微藻固定转化烟气CO2强化技术

姜加伟，程丽华，徐新华，张林，陈欢林

（1浙江大学环境工程系，浙江 杭州 310058；2浙江大学化学工程与生物工程学系，浙江 杭州 310027）

微藻固定转化烟气CO2强化技术

姜加伟1，程丽华1，徐新华1，张林2，陈欢林2

（1浙江大学环境工程系，浙江 杭州 310058；2浙江大学化学工程与生物工程学系，浙江 杭州 310027）

全球气候变暖和能源危机是21世纪影响人类生存发展的重要问题。微藻由于具有利用太阳能、固定CO2并转化为油脂等产物的能力以及环境适应性强、光合效率高、繁殖快等优势，微藻固碳技术有望成为缓解温室效应和能源危机的有效方法之一，但是该技术目前仍存在去除烟气CO2转化油脂效率低的问题。本文分析了微藻固碳过程中碳传递转化途径，介绍了强化微藻固定与转化烟气CO2的技术研究，包括微藻固碳与转化油脂的生物强化、微藻固定CO2的反应器强化、微藻固定与转化CO2技术的耦合，重点讨论了强化微藻固碳与转化的生物技术和膜技术研究现状及存在问题。最后指出微藻固碳的生物技术、膜技术及其他多技术的耦合有望进一步提升烟气CO2的高效固定与转化，是强化微藻固定转化烟气CO2的重要研究方向。

微藻；烟气；CO2固定转化；生物技术；膜技术

Key words：microalgae；flue gas；CO2fixation and conversion；biotechnology；membrane technology

自18世纪工业革命以来，人类对于煤、石油、天然气等化石燃料的使用逐渐增多。化石燃料的大量使用导致大气中CO2浓度迅速增高，从而引发全球气候变化、温室效应及海洋酸化等一系列环境问题，对人类的生存和发展产生巨大影响[1]。IPCC（Intergovernmental Panel on Climate Change）2011年《可再生能源资源与减缓气候变化特别报告》指出，大气中CO2浓度从工业革命开始持续上升，截止2010年大气中CO2浓度高达0.039%，相比于工业革命前上升了39%[2]。大气中CO2的浓度升高主要来自于化石燃料的燃烧[1]，而化石燃料的过量使用也使得能源危机日益加重。因此，减少化石燃料燃烧产生的CO2和新型可再生能源研究对于缓解全球气候变化及能源危机等问题具有重要的意义。

针对CO2的分离、固定与转化，现有的技术可以分为3种策略：①物化去除方法，例如用Ca(OH)2等碱溶液进行清洗[3]、用活性炭包裹的胺溶剂吸收[4]、用多层碳纳米管材料吸附[5]、用高分子配位聚合物进行吸附[6]等；②通过CCS技术将浓缩后的CO2直接注入到地下或者海洋底部[7]；③利用微藻等的光合作用固定CO2[8]。与前两种方法相比，微藻利用太阳能通过光合作用将CO2同化为自身物质，具有对环境友好、可生产高附加值生物产品与可再生能源等优点，因此逐步成为固碳领域的研究热点。

微藻生物技术相关研究始于20世纪50年代。Meier教授最早提出将微藻用于生物能源研究，随后，美国、日本等国的科学家也相继开展了大量的微藻应用研究[9]。我国在微藻固碳领域的相关研究虽然开展较晚，但也颇具特色[10-14]。目前，在烟气CO2固定过程中，普遍存在CO2去除和产物转化效率低等问题。为促进我国在微藻固定转化烟气CO2方面的研究，本文以微藻固定烟气CO2及其转化过程的强化为着眼点，对促进烟气CO2固定与转化的技术研究作了初步的综述，包括微藻固定与转化烟气CO2的生物强化、微藻固碳的反应器强化及相关技术耦合，特别是微藻固碳与转化的生物技术和膜技术，并对微藻固定与转化烟气CO2技术的发展进行了展望。

1 微藻固定与转化CO2途径

图1 微藻生物固碳转化途径示意图

微藻固碳通常是指自养型微藻利用太阳能吸收CO2转化为自身物质。如图1所示，该过程要经历CO2形态间的相互转化和传递，最终被微藻细胞吸收利用。CO2通常以气态形式存在于大气中，CO2由气相进入到培养液，再由培养液进入到微藻细胞内部实现生物固定，需要经历气相、液相和固相三相间的传递与转化，因此CO2传递和固定会受到多方面因素的影响[15]。CO2气体进入培养液时会通过气液界面形成的气膜，经过气液界面进入液膜，然后扩散到培养液中。溶解在培养液中的无机碳主要有CO2、、三种形式，各种形态比例会因为pH值的不同而有所差异，同时微藻细胞表面及外部分泌的碳酸酐酶Carbonic Anhydrase（CA）能促进CO2与HCO3-之间的相互转化。一般情况下，微藻可以直接利用CO2和，而无法利用H2CO3和。培养液中CO2与经过被动扩散和主动运输进入细胞内部，进一步传递与固定。在微藻细胞内部，CO2的传递经历了形态的转化与运输，最终进入Calvin循环。Calvin循环由13个步骤组成，主要分为羧化、还原和再生3个阶段：①羧化阶段，在核酮糖-1,5-二磷酸羧化酶（Rubisco）的作用下，催化核酮糖-1,5-二磷酸和CO2产生3-磷酸甘油酸；②还原阶段，3-磷酸甘油酸在3-磷酸甘油酸激酶的催化下被ATP磷酸化，形成1,3-二磷酸甘油酸，然后在磷酸甘油醛脱氢酶的作用下，被NADPH还原为甘油醛-3-磷酸，甘油醛-3-磷酸是脂肪酸等物质合成的前体，经过进一步的代谢转化合成生物油脂；③再生阶段，甘油醛-3-磷酸分子在酶与ATP的作用下转变、酸化形成核酮糖-1,5-二磷酸，然后与CO2相结合，完成Calvin循环过程，实现对CO2的固定[14]。

CO2的气体流速、浓度及气液接触面积都会对液相中的CO2浓度产生影响；液相中pH值、温度、CO2浓度梯度等会影响CO2在液相中的传质速率及含量；在微藻细胞表面，生物与外界环境的交互作用及相关酶的活性是决定CO2生物固定速率的主要因素；在微藻细胞内部，相关碳浓缩机制以及代谢途径中关键酶的活性与表达是实现CO2固定与产物生产的关键环节。因此，完成CO2气体到生物质的固定转化需要中间各个环节的综合调控。

2 微藻固定与转化CO2的生物强化

2.1 CO2浓度对微藻生长与固碳过程的影响

碳元素是微藻生物体主要组成元素，约占生物体质量的36%～59%[17]。空气中CO2浓度（体积分数，下同）仅为0.03%，在水中溶解度低，难以满足微藻高密度培养需求[18]。因此促进微藻对烟气CO2的固定转化和资源化利用是目前一大研究热点[19-21]。CO2作为微藻细胞的主要碳源，其浓度、浓度变化及存在形态对微藻生长、CO2固定及油脂积累均具有重要影响。

Jiang等[22]发现在0.1L/(L·min)通气比条件下，Nannochloropsissp.最大生物量密度和比生长速率由通空气条件下的0.39g/L和0.33/天上升至通入15% CO2条件下的1.43g/L和0.52/天。Chiu等[23]考察了不同CO2浓度在0.25 vvm条件下对Chlorellasp.生长的影响，发现在2% CO2条件下比生长速率最高，为0.492/天，CO2浓度继续升高，比生长速率逐渐下降，且10%和15% CO2条件下微藻生长受到严重抑制。同时发现较高初始生物量密度实验组在高浓度CO2条件下微藻生长较好。Chiu等[24]进一步发现，Nannochloropsis. oculataNCTU-3经过2% CO2的预培养可以直接在15% CO2条件下生长。上述研究表明，微藻在模拟烟气CO2浓度条件下的生长与微藻藻种、初始生物量密度和CO2浓度变化情况相关，合适的藻种、较高的初始生物量密度和逐步提高CO2浓度策略可有效提高微藻对烟气CO2环境的耐受性。

随着CO2浓度的升高，CO2去除速率逐渐提高，但去除率通常下降。Chiu等[24]研究发现，Nannochloropsis oculata.NCTU-3在2%、5%、10%和15% CO2浓度对应的CO2去除速率分别是0.175g/(L·h)、0.195g/(L·h)，0.292g/(L·h)和0.328

g/(L·h)，而对应去除率分别是47%、20%、15%和11%。本文作者课题组Lv等[25]研究发现CO2浓度由0.5%上升至12%，Chlorella vulgaris的CO2去除率由35%下降至2%。相关研究发现CO2供应不足会导致微藻胞内用于固定CO2的关键酶Rubisco与O2结合，从而降低对CO2的固定[26]。而高浓度CO2会降低培养环境的pH值，Moazami-Goudarzi等[27]考察酸性条件下微藻培养环境中无机碳变化及对微藻生长影响，发现pH5.0条件下微藻培养环境中无机碳主要以CO2形式存在，液相中大量CO2会使微藻胞外碳酸酐酶失去活性，和CO2的利用受到抑制。

微藻兼具固碳和产油功能，但细胞油脂产率与CO2固定通常成相反关系[18]。Chiu等[23-24]发现，Chlorellasp.在2%、5%、10%和15% CO2条件下对应CO2去除速率和油脂产率分别是0.218g/(L·h)、0.263g/(L·h)、0.388g/(L·h)、0.478g/(L·h)和0.119 g/(L·d)、0.108g/(L·d)、0.103g/(L·d)、0.081g/(L·d)。Lv等[25]也考察了Chlorella vulgaris在0.5%、1%、6%、12% CO2条件下油脂积累状况，并得出了类似的结果。以上研究显示，随着CO2浓度提高，其CO2去除速率上升，但油脂产率逐渐下降。而Tang等[28]考察了Scenedesmus obliquusSJTU-3和Chlorella pyrenoidosaSJTU-2在不同CO2浓度条件下油脂含量和脂肪酸组成情况，发现随着CO2浓度升高细胞油脂含量逐渐提高，而且较高浓度CO2更有利于总脂和多不饱和脂肪酸的合成。因此，烟气浓度CO2通常会对微藻油脂合成产生抑制作用，特定藻体会由于自身特异性及培养环境的不同积累油脂。

2.2 高CO2浓度耐受藻种的筛选

工业烟气中CO2浓度普遍介于10%～20%[36]。研究表明，CO2浓度超过5%会对微藻生长和固碳产生抑制作用[37]。通常在微藻利用烟气CO2时，其通气比较大，气液相CO2接近平衡，此时藻液pH值偏低，微藻对高CO2浓度需要具有一定耐受性。耐受烟气CO2浓度藻种一般要满足以下的基本要求：在高CO2浓度条件下具有较高的生长速率；较高的CO2去除率；实际应用时，藻种还要对NOx、SOx、重金属离子、pH值和温度等因素具有广泛的适应性[38]。

近年来国内外科研工作者对现有藻种进行了诱导变异、驯化和分离，筛选出多株具有高CO2浓度耐受性藻种，CO2去除率也得到提升。De Morais等[39]在燃煤型热电厂的污水处理池中分离出Scenedesmus obliquus和Chlorella kessleri两株藻种，发现C. kessleri在6% CO2条件下可以达到最大比生长速率0.267/d和最大生物量产率0.089g/(L·d)，而S. obliquus在12% CO2条件下可以达到最大生物量密度1.14g/L。Yue等[40]在沈阳热电厂附近的土壤液中分离出ChlorellaZY-1藻种，在10% CO2的条件下可以达到最大生长速率为1.17g/(L·d)，且可以在70% CO2浓度条件下生长，具有较好的高CO2浓度耐受性。在传统藻种筛选基础上，理化方法导致的藻种变异选择也得到了广泛的应用。Ong等[41]采用化学变异方法分离出具有高CO2耐受性藻种Chlorellasp. MTF-7，在23%±5% CO2条件下，其最大生物量产率和最大油脂含量分别达到0.52g/(L·d)和25.2%，CO2去除率为60%。Cheng等[42]采用核辐射诱变方法筛选出变异Chlorella pyrenoidosa，在15% CO2条件下该藻种生物量产率可以达到0.68g/(L·d)，CO2固定速率可以达到1.54g/(L·d)，CO2去除率为32.7%。通过对培养液中碳、氮、磷、镁元素比值优化，该藻生物量密度可以达到5.42g/L，通过反应器多级处理，CO2去除效率可以达到85.6%[43]。Li等[44]采用紫外诱变方法对Scenedesmus obliquus藻种进行处理，新藻种S. obliquusWUST4在12% CO2和0.1L/(L·min)通气比条件下，CO2去除率为67 %，显现出较好的高CO2浓度耐受性及较高的CO2去除率。表1给出了已筛选出来的小球藻、葡萄藻、栅藻等藻种在模拟烟气浓度CO2条件下的生长、固碳和油脂积累情况。如表1所示，这些藻种可以耐受5%以上CO2气体，但CO2去除率普遍较低，同时烟气CO2浓度下的油脂积累研究较少，油脂产率较低。

工业烟气同时含有大量的NOx、SOx及重金属离子等有毒有害成分，因此，所选藻种还应对以上烟气成分具有一定的适应性。经过脱硫、脱硝处理后，工业排放的烟气中SOx和NOx通常仍在0.02%以上，而大多数高CO2耐受性藻种仅能够在SOx和NOx含量为0.005%的条件下生长[36]。Yue等[45]在微藻烟气固碳实验中发现SO2并非直接对小球藻的生长产生影响，而是由高SO2浓度引起的pH值降低对藻体产生抑制作用。因此，在工程应用中保证高脱硫效率同时，尽量保持适当的pH值，可以减少烟气SO2对微藻生长的影响。

表1 微藻在模拟烟气CO2浓度下生长、固碳和油脂积累情况

2.3 强化微藻固碳与转化的生物技术

微藻固碳生物工程研究主要集中在固碳机制及相关酶代谢机理研究。在产物转化方面，针对微藻代谢途径的基因工程强化技术已经展开应用，但仍需要进一步的探究。

CO2由外界进入到细胞内部的过程较为复杂。有研究表明，微藻在低浓度CO2环境中会形成一种主动运输外界无机碳提高微藻胞内无机碳含量的机制——无机碳浓缩机制（CCM）[12]。如图1中所示，Woodger等[46]研究发现在蓝藻细菌中含有3个HCO3-转运子和2个CO2传输系统，外部环境中CO2和HCO3-通过相应的转运子传递到类囊体上Rubisco酶的活性位点以提高无机碳含量，然后进入Calvin循环进行固定。Moroney等[47]对Chlamydomonas reinhardtii的CCM机制进行研究，发现培养液中的CO2和HCO3-在游离碳酸酐酶（CAH1和CAH8）催化下相互转化，由相应转运子进入细胞内部，经过胞内相应碳酸酐酶（CAH9、CAH6和CAH3）对无机碳形态的转化，最后进入叶绿体内部实现基质内无机碳浓度的提高，增加Rubisco酶催化活性，促进CO2固定。

烟气中CO2通常会对微藻生长产生严重抑制，但部分藻种在烟气CO2浓度下仍然能够正常生长。当微藻从低浓度CO2切换到较高浓度CO2初期，与CO2固定、O2产生和光量子产率相关的PSⅡ光合系统活性受到抑制，而在PSⅠ系统中的环形电子链传递活性提高。类似NADPH的还原剂累积引发的质体醌池活性下降可能是导致以上两种状态转变的主要原因[48]。Satoh等[49]发现Chlorococcum littorale由空气切换到20% CO2中时，胞内碳酸酐酶会引发细胞质pH值的下降，对微藻的光合固碳代谢产生抑制作用。而具有高CO2浓度耐受性藻种其胞内代谢通常会发生以下3种机制：①光合器官状态转换导致ATP增加，维持胞内pH值稳定；②快速可逆地关闭CCM机制，防止高CO2浓度条件下藻体胞内pH值下降；③多种胞内油脂代谢调节，优化源库平衡和光合器官膜的快速重排。因此，微藻细胞叶绿体基质腔和细胞质酸化过程被抑制，Rubisco酶活性得以保持，结果微藻表现出对高浓度CO2的耐受性[50]。尽管微藻在高浓度CO2条件下的固碳机制研究已经开展，但其内部生理生化变化仍需要更深一步的探究。

微藻基因工程应用在未来的食品、制药、能源等方面具有巨大的潜在意义。通过基因工程调控微藻代谢途径在微藻高油脂化领域已经得到广泛关注[51]，但在微藻吸收固定CO2方面仍然较少。微藻固碳代谢普遍依靠C3途径，在该途径中核酮糖-1,5-二磷酸羧化酶（Ribulose-1,5-bisphosphate carboxylase）可催化核酮糖-1,5-二磷酸和CO2产生3-磷酸甘油酸，进一步生成脂肪酸。该酶是微藻光合固碳及油脂合成代谢途径中重要的限速因子[52]。Msanne等[53]测定了Chlamydomonas reinhardtii在氮抑制油脂富集过程中胞内蛋白及基因表达变化，发现氮抑制条件会导致核酮糖-1,5-二磷酸羧化酶蛋白含量下降，引发光合速率下降，影响固碳效率。微藻油脂转化基因工程应用主要分为两个方向：①微藻胞内油脂合成关键酶基因的过量表达；②微藻胞内油脂分解关键酶基因的敲除。Page等首先发现Acetyl-CoA-carboxylase（ACCase）酶是微藻脂肪酸合成途径中重要限速环节。该酶的高效表达在多种藻种中都进行过测试，但效果不佳[54]。Diacylglycerol acyltransferase（DGAT）酶作为催化二酰甘油加上脂肪酸酰基生成三酰甘油途径中重要调控因子被认为是除去ACCase酶可能存在的“二级瓶颈”特定酶之一。Zheng等[55]曾在高油玉米中发现在DGAT1-2酶等位基因的异位表达可以使油和油酸含量分别提升41%和107%。尽管该酶在高等植物中过量表达可促进油脂积累，但在微藻细胞内的过量表达还未见报道[51]。β氧化途径是微藻脂肪酸氧化分解的主要途径，Scharnewski等[56]敲除了Saccharomyces cerevisiae细胞β氧化途径中Faa1p和Faa4p两个相关酶基因，增加了胞内脂肪酸含量。不过β氧化途径为微藻细胞分裂生长提供能量，因此，敲除β氧化途径关键酶基因的方法也会对微藻生长产生抑制。

近年来研究者认为微藻油脂合成代谢调控不应仅从单一代谢途径研究分析，通过转录因子控制多条途径中多个酶活性促进代谢反应生成产物的方法在该领域得到广泛关注，由于该方法可以避免传统油脂调控中氮抑制对生长的抑制及以往基因工程中“二级瓶颈”酶的限制，是微藻油脂代谢调控研究领域具有前景的方法之一[57]。目前转录因子调控方法在生物制药领域得到深入研究[58-59]，例如生物制取黄酮类、生物碱药物等，但在微藻研究领域由于仅有少数真核藻种的部分转录因子生物功能被确定，在微藻油脂合成生物工程应用中还未见报道[57]。微藻油脂调控相关酶基因的深入研究是今后该领域研究的重要任务之一[57]。

如图2所示，Chen等[60]通过基因工程改造Synechococcus elongatusPCC 7942使其分泌碳酸酐酶到培养液，提高了培养液中CO2到转化速率，最终生物量生长速率是对照组的1.3倍，CO2去除率也是对照组的1.5～1.6倍，是微藻固定CO2基因工程应用的一个成功案例。迄今为止，仅有少数藻种的全基因组序列被测定，特定基因对应的代谢途径分析不完整以及缺少更加合适的分子生物学手段等，均是微藻固碳基因工程应用遇到的现实困难[61]。通过基因工程改造微藻细胞促进CO2固定的研究仍然较少[62]，是需要进一步提升的方向。

在烟气CO2浓度条件下，溶解在液相中的无机碳可以满足微藻生长需求，此时微藻细胞自身固碳速率应该是烟气CO2固定主要限制因素。鉴于目前通过基因工程等生物技术提升微藻自身固碳能力的研究还比较少，以下拟从微藻光生物反应器强化促进CO2气液传质角度介绍，进一步提升CO2去除率。

3 微藻固定CO2的反应器强化

微藻光生物反应器涉及气相、液相和固相间物质和能量传递和交换，是典型的多相反应体系。在微藻自身固碳能力有限前提下，由于CO2浓度梯度在气液界面呈现出较大的变化，CO2气体进入液相中的传质阻力在整个传质过程中具有重要影响[63]。因此，提高反应器CO2气液传质水平可以促进对CO2的去除。下文主要从反应器气液传质强化角度讨论其对微藻光生物反应器CO2去除效率影响及存在的问题。

图2 通过基因工程分泌胞外碳酸酐酶促进微藻固碳示意图[60]

3.1 强化微藻反应器固碳的常规技术

如图3所示，强化微藻反应器气液传质的常规技术包括鼓泡式和气升式两种曝气方式。其均是通过底部曝气气泡表面气液接触进行CO2传递及O2解吸，不同之处是气升式内置导流筒可使藻液形成内外循环和光-暗循环，进一步促进微藻生长。反应器中气泡大小和上升速度决定了气泡的比表面积和气体停留时间，比表面积和气体停留时间对气液传质速率具有重要影响。因此，鼓泡式和气升式技术均致力于减小气泡体积、降低气泡流动速率，以提高反应器CO2传质水平。Putt等[64]在传统跑道池培养系统中耦合了碳酸化柱。该装置为一直径7.6cm、高3.0m的PVC管，在管底部加装微孔曝气头，曝气孔径为3mm，气泡在液相中流速为0.3m/s，最终5% 浓度CO2的吸收率达到83%。

气升式是鼓泡式的发展，通过气流带动藻液循环流动可以减少能量消耗，提高藻液的混合效果。目前针对气升式反应器内部流体模型研究较多，通过计算机模拟分析不同条件下反应器内部气液传质情况，为反应器优化提供依据。Kumar等[65]通过数学建模比较鼓泡式和气升式两种技术的传质效率，发现气升式反应器下降段气液传质速率要低于中心区域，且气升式的气液传质速率也要低于鼓泡式，但微藻生长速率要高于鼓泡式，本文作者认为较低的光自遮蔽效应和光暗循环可能是在微藻高密度培养中气升式曝气优于鼓泡式的重要原因。

图3 微藻固碳反应器强化技术

鼓泡式和气升式技术由于其结构简单、运营成本低等优点，在微藻固碳领域得到广泛的应用。但由于自身工艺及设计原因，性能提升空间较小，往往需要单独的强化装置及更为精确复杂的控制，增加了体积需求及运营成本。膜技术的兴起可能为以上问题提供了解决方案。

3.2 强化微藻反应器固碳的新型膜技术

近年来膜技术的快速发展使得膜材料在化工、医学、农业和生物等领域得到了广泛的应用。由于具有较高的比表面积和分离性能，在CO2分离和微藻固碳领域成为新的应用材料。膜分离技术是借助膜的选择透过性，在外界能量和化学位差的推动作用下对混合物中溶质和溶剂进行分离、分级、提纯和富集。由于膜具有对物质的选择透过性，利用膜材料分离混合气体中CO2并进行富集已经开展了大量研究。另一方面，膜技术与微藻固碳的综合应用已经逐步得到研究者的重视，已有研究发现膜技术的应用可以强化微藻培养过程中CO2的传递，提高生物量产率以及CO2去除率[66-68]。

膜分离技术在燃烧烟气处理中主要用于CO2/N2的分离及CO2捕集。与物理、化学等CO2捕集方法相比，膜分离技术可以大幅降低能量消耗、减少二次污染、降低运营成本[69]。但由于自身分离机理及材料性质，膜材料的截留率与通量通常成反比关系，膜材料在烟气等特殊环境下的热稳定性和化学稳定性也会影响其分离性能，需要进行烟气预处理[69]。目前大多数用于烟气CO2/N2分离的高分子聚合膜分离选择性系数仅为5～50[70]，仍未达到理想的分离效率，因此是该领域的重要研究方向之一。此外，膜分离技术不仅可以分离CO2/N2，根据膜材料性质还可以分离其他气体。Kim等[71]用聚乙基醚酰胺（PEBAX）和聚醚酰亚胺（PEI）合成的复合膜具有分离烟气中SO2/CO2/N2的功能，SO2的分离不仅可以减少对烟气CCS（CO2capture and separation）系统吸附剂的影响，同时也可以避免对微藻烟气CO2固定的抑制作用。尽管烟气CO2分离的膜技术应用已经得到广泛关注和研究，但目前工作多用于单纯的气体分离，CO2分离后固定的耦合工艺应是该领域值得发展的方向之一。

目前膜技术在微藻固碳领域主要用于提高反应器系统CO2吸收效率。膜材料表面通常具有微孔结构，其微孔孔径通常介于0.1nm～10μm。膜的孔径和孔隙率决定了膜材料两相接触比表面积。同时由膜材料微孔曝气的气泡体积也远小于鼓泡式和气升式中气泡体积，极大地增加了气泡的气液接触比表面积，同时也提升了藻液混合效果，因此可以显著提高反应器中CO2气液传质效率。如图4所示，根据气液相是否混合，膜技术强化气液传质可分为膜接触器和微孔膜曝气两种方式。

3.2.1 膜接触器强化固碳

如图4(a)所示，膜接触器又可分为两种：①当气相压力小于液相压力时，在疏水性膜表面膜孔处不会有气泡逸出，气相和液相在膜孔表面形成了静态的气液接触界面，CO2依靠浓度梯度进行扩散[72]；②通常由两层多孔支撑膜包夹一层选择透过性膜，气相与液相在致密膜两侧分隔，气相中CO2通过选择透过性膜渗透进入到液相中[73]。由于不存在两相间的相互混合，膜两侧的气液相流动速率可以单独调控。目前微藻烟气CO2固定主要采用人工配比模拟烟气CO2浓度气体，Kim等[74]考察了利用膜接触器传递100%浓度CO2气体进入液相系统中，循环液流量与气液相无机碳传递速率间的关系。当膜组件与反应器之间循环液流量在73L/d时，进入液相中的CO2为97g/(m3·d)（以C计），CO2利用效率为69%，该方法避免了烟气浓度CO2对微藻生长的抑制同时降低了CO2的流失，提高了CO2利用效率。Kumar等[73]在模拟烟气浓度CO2（2%～15%）条件下利用膜接触器将微藻培养、废水处理和烟气CO2固定进行耦合，考察液相在不同流动状况下CO2的气液传质速率及微藻生长和废水中营养物质去除的情况。在通入2% CO2和2.131g/L生物量密度条件下，CO2去除率达到85%，NO3-的去除率达到了68%～75%。尽管膜接触器可以显著提高CO2去除率，但由于中空纤维束直径较小会使内部有比较明显的压力下降，可能导致膜孔的堵塞[74]。微藻长期培养中膜污染也会大幅降低膜性能。因此，膜接触器应用仍需要开展更多研究。

3.2.2 微孔膜曝气强化固碳

如图4(b)所示，与膜接触器相比，微孔膜曝气产生的微小气泡进入液相中，气液接触面积和接触时间增加，因此气液传质速率相比其他方式更高[27]。传统的曝气头孔径为1～2mm，而膜材料孔径可达到微米级。如图5所示，大气泡在液相中运动速度快，会在液面处破裂；微气泡由于较大的气液接触比表面积，随着气泡的上升体积逐渐减小并在液面附近和液面以下破裂，大幅度提高气液传质效率[18]。近十年来，本文作者课题组深入探讨了微孔膜曝气组件促进微藻生物固碳应用[66-68]，相关工作受到国际同行关注[23-24，73-74]。例如，Cheng等[66]研究微孔膜曝气对Chlorella vulgaris的生长及CO2固定速率的影响，发现气泡在液相中的停留时间由原来的2s提高至20s，溶解氧含量也下降了30%，最终CO2的固定速率由0.08g/(L·h)提高至0.26g/(L·h)。Fan等[67]系统分析了鼓泡式曝气、微孔膜曝气和膜接触器曝气3种技术应用中气泡大小、气含率、混合时间、气液传质速率的不同及对微藻固碳的影响。不同技术中气泡大小与曝气孔径并不呈线性关系，气泡大小除了受曝气孔径的影响，还与液体张力、剪切率、液体流速及气压等参数有关；随着气液流速的增加，微孔膜曝气的气含率可以达到鼓泡式的10倍；比接触面积随着气液流速的提高而增加，而且液相流速对比接触面积的影响更为明显。Fan等[68]发现在相同条件下微孔膜曝气CO2去除速率最大，其次为气升式和鼓泡式，O2解吸速率存在相同趋势。Abd Rahaman等[26]总结发现微孔膜曝气CO2体积传质系数最高，为0.0692～0.1289/s，其次是鼓泡式0.018/s，由于气泡不曝出，膜接触器CO2体积传质系数最低。目前国内外对微藻烟气CO2膜技术应用研究已经开展，本文作者课题组目前正进行该方向研究，鉴于微孔膜曝气可以极大地促进CO2气液传质效率，可能是促进微藻烟气CO2去除率提高的有效方法。

尽管膜技术应用提高了光生物反应器气液传质效率，促进了CO2吸收固定，但膜污染仍可能是影响膜技术推广应用的重要问题[73]。目前，膜领域的技术进步已经为微藻固碳过程的促进提供有力支持，有关微藻培养与膜技术的耦合应用在未来可能会得到更广泛的发展。

图4 两种强化微藻反应器固碳膜技术

图5 不同气泡在液相中运动变化情况[18]

4 微藻固定与转化CO2技术的耦合

在烟气浓度CO2条件下，光生物反应器CO2流失仍然是微藻培养过程中面临的重要问题。近年来出现了几种新型固碳技术耦合应用，提高了CO2利用效率，减少了能量消耗。针对化学方法吸收效率高、吸收液再生能耗大、常用吸收液（胺液）有毒、易对环境造成污染的特点，González-López等[75]将化学吸收方法与生物吸收方法进行耦合。如图6所示，利用碳酸氢盐-碳酸盐缓冲液对烟气中的CO2进行吸收，然后利用微藻光生物反应器对吸收液再生，既提高了CO2的吸收率，也解决了吸收液再生问题，在通入9% CO2条件下，CO2吸收率达到95%。

为改善传统CO2吸附方法中吸附剂再生成本与能耗问题，Noel等[76]利用聚二甲基硅氧烷（PDMS）膜分离吸附剂清洗液中生成的碳酸氢盐，将其转运到微藻培养液中为微藻利用，如图7所示。微藻固定CO2形成的碳酸盐浓度梯度可以为整个系统提供分离动力，实现了化学吸附-物理分离-生物固定的有机结合。当反应器系统中CO2浓度为12.5%、清洗液流速为20mL/min时，培养液中无机碳浓度可达到46.1mg/L，为微藻生长提供充足碳源的同时也避免了烟气浓度CO2对微藻生长的抑制，实现了吸附剂再生和CO2高效固定的双重目标。

图6 CO2化学吸收-吸收剂微藻再生固碳系统[75]

以上微藻固碳与其他工艺的耦合应用可为微藻生物固碳提供新的方法和思路。但是，耦合应用增加了工艺操作难度，对各个部分的操作控制需要更加精确，因此，有关耦合应用技术尚需更加深入的研究。

图7 CO2化学吸附-解吸液膜分离-微藻再生系统概念图[76]

5 结语与展望

温室效应导致的全球气候变暖以及化石燃料枯竭导致的能源危机是21世纪影响人类生存发展的重要环境问题。微藻生物固碳对我国实现节能减排，减少单位GDP碳排放量，达到国家“十二五”规划要求单位GDP碳排放量降低17%的目标，具有重要的现实意义。

对微藻固碳传递途径中各环节加以强化是促进微藻烟气CO2固定的有效方法。为实现固碳与转化过程的强化，认为应该从以下几方面展开深入研究。

（1）生物技术。利用生物技术进一步探究微藻在烟气CO2浓度条件下的固碳机理，通过基因工程等技术提高微藻光合固碳能力及产物生产能力是提高微藻烟气CO2固碳能力的重要途径。

（2）膜技术。较低的能量消耗和高气液传质速率是膜技术的主要优势。通过膜材料强化传质过程提高CO2吸收率已经取得了良好的效果，如何减少膜污染，提高分离效率将为微藻固碳的膜技术应用提供更好的支持。

（3）多技术耦合。微藻生物固碳与其他固碳技术的耦合，既可以解决单独技术中存在的缺陷，也可以充分利用环境资源，提高能源利用效率，最终实现环境效益与经济效益的统一。

[1] Iglesias-Rodriguez M D，Halloran P R，Rickaby R E M，et al. Phytoplankton calcification in a high-CO2world[J].Science，2008，320：336-340.

[2] Intergovernmental Panel on Climate Change. IPCC renewable energy source and climate change mitigation report[R]. Cambrideg：Cambridge University，2011.

[3] Diao Y F，Zheng X Y，He B S，et al. Experimental study on study on capturing CO2greenhouse gas by ammonia scrubbing[J].Energy Coversion and Management，2004，45（13-14）：13-14.

[4] Plaza M G，Pevida C，Arenillas A，et al. CO2capture by adsoption with nitrogen enriched carbons[J].Fuel，2007，86：2204-2212.

[5] Su F，Lu C S，Cnen W F，et al. Capture of CO2from flue gasviamultiwalled carbon nanotubes[J].Science of the Total Environment，2009，407：3017-3023.

[6] Culp J T，Sui L，Goodman A，et al. Carbon dioxide （CO2）absorption behavior of mixed matrix polymer composites containing a flexible coordin-ation polymer[J].Journal of Colloid and Interface Science，2013，393：278-285.

[7] Hurst Thomas F，Cockerill Timothy T，Florin Nicholas H. Life cycle greenhouse gas assessment of a coal-fired power station with calcium looping CO2capture and offshore geological storage[J].Energy & Environmental Science，2012，5：7132-7150.

[8] Packer，Mike. Algal capture of carbon dioxide；Biomass generation as a tool for greenhouse gas mitigation with reference to New Zealand energy strategy and policy[J].Energy Policy，2009，37：3428-3437.

[9] Hu Q，Sommerfeld M，Jarvis E，et al. Microalgal triacylglycerols as feedstocks for biofuel production：Perspectives and advances[J].Plant Journal，2008，54（4）：621-639.

[10] 李元广，谭天伟，黄英明. 微藻生物柴油产业化技术中的若干科学问题及其分析[J]. 中国基础科学，2009（5）：64-70.

[11] 杨忠华，李方芳，曹亚飞，等. 利用微藻固定CO2实现碳减排的研究进展[J]. 生物过程加工，2012，10（1）：70-75.

[12] 程丽华，张林，陈欢林，等. 微藻固定CO2研究进展[J]. 生物工程学报，2005，21（2）：177-180.

[13] 嵇磊，张利雄，姚志龙，等. 利用微藻生物质制备生物燃料研究进展[J]. 石油学报：石油加工，2007，23（6）：1-5.

[14] 杨启鹏，岳丽宏，康阿青. 微藻固定高浓度CO2技术的研究进展[J]. 青 岛理工大学学报，2009，30（5）：75-78.

[15] 陈智杰，姜泽毅，张欣欣，等. 微藻培养光生物反应器内传递现象的研究进展[J]. 化工进展，2012，31（7）：1407-1413.

[16] 杨忠华，陈明明，曾嵘，等.利用微藻技术减排二氧化碳的研究进展[J]. 现代工业，2008，28（8）：15-19.

[17] Van den Hende S，Vervaeren H，Boon N. Flue gas compounds and microalgae：Biochemical interactions leading to biotechnological opportunities[J].Biotechnology Advances，2012，30（6）：1405-1424.

[18] Lam M K，Lee K T，Mohamed A R. Current status and challenges on microalgae-based carbon capture[J].International Journal of Greenhouse Gas Control，2012，10：456-469.

[19] Ho S H，Chen C Y，Yeh K L，et al. Characterization of photosynthetic carbon dioxide fixation ability of indigenousScenedesmus obliquusisolates[J].Biochemical Engineering Journal，2010，53（1）：57-62.

[20] Yoo C，Jun S Y，Lee J Y，et al. Selection of microalgae for lipid production under high levels carbon dioxide[J].Bioresource Technology，2010，101：71-74.

[21] Sydney E B，Sturm W，De Carvalho J C，et al. Potential carbon dioxide fixation by industrially important microalgae[J].Bioresource Technology，2010，101（15）：5892-5896.

[22] Jiang L L，Luo S J，Fan X L，et al. Biomass and lipid production of marine microalgae using municipal wastewater and high concentration of CO2[J].Applied Energy，2011，88（10）：3336-3341.

[23] Chiu S Y，Kao C Y，Chen C H，et al. Reduction of CO2by a high-density culture ofChlorellasp.in a semicontinuous photobioreactor[J].Bioresource Technology，2008，99（9）：3389-3396.

[24] Chiu S Y，Kao C Y，Tsai M T，et al. The air-lift photobioreactors with flow patterning for high-density cultures of microalgae and carbon dioxide removal[J].Bioresoure Technology，2009，100（2）：833-838.

[25] Lv J M，Cheng L H，Xu X H，et al. Enhanced lipid production ofChlorella vulgarisby adjustment of cultivation conditions[J].Bioresoure Technology，2010，101：6797-6804.

[26] Abd Rahaman M S，Cheng L H，Xu X H，et al. A review of carbon dioxide capture and utilization by membrane integrated microalgal cultivation processes[J].Renewable and Sustainable Energy Reviews，2011，15（8）：4002-4012.

[27] Moazami-Goudarzi M，Colman B. Changes in carbon uptake mechanisms in two green marine algae by reduced seawater pH[J].Journal of Experimental Marine Biology and Ecology，2012，413：94-99.

[28] Tang D H，Han W，Li P L，et al. CO2biofixation and fatty acid composition ofScenedesmus obliquusandChlorella pyrenoidosain response to different CO2levels[J].Bioresource Technology，2011，102（3）：3071-3076.

[29] De Morais M G，Costa J A V. Carbon dioxide fixation byChlorella kessleri，C. vulgaris，Scenedesmus obliquusandSpirulinasp.cultivated in flasks and vertical tubular photobioreactors[J].Biotechnology Letters，2007，29（9）：1349-1352.

[30] Chiu S Y，Kao C Y，Huang T T，et al. Microalgal biomass production and on-site bioremediation of carbon dioxide， nitrogen oxide and sulfur dioxide from flue gas usingChlorellasp. cultures[J].Bioresource Technology， 2011，102（19）：9135-9142.

[31] Chang E H，Yang S S. Some characteristics of microalgae isolated in Taiwan for biofixation of carbon dioxide[J].Botanical Bulletin of Academia Sinica，2003，44（1）：43-52.

[32] Yue L H，Chen W G. Isolation and determination of cultural characteristics of a new highly CO2tolerant fresh water microalgae[J].Energy Conversion and Management，2005，46（11-12）：1868-1876.

[33] Ryu H J，Oh K K，Kim Y S. Optimization of the influential factors for the improvement of CO2utilization efficiency and CO2mass transfer rate[J].Industrial & Engineering Chemistry Research，2009，15：471-475.

[34] De Morais M G，Costa J A V. Biofixation of carbon dioxide bySpirulinasp. andScenedesmus obliquuscultivated in a three stage serial tubular photobioreactor[J].Journal of Biotechnology，2007，129（3）：439-445.

[35] Martinez L，Redondas V，Garcia A I，et al. Optimization of growth operational conditions for CO2biofixation by nativeSynechocystissp.[J].Journal of Chemical Technology and Biotechnology，2011，86（5）：681-690.

[36] 张一昕，赵兵涛，熊锴彬，等. 微藻固定燃烧烟气中CO2研究进展[J]. 生物工程学报，2011，27（2）：164-171.

[37] 徐敏，刘国祥，胡征宇. 耐受极高浓度CO2藻类的研究及其在固碳领域的应用[J]. 中国科学院研究生院学报，2005，22（5）：529-535.

[38] Brennan L，Owende P. Biofuels from microalgae—A review of technologies for production， processing， and extractions of biofuels and co-products[J].Renewable and Sustainable Energy Reviews，2010，14（2）：557-577.

[39] De Morais M G，Costa J A V. Isolation and selection of microalgae from coal fired thermoelectric power plant for biofixation of carbon dioxide[J].Energy Conversion and Management，2007，48（7）：2169-2173.

[40] Yue L H，Chen W G. Isolation and determination of cultural characteristics of a new highly CO2tolerant fresh water microalgae[J].Energy Conversion and Management，2005，46（11-12）：1868-1876.

[41] Ong S C，Kao C Y，Chiu S Y，et al. Characterization of the thermal-tolerant mutants ofChlorellasp. with high growth rate and application in outdoor photobioreactor cultivation[J].Bioresource Technology，2012，101：2880-2883.

[42] Cheng J，Huang Y，Feng J，et al. MutateChlorellasp. by nuclear irradiation to fix high concentrations of CO2[J].Bioresoure Technology，2013，136：496-501.

[43] Cheng J，Huang Y，Feng J，et al. Improving CO2fixation efficiency by optimizingChlorellaPY-ZU1 culture conditions in sequential bioreactors[J].Bioresoure Technology，2013，144：321-327.

[44] Li F F，Yang Z H，Zeng R，et al. Microalgae capture of CO2from actual flue gas discharged from a combustion chamber[J].Industrial & Engineering Chemistry Research，2011，50（11）：6496-6502.

[45] 岳丽宏，陈为公. 环境因子对小球藻生长及其CO2固定的影响[J].安全与环境学报，2005，5（3）：19-22.

[46] Price G D，Badger M R，Woodger F J，et al. Advances in understanding the cyanobacterial CO2-concentrating-mechanism（CCM）：Functional components，Ci transporters， diversity，genetic regulation and prospects for engineering into plants[J].Journal of Experimental Botany，2008，59（7）：1441-1461.

[47] Moroney J V，Ynalvez R A. Proposed carbon dioxide concentrating mechanism inChlamydomonas reinhardtii[J].Eukaryotic Cell，2007，6（8）：1251-1259.

[48] Miyachi S，Iwasaki I，Shiraiwa Y. Historical perspective on microalgal and cyanobacterial acclimation to low and extremely high-CO2conditions[J].Photosynthesis Research，2003，7：139-153.

[49] Satoh A，Kurano N，Miyachi S. Inhibition of photosynthesis by intracellular carbonic anhydrase in microalgae under excess concentrations of CO2[J].Photosynthesis Research，2001，68（3）：215-224.

[50] Solovchenko A，Khozin-Goldberg I. High-CO2tolerance in microalgae：Possible mechanisms and implications for biotechnology and bioremediation[J].Biotechnology Letters，2013，35（11）：1745-1752.

[51] Feng G D，Cheng L H，Xu X H，et al. Strategies in genetic engineering of microalgae for high-lipid production[J].Progress in Chemistry，2012，24（7）：1413-1426.

[52] 姚茹，程丽华，徐新华，等. 微藻的高油脂化技术研究进展[J]. 化学进展，2010，22（6）：1221-1232.

[53] Msanne J，Xu D，Konda A R，et al. Metabolic and gene expression changes triggered by nitrogen deprivation in the photoautotrophically grown microalgaeChlamydomonas reinhardtiiandCoccomyxasp.C-169[J].Phytochemistry，2012，75：50-59.

[54] Zeng X H，Danquah M K，Chen X D，et al. Microalgae bioengineering：From CO2fixation to biofuel production[J].Renewable and Sustainable Energy Reviews，2011，15（6）：3252-3260.

[55] Zheng P，Allen W B，Roesler K，et al. A phenylalanine in DGAT is a key determinant of oil content and composition in maize[J].Nature Genetics，2008，40（3）：367-372.

[56] Scharnewski M，Pongdontri P，Mora G，et al. Mutants ofSaccharomyces cerevisiaedeficient in acyl-CoA synthetases secrete fatty acids due to interrupted fatty acid recycling[J].FEBS Journal，2008，275（11）：2765-2778.

[57] Courchesne N M D，Parisien A，Wang B，et al. Enhancement of lipid production using biochemical， genetic and transcription factor engineering approaches[J].Journal of Biotechnology，2009，14（1-2）：31-41.

[58] Reik A，Zhou Y，Collingwood T N，et al. Enhanced protein production by engineered zinc finger proteins[J].Biotechology & Bioengineering，2007，97（5）：1180-1189.

[59] Vom Endt D，Kijne J W，Memelink J，et al. Transcription factors controlling plant secondary metabolism：What regulates the regulators?[J].Phytochemistry，2002，61（2）：107-114.

[60] Chen P H，Liu H L，Chen Y J，et al. Enhancing CO2bio-mitigation by genetic engineering of cyanobacteria[J].Energy & Environmental Science，2012，5（8）：8318-8327.

[61] Amaro H M，Guedes A C Malcata F X. Advances and perspectives in using microalgae to produce biodiesel[J].Applied Energy，2011，88（10）：3402-3410.

[62] 尹静，卢文玉，财音青格乐. 酶法和微藻固定二氧化碳的研究进展[J]. 化工进展，2013，32（11）：2535-2542.

[63] Langley N M，Harrison S T L，van Hille R P. A critical evaluation of CO2supplementation to algal systems by direct injection[J].Biochemical Engineering Journal，2012，68：70-75.

[64] Putt R，Singh M，Chinnasamy S， et al. An efficient system for carbonation of high-rate algae pond water to enhance CO2mass transfer[J].Bioresoure Technology，2011，102（3）：3240-3245.

[65] Kumar K，Das D. Growth characteristics ofChlorella sorokinianain airlift and bubble column photobioreactors[J].BioresoureTechnology，2012，116：307-313.

[66] Cheng L H，Zhang L，Chen H L，et al. Carbon dioxide removal from air by microalgae cultured in a membrane-photobioreactor[J].Separation and Purification Technology，2006，50：324-329.

[67] Fan L H，Zhang Y T，Cheng L H，et al. Optimization of carbon dioxide fixation byChlorelia vulgariscultivated in a membrane-photobioreactor[J].Chemical Engineering and Technology，2007，30（8）：1094-1099.

[68] Fan L H，Zhang Y T，Zhang L，et al. Evaluation of a membrane-sparged helical tubular photobioreactor for carbon dioxide biofixation byChlorella vulgaris[J].Journal of Membrane Science，2008，325（1）：336-345.

[69] Du N Y，Park H B，Dal-Cin M M，et al. Advances in high permeability polymeric membrane materials for CO2separations[J].Energy & Environmental Science，2012，5（6）：7306-7322.

[70] Powell C E，Qiao G G. Polymeric CO2/N2gas separation membranes for the capture of carbon dioxide from power plant flue gases[J].Journal of Membranc Science，2006，279（1-2）：1-49.

[71] Kim K，Ingole P G，Kim J，et al. Separation performance of PEBAX/PEI hollow fiber composite membrane for SO2/CO2/N2mixed gas[J].Chemical Engineering Journal，2013，233：242-250.

[72] Ferreira B S，Fernandes H L，Reis A，et al. Microporous hollow fibres for carbon dioxide absorption： Mass transfer model fitting and the supplying of carbon dioxide to microalgal cultures[J].Journal of Chemical Technology and Biotechnology，1998，71（1）：61-70.

[73] Kumar A，Yuan X，Sahu A K，et al. A hollow fiber membrane photobioreactor for CO2sequestration from combustion gas coupled with wastewater treatment：A process engineering approach[J].Journal of Chemical Technology and Biotechnology，2010，85（3）：387-394.

[74] Kim H W，Marcus A K，Shin J H，et al. Advanced control for photoautotrophic growth and CO2-utilization efficiency using a membrane carbonation photobioreactor （MCPBR）[J].Environmental Science &Technology，2011，45（11）：5032-5038.

[75] González López C V，Fernandez F G A，Fernandez-Sevilla J M，et al. Development of a process for efficient use of CO2from flue gases in the production of photosynthetic microorganisms[J].Biotechnology and Bioengineering，2012，109（7）：1637-1650.

[76] Noel J D，Koros W J，McCool B A，et al. Membrane-mediated delivery of carbon dioxide for consumption by photoautotrophs：Eliminating thermal regeneration in carbon capture[J].Industrial & Engineering Chemistry Research，2012，51（12）：4673-4681.

Intensified technology for microalgal CO2fixation and conversion from flue gas

JIANG Jiawei1，CHENG Lihua1，XU Xinhua1，ZHANG Lin2，CHEN Huanlin2
（1Department of Environmental Engineering，Zhejiang University，Hangzhou 310058，Zhejiang，China；2Department
of Chemical and Biochemical Engineering，Zhejiang University，Hangzhou 310027，Zhejiang，China）

Microalgae has the strong ability to convert CO2into cellular lipid product，better environmental adaptability，higher photosynthetic efficiency and the higher reproduction rate. Therefore，carbon dioxide fixation by microalgae has become one of the effective solutions to greenhouse effect and energy crisis. The bottle neck of this technology lies in the low efficiency of CO2fixation and conversion into cellular lipid product. This paper introduced the process of CO2fixation and conversion into organic carbon components of microalgae cell. The progresses on intensified fixation and conversion of CO2from flue gas，including the stimulated CO2fixation and conversion into lipid，the intensified CO2fixation by membrane technology in a photobioreactor and the coupling of various technologies. The application of biotechnology and the membrane technology in microalgae field were elaborated and discussed. This paper also discussed the integration of microalgae biotechnology，membrane technology and the coupling of other technologies，in order to investigate further improvement of the fixation and conversion of CO2from flue gas by microalgae，showing its importance of research directions for the microalgal CO2fixation and conversion from flue gas in the future.

TK 6

A

1000-6613（2014）07-1884-11

10.3969/j.issn.1000-6613.2014.07.039

2013-12-10；修改稿日期：2014-01-27。

国家自然科学基金（21076177，21106130，21276221）、国家863计划（2012AA050101）、高等学校博士学科点专项科研基金（201101011120074）及浙江大学海洋交叉引导基金（2012HY010A）项目。

姜加伟（1988—），男，硕士研究生。联系人：程丽华，副教授，主要从事微藻生物能源及膜分离研究。E-mail chenglihua@zju. edu. cn。