诱导多能干细胞在组织工程修复关节软骨损伤的研究进展

冯振邦李萌王宗强张卜天吕晓霞姜金兰,4

诱导多能干细胞在组织工程修复关节软骨损伤的研究进展

冯振邦1李萌1王宗强1张卜天2吕晓霞3姜金兰1,4

关节软骨位于骨骼末端，主要起承重、减震和润滑关节的作用。由于缺乏血运，关节软骨损伤后难以自行修复。关节软骨损伤为临床常见疾病，目前尚无理想的方法促进其修复和再生，而以种子细胞、支架材料和细胞生长因子为基础的组织工程技术为关节软骨修复开辟了新道路。诱导多能干细胞（iPSC）作为软骨组织工程全新的种子细胞，与其他种子细胞相比，在软骨细胞移植及体外软骨组织和器官再造方面具有更广阔的应用前景。随着对iPSC的重编程机制、诱导方法、定向软骨分化条件以及临床应用安全性等研究的不断深入，其应用于临床的脚步将越来越近。

多能干细胞； 关节； 软骨； 组织工程

关节软骨位于骨骼末端，主要起承重、减震和润滑关节的作用。关节软骨属于透明软骨，由软骨细胞及其分泌的细胞外基质构成。由于缺乏血运及相应的营养物质，关节软骨损伤后，病变处不能聚集足够的活性细胞以及分泌充足的细胞外基质，使其难以自我修复。而当前无论是应用于临床的治疗药物，还是一些传统的外科手术以及新兴的微创手术，均不能实现关节软骨损伤完好修复的目的。组织工程技术是基于种子细胞、支架材料和细胞生长因子的新兴技术，旨在利用生物活性物质，通过体外培养和构建的方法，修复或再造组织和器官。因此，软骨组织工程技术为关节软骨损伤修复提供了更好的治疗策略。当前，限制软骨组织工程技术广泛应用于临床的障碍之一便是种子细胞的选择问题。理想的种子细胞应满足以下要求：（1）来源丰富，取材方便；（2）体外有较强的增殖和定向分化能力，且能保持细胞表型不变；（3）能适应受区环境和支架材料，与支架材料接种后能保持较高的黏附率；（4）能方便地通过分子生物学技术进行基因修饰；（5）植入体内可完全替代缺失细胞，保持修复组织的表型；（6）保证临床应用安全性，无明显的免疫排斥和其他潜在的危险等［1］。而全新的种子细胞—诱导多能干细胞（induced pluripotent stem cell， iPSC）的出现，为软骨组织工程技术广泛应用于临床治疗关节软骨损伤奠定了基础。本文就最近几年人iPSC（human induced pluripotent stem cell， hiPSC）的研究进展以及结合软骨组织工程技术修复关节软骨损伤作一综述。

一、iPSC简介

2006年，日本东京大学的Takahashi和Yamanaka［2］首次运用逆转录病毒感染技术，将Sox2、Oct3/4、Klf4和cMyc 4种转录因子导入小鼠胚胎成纤维细胞中，产生了具有胚胎干细胞（embryonic stem cell，ESC）功能和特性的iPSC。与ESC相比，iPSC具有与其相似的细胞形态、生长特性、基因表达以及形成畸胎瘤和嵌合体等特性，并且还有来源广泛、相对容易获得和个体疾病特异性等优势，在再生医学与组织工程学领域展现出了广阔的应用前景。当前，iPSC的应用主要集中在疾病模型的建立以及药物的开发和筛选。其中，建立动物疾病模型以研究疾病发生、发展的机制为主，为人类相关疾病治疗提供依据，疾病特异性的iPSC为研究疾病机制和寻找治疗新方法开创了新道路。新药的发现及评价主要通过动物实验进行，但人与动物之间的差异使动物实验难以准确预测相关指标，而iPSC及其体外定向分化为其他各系细胞的特性使其在细胞水平上为新药的药理、药效、毒理、药代等研究提供了新策略。

二、不同组织来源细胞重编程为hiPSC

现已发现多种不同组织来源的细胞可以重编程为hiPSC，如皮肤成纤维细胞［3］、胚外组织细胞［4］、胚胎神经干细胞［5］以及间充质干细胞（mesenchymal stem cell，MSC）［6］等，但获取这些细胞的方法并不能广泛应用于临床。Zhou等［7］利用从尿液中收集的肾小管上皮细胞，经体外培养后成功重编程为hiPSC，因为尿检是临床诊疗常规检查之一，方便无创，所以更容易被患者接受。另外，Loh等［8］发现血细胞可重编程为hiPSC，虽然转化效率相对于成纤维细胞要低很多，但临床收集患者血细胞相对于有创穿刺获取皮肤组织块、骨髓、羊水等要更方便易行，因此这种方法更适用于临床。最近，Hubbard等［9］和Su［10］利用非整合型附着体载体，成功将极少量外周血单核细胞重编程为hiPSC，并且操作简便，经济有效，安全性高，为临床广泛地获得hiPSC奠定基础。

三、iPSC重编程安全性

逆转录病毒和慢病毒是最早应用于iPSC重编程的载体，它们在重编程过程中会随机将外源基因插入到宿主细胞基因组中，从而导致插入突变，这种基因整合带来无数的可能性，增加了体内形成肿瘤的风险。因此，为保证iPSC的临床应用安全性，降低致瘤风险，就应该做到避免基因整合的发生。

慢病毒和逆转录病毒属于基因整合型病毒载体，为避免基因整合，可以考虑将外源基因导入到相对安全的基因位点如腺伴随病毒整合位点-1（AAVS-1）［11］，也可以利用Cre/LoxP重组酶系统［12］将导入的外源基因标记后再直接切除。使用非基因整合型病毒载体如腺病毒［13］和仙台病毒［14］也能够获得无外源基因整合的iPSC。转座子系统（PiggyBac［15］和Sleeping Beauty［16］）通过DNA复制或直接切除两种方式获得可移片段后，重新插入基因组DNA中的，该过程仅作用于DNA层面，不会在反转录过程中发生基因突变，因此更加简便、安全。此外，应用非整合型附着体载体（Episomal Vectors）［9-10，17］导入重编程基因后，通过简单的细胞培养就可以去除iPSC中的附加体载体，而无需任何额外的操作，被认为是当前最安全的制备iPSC的方法。

四、hiPSC相对于其他种子细胞的优势

目前可选择的软骨组织工程种子细胞有自体软骨细胞、成体干细胞、ESC以及iPSC。软骨细胞由于来源有限，体外扩增培养这一过程必不可少，而软骨细胞在体外传代过程中会出现去分化［18］，并且在软骨缺损修复过程中可能出现以大量Ⅰ型胶原蛋白为主的纤维软骨修复［19］，因此不能广泛应用于临床。成体干细胞如MSC虽具有良好的多向分化潜能，但也有其自身的缺点，随着患者年龄的增长，其分化潜能会逐渐下降，在长期传代扩增过程中会改变细胞表型，最终导致细胞自发地表型转变［20-22］。ESC理论上在合适的调控条件下可以分化为任意类型的细胞，但ESC的伦理问题以及致瘤性当前仍无法解决，是阻碍其临床研究及应用的主要障碍［23］。iPSC具有全能性和无限增殖性，克服了软骨细胞和成体干细胞的缺点。并且，iPSC是由患者提供的体细胞重编程而获得，也规避了临床应用ESC所带来的伦理道德问题。不仅如此，iPSC还可为临床患者提供个体化治疗方案，使用患者体细胞重编程的iPSC治疗疾病时，降低了细胞及组织器官移植后发生免疫排斥的风险。因此，可以认为iPSC是软骨组织工程极具潜力的种子细胞。

五、hiPSC向软骨细胞诱导分化

已有报道证实，将hiPSC移植入免疫缺陷小鼠体内能够形成畸胎瘤，并且畸胎瘤中可以观察到软骨组织［3，24-25］，证明了hiPSC在一定条件下可以诱导分化为软骨细胞。由于hiPSC直接进入体内会有形成肿瘤的风险，因此，在应用于临床治疗软骨损伤前，需要将其诱导分化为软骨细胞。目前，传统的hiPSC向软骨细胞诱导分化的策略可归纳总结为以下三类：

1.拟胚体途径的软骨细胞分化：拟胚体是指体外培养的ESC在一定的条件下，自发形成的类似早期发育胚胎的球体结构。拟胚体的形成一般分为两个阶段，即简单拟胚体阶段和囊状拟胚体阶段，其中囊状拟胚体具备类似胚胎发育中典型的三胚层结构，而中胚层细胞可在一定条件下向软骨细胞系分化，拟胚体的体外分化可基本模拟体内组织分化和发育的过程［26］。hiPSC与ESC一样能在体外培养时形成拟胚体，因此hiPSC可经拟胚体途径向软骨细胞分化。首先，hiPSC经消化后制成单细胞悬液或细胞团，在拟胚体培养基条件下诱导其形成拟胚体；然后，将拟胚体细胞置于2D或3D条件下培养，并使用成软骨诱导分化培养基诱导，使其分化为软骨细胞样细胞［5，27-30］。该分化方法的缺点是诱导分化效率低，获得的软骨细胞样细胞数量少，并且由于拟胚体会自发随机分化而影响细胞同质性。

2. MSC途径的软骨细胞分化：MSC主要源于发育早期的中胚层细胞，是一种具有自我复制能力和多向分化潜能的成体干细胞，在体外一定的诱导条件下，可分化为骨、软骨、脂肪、肌肉、神经等多种组织细胞。MSC途径的软骨细胞分化方法是采取逐步分化的策略，即先将hiPSC在体外形成拟胚体，随后通过更换拟胚体细胞培养皿并使用MSC培养基诱导其分化为MSC样细胞，最后通过成软骨诱导分化培养基将MSC样细胞诱导分化为软骨细胞样细胞［31-33］。该方法获得高纯度的MSC样细胞需经过多次传代分选，操作相对繁琐，并且仍需要经历拟胚体阶段。而在另一项研究中，Liu等［34］将hiPSC单层培养在纤维状仿生结构Ⅰ型胶原蛋白涂层的培养皿上，利用加有胎牛血清、抗坏血酸磷酸酯镁盐和地塞米松的alpha-MEM培养基诱导hiPSC分化，直接获得了大量MSC样细胞。此外，Chen等［35］将hiPSC培养于含有TGF-β1通路抑制剂SB431542的无血清培养基中，10 d后，再加入传统MSC培养基，同样获得了具有多向分化功能的MSC样细胞。这种将hiPSC一步分化为MSC的方法不仅操作简便、高效，还避开了拟胚体阶段的自发随机分化。

3. hiPSC与原代软骨细胞共培养：细胞共培养是指将两种或两种以上的细胞共同培养在同一环境中，使辅助细胞可以诱导目的细胞向辅助细胞或向另一种细胞分化。原代软骨细胞分泌的多种生长因子可促进hiPSC向软骨细胞诱导分化，并且共培养技术还相对真实地模拟了细胞体内生长环境，其结果与体内试验更为接近。Qu等［36］在无饲养层细胞条件下，使用插入式Transwell将hiPSC与原代软骨细胞共培养，加入软骨细胞培养基培养14 d后，成功获得了软骨细胞样细胞。Wei等［37］先将慢病毒介导转染的TGF-β1/hiPSC培养在海藻酸钠支架上形成细胞支架复合结构，然后再将其和原代软骨细胞共培养于插入式Transwell中，加入成软骨诱导分化培养基培养14 d后，同样得到了软骨细胞样细胞。共培养方法的诱导分化效率主要决于原代软骨细胞的质量，而健康的软骨细胞来源有限，且提取过程需有创操作，所以并不能广泛应用于临床。

而最近Yamashita等［38］建立了一种新的分化方法：首先将hiPSC在无饲养层细胞条件下培养于Matrigel基质涂层培养板上；随后利用Wnt3a和激活素A诱导hiPSC分化为中内胚层细胞；继而将培养基更换为加有抗坏血酸、BMP-2、TGF-β1和GDF-5的基础培养基诱导其向软骨细胞分化；14 d后挑选出分化的细胞团转为无支架悬浮培养对其纯化，继续培养后，最终可获得同质的的透明软骨细胞微粒。该方法操作简单，适用于多种hiPSC系，并且获得的软骨细胞为表达Ⅱ型胶原蛋白（而不表达Ⅰ型胶原蛋白）的纯化透明软骨细胞，不仅可以有效修复关节软骨损伤，还降低了临床应用风险。

六、hiPSC与关节软骨修复

自体软骨细胞移植是指从负重较小的关节处提取软骨组织块，经酶消化为软骨细胞后体外增殖培养，再移植到软骨病变处修复关节软骨损伤［39］。现已证明，自体软骨细胞移植在治疗关节软骨损伤类疾病尤其是膝关节损伤具有很好的疗效［40-42］。但是，健康的自体软骨细胞来源毕竟有限，若关节软骨缺损范围较大，考虑到软骨细胞体外培养的去分化现象，则无法获得足够数量的软骨细胞来满足临床需求。并且，自体软骨细胞移植的疗效还取决于软骨细胞的质量，而年龄因素会直接影响软骨细胞的质量。因此，自体软骨细胞移植并不适用于每一位临床患者。

hiPSC作为软骨组织工程极具潜力的种子细胞，其多项优势能够弥补自体软骨细胞的缺点。并且大量动物实验表明，利用hiPSC完全可以修复关节软骨损伤。Uto等［43］通过在小鼠关节软骨缺损处移植入iPSC和明胶混合物后，在缺损处可观察到软骨关节面再生，而在种属不匹配组（iPSC与宿主遗传背景有差异）和高浓度iPSC组则形成了畸胎瘤。说明了iPSC在体内可以形成软骨样组织修复关节软骨缺损，但直接移植iPSC和微小的种属不匹配可能有致瘤风险。而hiPSC可以由患者自身体细胞重编程后生成，没有种属差异，经体外分化为软骨细胞后再移植可以降低致癌风险。Ko等［27］将hiPSC在海藻酸钠水凝胶中培养并诱导hiPSC定向软骨细胞分化，随后将分化的hiPSC与海藻酸钠水凝胶复合物移植入关节软骨缺损的免疫缺陷小鼠模型中，12周后在缺损处观察到表面光滑、附着牢固的软骨样组织，成功地修复了关节软骨缺损，并且新生软骨组织大部分由移植的hiPSC构成。充分证明了hiPSC源性软骨细胞能够在体内修复关节软骨损伤。此外，Yamashita等［38］将纯化的hiPSC源性透明软骨细胞微粒移植入严重联合免疫缺陷小鼠和免疫抑制迷你猪的关节软骨缺损处，新生软骨得以存活，并与宿主关节软骨相互融合，不但成功地修复了关节软骨缺损，还没有异位组织和肿瘤形成，保证了hiPSC临床应用的安全性。并且，迷你猪体内实验的结果还表明hiPSC可适用于大型动物，预示着人类关节软骨损伤同样可以被hiPSC修复。

再生医学与组织工程学的最终目标是体外再造出功能性组织和器官。理论上讲，人类器官可以通过在缺失某一特定器官的动物胚囊内移植hiPSC后再生而获得。现已证明在缺失胰腺组织的（Pdx1基因缺失）小鼠胚囊移植入小鼠iPSC后可以使小鼠胰腺再生［44］。但这种方法不仅面临许多伦理问题，还因为再生组织器官的血管结构是由原宿主体内生成，将其移植到新宿主体内有可能发生免疫排斥反应而备受争议。软骨组织工程支架作为软骨细胞外基质的替代物，不仅为细胞提供适宜的生存环境，还能诱导和调控细胞的分化，形成全新的功能性组织器官。因此，软骨组织工程支架完全可以替代宿主动物成为hiPSC载体，不但可以搭载细胞进行细胞移植，还可以经体外适宜条件下培育出新的软骨组织。此外，软骨组织不含有血管，不会发生移植免疫排斥反应，并且相对于其他组织器官，关节软骨结构简单，体外培育也容易得多。所以说，利用软骨组织工程支架材料，将hiPSC体外培养出软骨组织器官后直接移植完全可行。虽然当前还无法实现hiPSC体外软骨组织和器官的再造，但随着再生医学与组织工程技术的发展，各种新型软骨组织工程仿生支架的出现，基于hiPSC的体外软骨组织和器官再造将成为可能。

综上所述，hiPSC在应用于临床修复关节软骨损伤方面可考虑以下策略，首先把患者提供的细胞（外周血有核细胞、尿液细胞等）经安全高效的重编程方法获得hiPSC，然后体外大量扩增以备于需要大量细胞来修复比较大的软骨缺损，再将其诱导分化为软骨细胞，最后与软骨组织工程支架材料相结合，用于软骨细胞移植；也可以将hiPSC利用软骨组织工程技术，直接体外培育出功能性软骨组织和器官，用于组织器官移植修复关节软骨损伤。

七、结语

目前，虽然iPSC在临床应用方面仍处于起步阶段，但随着广大科研工作者对其不断地钻研和努力，已取得重大进展。尤其是在2013年7月，日本厚生劳动省正式批准日本理化学研究所等机构实施iPSC临床治疗研究。次年9月，该省又批准了应用iPSC制成的视网膜细胞进行眼科疾病治疗的临床研究，并由眼科专家Ttakahashi对6例渗出型老年性黄斑变性患者进行了iPSC源性的视网膜细胞移植手术，这为iPSC应用于临床迈出了十分重要的一步。虽然iPSC在软骨组织工程中具有广阔的应用前景，但要实现其广泛应用于临床的目标还有很长的路要走。随着对iPSC重编程分子机制的探索，重编程方法的改进，定向诱导分化的精确调控，大型动物试验和人体试验的证据填补，以及相关法律法规的批准，相信iPSC会逐渐应用于临床，为医学界带来新的希望。

1 Vats A， Tolley NS， Polak JM， et al. Stem cells： sources and applications ［J］.Clin Otolaryngol Allied Sci， 2002，27（4）：227-232.

2 Takahashi K， Yamanaka S. Induction of pluripotent stem cells from mouse embryonic and adult fibroblast cultures by defi ned factors［J］.Cell， 2006， 126（4）：663-676.

3 Takahashi K， Tanabe K， Ohnuki M， et al. Induction of pluripotent stem cells from adult human fibroblasts by defi ned factors［J］. Cell， 2007， 131（5）：861-872.

4 Cai J， Li W， Su H， et al. Generation of human induced pluripotent stem cells from umbilical cord matrix and amniotic membranemesenchymal cells ［J］.J Biol Chem，2010， 285（15）：11227-11234.

5Medvedev SP， Grigor'eva EV， Shevchenko AI， et al. Human induced pluripotent stem cells derived from fetal neural stem cells successfully undergo directed differentiation into cartilage［J］.Stem Cells Dev， 2011，20（6）：1099-1112.

6 Niibe K， Kawamura Y， Araki D， et al. Purified mesenchymal stem cells are an effi cient source for iPS cell induction［J］. PLoS One， 2011， 6（3）：e17610.

7 Zhou T， Benda C， Duzinger S， et al.Generation of induced pluripotent stem cells from urine［J］. J Am Soc Nephrol，2011， 22（7）： 1221-1228.

8 Loh YH， Agarwal S， Park IH， et al. Generation of induced pluripotent stem cells from human blood［J］.Blood， 2009，113（22）：5476-5479.

9 Hubbard JJ， Sullivan SK， Mills JA， et al. Efficient iPS cell generation from blood using episomes and HDAC inhibitors［J］. J Vis Exp， 2014（92）：e52009.

10 Su RJ， Neinses A， Zhang XB. Generation of iPS cells from human peripheral blood mononuclear cells using episomal vectors［J］. Methods Mol Biol， 2014 ［Epub ahead of print］.

11 Tay FC， Tan WK， Goh SL， et al. Targeted transgene insertion into the AAVS1 locus driven by baculoviral vector-mediated zinc fi nger nuclease expression in humaninduced pluripotent stem cells［J］. J Gene Med， 2013，15（10）：384-395.

12 Soldner F， Hockemeyer D， Beard C， et al. Parkinson's disease patient-derived induced pluripotent stem cells free of viral reprogramming factors［J］. Cell， 2009， 136（5）： 964-977.

13Zhou W， Freed CR. Adenoviral gene delivery can reprogram human fibroblasts to induced pluripotent stem cells［J］. Stem Cells， 2009， 27（11）： 2667-2674.

14 Fusaki N， Ban H， Nishiyama A， et al. Effcient induction of transgene-free human pluripotent stem cells using a vector based on Sendai virus， an RNA virus that does not integrate into the host genome［J］. Proc Jpn Acad Ser B Phys Biol Sci， 2009， 85（8）：348-362.

15 Woltjen K， Michael IP， Mohseni P， et al. PiggyBac transposition reprograms fi broblasts to induced pluripotent stem cells［J］. Nature， 2009， 458（7239）：766-770.

16 Grabundzija I， Wang J， Sebe A， et al. Sleeping Beauty transposon-based system for cellular reprogramming and targeted gene insertion in induced pluripotent stem cells［J］. Nucleic Acids Res， 2013， 41（3）：1829-1847.

17 Yu J， Hu K， Smuga-OttoK， et al. Human induced pluripotent stem cells free of vector and transgene sequences［J］. Science， 2009， 324（5928）：797-801.

18 Benya PD， Padilla SR， Nimni ME. Independent regulation of collagen types by chondrocytes during the loss of differentiated function in culture［J］. Cell， 1978，15（4）：1313-1321.

19 R o b e r t s S， M e n a g e J， S a n d e l l L J， e t a l. Immunohistochemical study of collagen types I and II and procollagen IIA in human cartilage repair tissue following autologous chondrocyte implantation［J］. Knee， 2009，16（5）：398-404.

20 Stolzing A， Jones E， McGonagle D， et al. Age-related changes in human bone marrow-derived mesenchymal stem cells： consequences for cell therapies［J］. Mech Ageing Dev， 2008，129（3）：163-173.

21 Payne KA， Didiano DM， Chu CR. Donor sex and age influence the chondrogenic potential of human femoral bone marrow stem cells［J］. Osteoarthritis Cartilage， 2010，18（5）：705-713.

22 Pittenger MF， Mackay AM， Beck SC， et al. Multilineage potential of adult human mesenchymal stem cells［J］. Science， 1999， 284（5411）：143-147.

23 Wakitani S， Takaoka K， Hattori T， et al. Embryonic stem cells injected into the mouse knee joint form teratomas and subsequently destroy the joint［J］. Rheumatology（Oxford），2003， 42（1）：162-165.

24 Yu J， Vodyanik MA， Smuga-Otto K， et al. Induced pluripotent stem cell lines derived from human somatic cells［J］. Science， 2007， 318（5858）：1917-1920.

25 Maherali N， Ahfeldt T， Rigamonti A， et al. A highefficiency system for the generation and study of human induced pluripotent stem cells［J］.Cell Stem Cell， 2008，3（3）：340-345.

26 Doetschman TC， Eistetter H， Katz M， et al. The in vitro development of blastocyst-derived embryonic stem cell lines： formation of visceral yolk sac， blood islands and myocardium［J］. J Embryol Exp Morphol， 1985， 87：27-45.

27 Ko JY， Kim KI， Park S， et al. In vitro chondrogenesis and in vivo repair of osteochondral defect with human induced pluripotent stem cells［J］.Biomaterials， 2014，35（11）：3571-3581.

28 Kim MJ， Son MJ， Son MY， et al. Generation of human induced pluripotent stem cells from osteoarthritis patient-derived synovial cells［J］. Arthritis Rheum， 2011，63（10）：3010-3021.

29 Matsumoto Y， Hayashi Y， Schlieve CR， et al. Induced pluripotent stem cells from patients with human fibrodysplasia ossificans progressiva show increased mineralization and cartilage formation ［J］. Orphanet J Rare Dis， 2013， 8：190.

30 Nasu A， Ikeya M， Yamamoto T， et al. Genetically matched human iPS cells reveal that propensity for cartilage and bone differentiation differs with clones， not cell type of origin ［J］. PLoS One， 2013， 8（1）：e53771.

31 Villa-Diaz LG， Brown SE， Liu Y， et al.Derivation of mesenchymal stem cells from human induced pluripotent stem cells cultured on synthetic substrates［J］. Stem Cell Dev， 2013， 30（6）：1174-1181.

32 Koyama N， Miura M， Nakao K， et al. Human induced pluripotent stem cells differentiated into chondrogenic lineage via generation of mesenchymal progenitor cells［J］. Stem Cells Dev， 2013， 22（1）：102-113.

33 Lee TJ， Jang J， Kang S， et al. Mesenchymal stem cellconditioned medium enhances osteogenic and chondrogenic differentiation of human embryonic stem cells and human induced pluripotent stem cells by mesodermal lineage induction［J］. Tissue Eng Part A， 2014， 20（7-8）：1306-1313.

34 Liu Y， Goldberg AJ， Dennis JE， et al. One-step derivation of mesenchymal stem cell （MSC）-like cells from human pluripotent stem cells on a fibrillar collagen coating［J］. PLoS One， 2012， 7（3）：e33225.

35 Chen YS， Pelekanos RA， Ellis RL， et al. Small molecute mesengenic induction of human induced pluripotent stem cells generate mesenchymal stem/stromal cells［J］. Stem Cells Transl Med， 2012， 1（2）：83-95.

36 Q u C， P u t t o n e n K A， L i n d e b e rg H， e t a l. Chondrogenic differentiation of human pluripotent stem cells in chondrocyte co-culture［J］. Int J Biochem Cell Biol， 2013， 45（8）：1802-1812.

37 Wei Y， Zeng W， Wan R， et al. Chondrogenic differentiation of induced pluripotent stem cells from osteoarthritic chondrocytes in alginate matrix［J］. Eur Cell Mater， 2012，23：1-12.

38 Yamashita A， Morioka M， Yahara Y， et al. Generation of scaffoldless hyaline cartilaginous tissue from human iPSCs［J］. Stem Cell Reports， 2015， 4（3）：404-418.

39 Brittberg M， Lindahl A， Nilsson A， et al. Treatment of deep cartilage defects in the knee with autologous chondrocyte transplantation［J］. N Engl J Med， 1994， 331（14）：889-895.

40 Ochs BG， Müller-Horvat C， Albrecht D， et al.Remodeling of articular cartilage and subchondral bone after bone grafting and matrixassociated autologouschondrocyte implantation for osteochondritis dissecans of the knee［J］. Am J Sports Med， 2011， 39（4）：764-773.

41 Viste A， Piperno M， Desmarchelier R， et al. Autologous chondrocyte implantation for traumatic fullthickness cartilage defects of the knee in 14 patients： 6-year functional outcomes［J］. Orthop Traumatol Surg Res， 2012，98（7）：737-743.

42 Z h a n g Z， Z h o n g X， J i H， e t a l. M a t r i xinduced autologous chondrocyte implantation for the treatment of chondral defects of the knees in Chinese patients［J］. Drug Des Devel Ther， 2014， 8：2439-2448.

43 Uto S， Nishizawa S， Takasawa Y， et al. Bone and cartilage repire by transplantation of induced pluripotent stem cells in murine joint defect model［J］. Biomed Res， 2013，34（6）：281-288.

44 Kobayashi T， Yamaguchi T， Hamanaka S， et al. Generation of rat pancreas in mouse by interspecifi c blastocyst injection of pluripotent stem cells［J］. Cell， 2010，142（5）：787-799.

Progress of iPSCs in articular cartilage injury repairing with tissue engineering technology

Feng Zhenbang1， Li Meng1， Wang Zongqiang1， Zhang Butian2， Lyu Xiaoxia3， Jiang Jinlan1，4，1Department of Orthopedic Surgery，2Department of Radiology，4Scientific Research Center，China-Japan Union Hospital， Jilin University， Changchun 130033， China；3Central Laboratory of Shandong Provincial Hospital， Jinan 250021， China

Jiang Jinlan， Email：jiangjl2003@hotmail.com

Locating at the ends of bone， articular cartilage provides weight bearing，shock absorption and lubrication to the diarthrodial joints. Articular cartilage has no blood vessels， and thus has poor self-repairing capacity after being damaged. Articular cartilage injury is common in clinical settings and there are no ideal treatments which can effectively improve the cartilage regeneration. Recently， the emergence and development of tissue engineering technology based on seed cells， scaffolds and growth factor provides a new approach for the repair of articular cartilage injury. Induced pluripotent stem cell（iPSC）， a new kind of seed cell for cartilage tissue engineering， shows overwhelming advantages for chondrocyte，cartilage tissue or organ regeneration over the other seed cells. With the rapid development of tissue engineering technology and breakthroughs made in iPSC research field， such as a better understanding of cellular reprogramming mechanism， the optimization of the methods for chondrogenic differentiation， the iPSC and tissue engineering technology will be used for articular cartilage injury in the foreseeable future.

Multipotent stem cells； joints； cartilage； tissue engineering

2015-05-12）

（本文编辑：陈媛媛）

10.3877/cma.j.issn.2095-1221.2015.04.010

吉林省卫生计生科研计划（20142037）

130033 长春，吉林大学中日联谊医院骨科1，放射科2，科学研究中心4；250021 济南，山东省立医院中心实验室3

姜金兰，Email：jiangjl2003@hotmail.com