.1128/AAC.05108-14

[10]Zhang GY. Structure prediction and function analysis of FMDV 3A[D]. Beijing: Chinese Academy of Agricultural Sciences, 2007. (in Chinese)

张广宇. 口蹄疫病毒 3A 蛋白结构预测及功能分析[D]. 北京: 中国农业科学院，2007.

[11]Gonzalez-magaldi M, Martin-acebes MA, Kremer L, et al. Membrane topology and cellular dynamics of foot-and-mouth disease virus 3A protein[J]. PLoS One, 2014, 9(10): e106685. DOI: 10.1371/journal.pone.0106685

[12]Jackson WT. Poliovirus-induced changes in cellular membranes throughout infection[J]. Curr Opin Virol, 2014, 9: 67-73. DOI:10.1016/j.coviro.2014.09.007

[13]Choe SS, Dodd DA, Kirkegaard K. Inhibition of cellular protein secretion by picornaviral 3A proteins[J]. Virology, 2005, 337(1): 18-29. DOI:10.1016/j.virol.2005.03.036

[14]Deitz S, Dodd D, Cooper S, et al. MHC I-dependent antigen presentation is inhibited by poliovirus protein 3A[J]. Proc Nat Acad Sci, 2000, 97(25): 13790-13795. DOI: 10.1073/pnas.250483097

[15]Dodd D, Giddings T, Kirkegaard K.Poliovirus 3A protein limits interleukin-6 (IL-6), IL-8, and beta interferon secretion during viral infection[J]. J Virol, 2001, 75(17): 8158-8165. DOI: 10.1128/JVI.75.17.8158-8165.2001

[16]Neznanov N, Kondratova A, ChumakovKM, et al. Poliovirus protein 3A inhibits tumor necrosis factor(TNF)-induced apoptosis by eliminating the TNF receptor from the cell surface[J]. J Virol, 2001, 75(21): 10409-10420. DOI: 10.1016/j.marpolbul.2008.04.016

[17]Wessels E, Duijsings D, Niu TK, et al. A viral protein that blocks ARF1-mediated COP-I assembly by inhibiting the guanine nucleotide exchange factor GBF1[J]. Developmental Cell, 2006, 11(2): 191-201. DOI:10.1016/j.devcel.2006.06.005

[18]Dorobantu C, Van Der Schaar H, Ford L, et al. Recruitment of PI4KIIIβ to coxsackievirus B3 replication organelles is independent of ACBD3, GBF1, and ARF1[J]. J Virol, 2014, 88(5): 2725-2736. DOI:10.1128/JVI.03650-13

[19]Belov G, Van Kuppeveld F. (+)RNA viruses rewire cellular pathways to build replication organelles[J]. Curr Opin Virol, 2012, 2(6): 740-747. DOI:10.1016/j.co-viro.2012.09.006

[20]Wessels E, Duijsings D, Lanke KH, et al. Effects of picornavirus 3A proteins on protein transport and GBF1-dependent COP-I recruitment[J]. J Virol, 2006, 80(23): 11852-11860. DOI: 10.1128/JVI.01225-06

[21]Teoule F, Brisac C, Pelletier I, et al.The Golgi protein ACBD3, an interactor for poliovirus protein 3A, modulates poliovirus replication[J]. J Virol, 2013, 87(20): 11031-11046. DOI:10.1128/JVI.00304-13

[22]Arita M. Phosphatidylinositol-4 kinase III beta and oxysterol-binding protein accumulate unesterified cholesterol on poliovirus-induced membrane structure[J]. Microbiol Immunol, 2014, 58(4): 239-256. DOI:10.1111/1348-0421.12144

[23]Greninger A, Knudsen G, Betegon M, et al. The 3A protein from multiple picornaviruses utilizes the Golgi adaptor protein ACBD3 to recruit PI4KIIIβ[J]. J Virol, 2012, 86(7): 3605-3616.DOI: 10.1128/JVI.06778-11

[24]Sasaki J, Ishikawa K, Arita M, et al. ACBD3-mediated recruitment of PI4KB to picornavirus RNA replication sites[J]. EMBO J, 2012, 31(3): 754-766. DOI:10.1038/emboj.2011.429

[25]Hsu NY, Ilnytska O, Belov G, et al. Viral reorganization of the secretory pathway generates distinct organelles for RNA replication[J]. Cell, 2010, 141(5): 799-811. DOI:10.1016/j.cell.2010.03.050

[26]DeStefano JJ. Effect of reaction conditions and 3AB on the mutation rate of poliovirus RNA-dependent RNA polymerase in an alpha-complementation assay[J]. Virus Res, 2010, 147(1): 53-59. DOI: 10.1016/j.virusres.2009.10.006

[27]Gangaramani DR, Eden EL, Shah M, et al.The twenty-nine amino acid C-terminal cytoplasmic domain of poliovirus 3AB is critical for nucleic acid chaperone activity[J]. RNA Biol, 2010, 7(6): 820-829. DOI: 10.4161/psb.7.6.13781

[28]Fujita K, Krishnakumar S, Franco D, et al. Membrane topography of the hydrophobic anchor sequence of poliovirus 3A and 3AB proteins and the functional effect of 3A/3AB membrane association upon RNA replication[J]. Biochemistry, 2007, 46(17): 5185-5199. DOI: 10.1021/bi6024758

[29]Belov G, Fogg M, Ehrenfeld E. Poliovirus proteins induce membrane association of GTPase ADP-ribosylationfactor[J]. J Virol, 2005, 79(11): 7207-7216. DOI:10.1128/JVI.79.11.7207-7216.2005

[30]Dorobantu C, Ford-Siltz L, Sittig SP, et al. GBF1-and ACBD3-independent recruitment of PI4KIIIβ to replication sites by rhinovirus 3A proteins[J]. J Virol, 2015, 89(3): 1913-1918. DOI:10.1128/JVI.02830-14

[31]Sasaki J, Ishikawa K, Arita M, et al. ACBD3-mediated recruitment of PI4KB to picornavirus RNA replication sites[J]. EMBO J, 2011, 31(3): 754-766. DOI:10.1038/emboj.2011.429

[32]Zhi H, Yang X, Yang G, et al. Hepatitis C virus NS5A competes with PI4KB for binding to ACBD3 in a genotype-dependent manner[J]. Antiviral Res, 2014, 107: 50-55. DOI:10.1016/j.antiviral.2014.04.012

[33]Destefano J, Titilope O. Poliovirus protein 3AB displays nucleic acid chaperone and helix-destabilizing activities[J]. J Virol, 2006, 80(4): 1662-1671. DOI: 10.1128/JVI.80.4.1662-1671.2006

[34]D’souza-Schorey C, Chavrier P. ARF proteins: roles in membrane traffic and beyond[J]. Nat Rev Mol Cell Biol, 2006, 7(5): 347-358. DOI: 10.1038/nrm1910

[35]Pasqualato S, Menetrey J, Franco M, et al.The structural GDP/GTP cycle of human ARF6[J]. EMBO Reports, 2001, 2(3): 234-238. DOI: 10.1093/embo-reports/kve043

[36]Wright J, Kahn R, Sztul E. Regulating the large Sec7 ARF guanine nucleotide exchange factors: the when, where and how of activation[J]. Cell Mol Life Sci, 2014, 71(18): 3419-3438. DOI: 10.1007/s00018-014-1602-7

[37]Khan A, Menetrey J. Structural biology of ARF and RabGTPases’ effector recruitment and specificity[J]. Structure, 2013, 21(8): 1284-1297. DOI:10.1016/j.str.2013.06.016

DOI:10.3969/j.issn.1002-2694.2016.02.016

通讯作者：汪铭书，Email：mshwang@163.com

Corresponding authors: Wang Ming-shu, Email: mshwang@163.com

中图分类号：R374

文献标识码：A

文章编号：1002-2694(2016)02-0177-05

收稿日期：2015-09-21；修回日期:2015-11-26

Research progress in 3a gene of picornaviridae and its encoded protein

ZHANG Sheng-yong,CHENG An-chun,WANG Ming-shu

(Avian Diseases Research Center, College of Veterinary Medicine, Sichuan Agricultural University/KeyLaboratoryofAnimalDiseasesandHumanHealthofSichuanProvince/InstituteofPreventiveVeterinaryMedicine,SichuanAgriculturalUniversity,Chengdu611130,China)

Abstract:Picornaviridae protein 3A is a non-structural protein of the virus.This article mainly introduced the characteristics of 3A gene and its encoding protein,the role of cell protein transport and interaction with other proteins. ARF family protein and 3A protein in the vesicles transportation synthetically discusses the interaction mechanism and so on.

Keywords:picornaviridae; 3A gene; 3A protein

国家自然科学基金(No.3147223)、国家科技支撑计划(No. 2015BAD12B05)和国家现代农业(水禽)产业技术体系(CARS-43-8)联合资助

Supported by the National Natural Science Foundation of China (No. 3147223) and the National Technological Support Projects of China (No. 2015BAD12B05)