失血性休克进程中红细胞流变特性的变化

张玉平 李志鹏 赵自刚 牛春雨 (河北北方学院微循环研究所，河北 张家口 075000)

失血性休克是临床常见危重症，基本病理过程为组织灌流减少导致的严重微循环障碍。失血性休克过程中血液流变性改变是微循环障碍的主要原因之一，表现为血黏度增加、红细胞和白细胞变形能力下降，损害细胞通过微循环的能力，进而恶化组织供氧和内环境紊乱〔1〕。已经有大量基础和临床研究关注于白细胞在失血性休克过程中的作用，而作为血液中含量最多的有形成分——红细胞，最近才逐渐引起人们的注意;红细胞的功能状态不但直接改变血液流变性，影响失血性休克的转归〔2〕，而且可以作为组织氧含量的感受器和血管口径的调节剂影响微循环状态〔3〕。Machiedo等〔4〕研究发现创伤/失血性休克(T/HS)后红细胞功能发生显著变化，静脉回输T/HS红细胞导致正常动物器官血流量降低，研究结果证明失血性休克所致红细胞变形性的变化直接引起了器官的低灌注，且失血性休克诱导的红细胞损伤加速了该过程。因此，失血性休克所诱导的红细胞功能的变化是引起多器官功能障碍与衰竭的重要因素。本文针对红细胞流变性的影响因素，回顾失血性休克过程中红细胞流变性的改变，并追溯其可能的发生机制，为休克的血液流变性的干预提供理论参考。

1 失血性休克时红细胞流变性的变化

血液系统的功能主要通过血液循环完成，因此血液流变性的变化就显得尤为重要。在血液循环过程中，红细胞必须克服血液流变产生的阻力，即血黏度。血黏度主要取决于切变率、血浆黏度、红细胞比容以及红细胞变形性和聚集性。

1.1 红细胞聚集性增强 高切变率下，聚集的红细胞团被分散开，形成单个的椭圆细胞，且流动方向与血流平行，划过包绕周围的血浆，血黏度较低。当切变率下降后，血黏度会呈指数上升。在低切变率状态下，作用于红细胞的切变应力减小，变形减少，而且，红细胞聚集呈缗钱状，血黏度增加。正常生理状态下的切变应力通常足可以驱散缗钱状红细胞团、变形红细胞，促进血流。失血性休克时，有效循环血量下降，组织器官血液灌注减少，流动变缓。在这种低切变率状态环境下，血液由低黏性的乳状液体演变为高黏性的悬浮液。急性失血以及随后的全身性炎症反应、急性时相反应蛋白尤其是纤维蛋白和α2巨球蛋白显著增加，使保持红细胞悬浮状态的静电排斥力被黏附于细胞表面的大分子物质破坏。缗钱状红细胞呈并排的方式聚集在一起，并继续摄取单个红细胞，形成红细胞聚集团。动物失血性休克后由于血流速度减慢，红细胞在血管内明显聚集，其中以细静脉更明显，低氧状态下，失血性休克早期出现红细胞聚集性加强、变形性降低，这无疑增大微循环灌流阻力，使微循环缺血进而加速休克向不可逆方向发展〔5〕。

1.2 红细胞变形性下降 红细胞变形性指红细胞在流动过程中改变形状通过微循环毛细血管的能力。红细胞变形的过程是十分复杂，受细胞膜的性质、几何结构、胞质黏度等多种因素的影响。红细胞在循环过程中，必须使直径7 μm的双凹圆盘状的结构扭曲、变形成功地通过直径仅4 μm的毛细血管。越来越多的证据表明，创伤失血性休克时红细胞的变形性下降，这种改变进而损伤微血管，降低营养血流〔6～8〕。当红细胞通过毛细血管变形失败，红细胞淤滞、微血管阻塞，使氧和营养物质不能有效地运送到组织细胞。Zaets〔8〕等研究表明：失血性休克后，反映红细胞变形性的伸长指数显著下降，这种改变在观察的6 h之内未见改善。而且，红细胞变形性的下降主要集中在切应力低于1.0 Pa的检测区间。基础研究已经证实，低切应力环境主要集中在真毛细血管(0.8～3 Pa)和小静脉(0.5～2 Pa)，小动脉内的剪切应力显著增高，从8～10 Pa到直接通路小动脉的20～30 Pa。由这些数据可也看出，在低切应力下出现的红细胞变形性下降，主要会对真毛细血管和毛细血管后静脉产生实质性的影响。脓毒症状态下红细胞的变形性也出现了与失血性休克状态下相类似的结果〔9〕。

休克时，红细胞表面积/体积比值稍有下降，红细胞球度指数稍有增加，红细胞直径较休克前显著缩小〔10〕。通常红细胞在体积一定的情况下，其表面积越小，变形能力也就越差。所以球形物体的变形能力最差，因为球形物体在变形前首先要使表面积增加，而红细胞在破裂前仅改变2%，由此可见在决定红细胞变形能力的几何参数当中，红细胞表面积/体积比值最为关键，体外条件下，高渗使水分移出细胞，导致细胞内黏度增加，因此红细胞刚性增强，并引起红细胞膜皱缩，形成不规则表面，致使红细胞的有效体积增加，红细胞的变形能力随之下降〔5〕。失血性休克后，红细胞膜弹性模量增加，且与休克前比较有非常显著差别，红细胞膜黏性系数也增加。其中，弹性模量是指产生膜非轴向伸展需要的力;黏性系数是指细胞膜受力发生变形反应或外力撤销后形状恢复的时间依赖性，所需的时间愈长，其表面黏性系数愈大。所以，红细胞膜的弹性模量和黏性系数愈大，表明红细胞愈硬，愈不易变形〔11〕。红细胞的这些结构变化进一步加重了休克的恶化。

红细胞电泳时间的测定是了解红细胞表面带电能力的一个指标，一般认为红细胞悬液的稳定性主要由红细胞表面的负电荷来维持，家兔失血性休克开始时红细胞电泳时间比休克前约延长10%，这个变化反映了休克发生后红细胞表面携带的电荷减少。但随着休克的发展，红细胞电泳时间不再继续延长，提示，红细胞表面带电的减少主要发生在休克早期。红细胞电泳时间延长所反映出来的红细胞表面带电减少，是产生红细胞聚集、血流缓慢等微血流紊乱的原因。

1.3 红细胞膜结构损伤 红细胞本身具有可塑变形性、悬浮稳定性和渗透脆性等特征，这一切都与红细胞膜结构有密切关系。红细胞膜由蛋白(52%)、脂质(40%)和糖类(8%)组成。红细胞膜的弹性依赖于外部的膜和所含的骨架蛋白在结构上的相互作用。红细胞膜蛋白分为两大类：整合蛋白和外周蛋白。整合蛋白，如血型糖蛋白和条带3蛋白，通过疏水作用紧紧的固定于细胞膜内。此外，有一个丝状的蛋白网通过整合蛋白锚定在脂质双分子层上，它有3种成分;血影蛋白、肌动蛋白和蛋白4.1。外周蛋白位于脂质双分子层形成的细胞表面，它们很容易由于外周环境离子张力的改变和其他蛋白的改变而释放或脱落。红细胞膜可逆性的变形并不改变膜表面积。随着变形的增加，血影蛋白分子可以达到最大线形伸展度。通常把红细胞的负性静电斥力归因于膜表面的两个唾液酸残基。实验中去掉两个唾液酸后，红细胞聚集增加，平均曲率减小〔12〕。Caprio等〔13〕发现失血性休克后红细胞关键膜蛋白：锚蛋白、条带3、蛋白4.1/4.2、蛋白4.9、血影蛋白和骨架肌动蛋白，都未见减少。因此推测，失血性休克后，红细胞变形性和形态的改变似乎与这些蛋白的水平无关。但是，磷酸化β-血影蛋白增加，泛素化α-血影蛋白下降。体外实验表明，β-血影蛋白丝氨酸磷酸化水平的增加，降低红细胞膜的稳定性〔14〕。α-血影蛋白具有多重的细胞活性，并且能够泛素化β-血影蛋白、锚蛋白和条带3蛋白。而且，泛素化α-血影蛋白水平和活性的降低，导致紧密结合状态的血影蛋白-蛋白4.1-肌动蛋白和血影蛋白-肌动蛋白复合物解离变慢。泛素化α-血影蛋白降低，引起剪切应力作用下膜蛋白解聚变慢，导致细胞膜-细胞骨架的连接呈所谓的“闭锁态”，最终引起红细胞变形性降低。

2 失血性休克红细胞流变性异常的可能机制

来自于大量多种休克和危重状态下的基础和临床实验表明，脂质过氧化、细菌毒素、ATP耗竭、补体活化以及离子张力的改变参与了红细胞流变性的调节。

2.1 氧化应激 失血性休克，尤其是在复苏过程中，活性氧产物增多、抗氧化防御功能降低，当机体的活性氧产物超过抗氧化防御能力，组织损伤就会发生。活化的白细胞产生的活性氧产物能够损伤红细胞膜，引起溶血。Chmiel等〔15〕在急性胰腺炎大鼠模型上的研究表明，在重症胰腺炎动物，红细胞伸长指数的降低伴随脂质过氧化产物丙二醛(MDA)的含量显著上升，提示红细胞变形能力降低与机体炎症反应过程中产生的大量氧自由基引起的脂质过氧化作用有关;Chmiel等〔16〕的另一项研究显示，急性胰腺炎病人红细胞变形性下降，同时血清中反映病人氧化应激状态的脂褐素显著增加，超氧化物歧化酶(SOD)显著下降。这些研究提示，机体氧化应激是红细胞变形能力下降的机制之一。因此，有理由推测，在失血性休克过程中出现的氧化应激和自由基损伤，也有可能参与了红细胞变形能力下降，其机制还有待进一步研究。

2.2 2，3-二磷酸甘油酸(2，3-DPG)水平 循环红细胞的主要功能是运输氧气和二氧化碳，并缓冲酸碱变化，这些功能的实现主要依赖于红细胞内的血红蛋白，也与红细胞内2，3-DPG水平有关。2，3-DPG是红细胞最重要的有机磷酸盐，它能够通过降低氧与血红蛋白的结合力，增加对组织的氧供。低氧血症能够刺激2，3-DPG的产生。这可能是机体在危重状态下，应对氧供不足的一种应激反应。Suzuki等〔17〕研究显示，随着红细胞内2，3-DPG增加，细胞内的血红蛋白浓度和ATP含量增加，pH值下降。有研究发现，失血性休克后红细胞内ATP和2，3-DPG水平显著下降〔18〕，ATP水平下降将使红细胞功能低下、寿命缩短，2，3-DPG水平下降，将使Hb与氧亲和力增加，不利于组织氧供〔19〕，从而进一步加重休克，增加了对重症病患抢救的难度，使创伤病死率明显升高。但是在整个失血性休克的发展中，并没有研究全程监测2，3-DPG含量变化的研究，因此，目前的研究结果并不能给我们一个关于2，3-DPG在失血性休克红细胞内确切行为的结论。

2.3 ATP含量 红细胞内含有毫摩尔级数量的ATP，产生于膜结合糖分解途径，维持细胞内水、电解质成分的稳定。此外，它在维持膜脂质和膜蛋白的理化特性稳定，保证红细胞具有一定的变形能力及抵抗氧化损伤方面均具有至关重要的作用，其含量还可以影响Hb与氧的亲和力。衰老红细胞内ATP含量下降，同时伴随细胞表面唾液酸的丢失，这也可能是被内皮网状系统清除的关键因素。失血性休克后的红细胞内ATP含量显著下降内毒素孵育红细胞后可降低红细胞内ATP的含量，则引起维持细胞膜Ca2+泵活性的能量减少，进而增加细胞内Ca2+浓度，降低红细胞的变形能力。

2.4 白细胞作用 大量实验证实，失血性休克会引起大量白细胞过度激活和呼吸爆发〔20〕，活化炎症介质网络，包括：补体、激肽、凝血和纤溶瀑布，以及伴随的趋化因子、细胞因子、可溶性受体、脂质介质、活性氧产物以及多种酶，包括弹性蛋白酶、髓过氧化物酶和蛋白酶的大量释放〔21〕。实验证实，活化白细胞释放的活性氧产物直接攻击红细胞膜脂质和蛋白成分，降低红细胞的变形性，甚至引起红细胞溶解，而且存在剂量依赖性白细胞活化和红细胞膜的脂质过氧化作用〔22〕。Condon等〔20〕将休克肠淋巴液与全血或去白细胞血标本孵育，发现全血标本中的红细胞出现了类似休克时的损害：如形态学变化和变形性下降;休克淋巴液与去白细胞血标本孵育后，对红细胞几乎没有影响;结果提示，阻断肠淋巴液回流对失血性休克红细胞形态和变形能力改善是由白细胞介导的。因此，白细胞和休克淋巴液诱导红细胞损伤联系起来的可能机制是通过中性粒细胞产物的生成，包括氧自由基和蛋白酶。

2.5 细胞内Ca2+浓度 红细胞膜的流动性依赖细胞内正常的Ca2+平衡。在细胞膜Ca2+泵的作用下，细胞内Ca2+大约保持在20～30 nmol/L，要比细胞外Ca2+浓度低50 000倍。人体红细胞内Ca2+增加，通过激活Ca2+激活的钾通道迅速增加K+离子的通透，引起细胞膜的超极化。败血症时红细胞膜上的Ca2+泵结合位点发生改变，功能抑制，出现Ca2+稳态的破坏。内毒素孵育红细胞后，细胞内Ca2+浓度显著升高，别嘌呤醇(黄嘌呤氧化酶抑制剂)和SOD可抑制内毒素诱导的红细胞内Ca2+浓度增加。失血性休克过程中存在着细胞内Ca2+超载、炎症反应，并且大多在后期出现内毒素移位，因此有理由相信，细胞内Ca2+上升参与了红细胞流变性障碍的产生。

2.6 NOS/NO途径 NO是由内皮细胞结构性一氧化氮合酶(cNOS)和诱导性一氧化氮合酶(iNOS)将L-精氨酸转化而成。生理状态下，cNOS具有重要意义，通过产生少量的NO，保持毛细血管的开放。大量实验证实，失血性休克过程中iNOS激活后大量NO的形成，参与了器官损伤〔23～25〕和血管低反应的发生〔26，27〕。针对NO与红细胞流变特性的研究显示，NO通过细胞膜Ca2+泵，增加细胞内Ca2+浓度，降低红细胞变形性;NO减少或NOS活性抑制均可通过调节血管床容量、降低红细胞变形性从而降低红细胞流速〔28〕;总体来看，NO调节红细胞膜功能的具体机制还有待进一步研究。

2.7 雌激素的作用 Deitch课题组在发现T/HS大鼠可引起红细胞变形性异常的基础上，进一步发现，创伤失血后的红细胞损伤受性激素的调节〔29〕，应用雌激素能减轻T/HS后红细胞的损伤〔30〕。提示通过改变机体性激素分泌水平可改善红细胞的流变特性，还需要进一步深入观察。

2.8 休克肠淋巴液的毒性作用 随着人们对肠淋巴途径在危重病发病学中作用机制的关注，一些学者开始关注肠淋巴液回流在红细胞流变性异常中的作用。Zaets等〔31〕在大鼠失血性休克后，结扎肠系膜淋巴管阻断淋巴回流，使红细胞损伤明显减轻，进一步发现该作用是通过白细胞介导的〔20〕;前期的研究也表明，肠淋巴管结扎可提高急性失血大鼠的变形性与电泳能力，改善红细胞流变性〔2〕，改善血液凝固性〔32〕;这些研究结果均提示，休克肠淋巴液回流参与了红细胞流变性异常的形成，其具体机制还有待进一步探讨。

3 结语与展望

综上，失血性休克过程中红细胞流变特性变化表现在红细胞聚集性增加、变形性与电泳能力低下，同时伴有膜蛋白的变化或损伤，这些特性变化不仅是失血损伤的结果，又是加重休克血液流变性异常、微循环障碍、氧供需失衡、进而引起多器官功能障碍与衰竭的重要因素。如何针对红细胞流变性的变化，选择多途径、多靶点的干预措施，将是今后的努力方向;以红细胞流变性为切入点，可能为休克的血液流变性异常的干预提供新的思路。

1 Zhao KS.Hemorheologic events in severe shock〔J〕.Biorheology，2005;42(6)：463-77.

2 赵自刚，张玉平，刘春艳，等.肠系膜淋巴管结扎对急性失血大鼠红细胞流变性的影响〔J〕.中国应用生理学杂志，2010;26(4)：470-3.

3 Crawford JH，Isbell TS，Huang Z，et al.Hypoxia，red blood cells，and nitrite regulate NO-dependent hypoxic vasodilation〔J〕.Blood，2006;107(2)：566-74.

4 Machiedo GW，Zaets SB，Berezina TL，et al.Trauma-hemorrhagic shockinduced red blood cell damage leads to decreased microcirculatory blood flow〔J〕.Crit Care Med，2009;37(3)：1000-10.

5 周学武，胡德耀，刘良明，等.高渗盐溶液对失血性休克大鼠红细胞几何形状的影响〔J〕.中国病理生理杂志，2001;17(7)：644-7.

6 Berezina TL，Zaets SB，Machiedo GW.Alterations of red blood cell shape in patients with severe trauma〔J〕.J Trauma，2004;57(1)：82-7.

7 Piagnerelli M，Boudjeltia KZ，Brohee D，et al.Alterations of red blood cell shape and sialic acid membrane content in septic patients〔J〕.Crit Care Med，2003;31(8)：2156-62.

8 Zaets SB，Berezina TL，Morgan C，et al.Effect of trauma-hemorrhagic shock on red blood cell deformability and shape〔J〕.Shock，2003;19(3)：268-73.

9 Baskurt OK，Gelmont D，Meiselman HJ.Red blood cell deformability in sepsis〔J〕.Am J Respir Crit Care Med，1998;157(2)：421-7.

10 张 耕，刘春艳，魏艳玲，等.失血性休克时血液流变性异常的研究进展〔J〕. 微循环学杂志，2009;19(3)：52-5，57.

11 周学武，吴泽志.高渗盐溶液对失血性休克大鼠红细胞膜黏弹性的影响〔J〕.生物医学工程学杂志，2001;18(4)：589-91.

12 Grebe R，Wolff H，Schmid-Schnbein H.Influence of red cell surface charge on red cell membrane curvature〔J〕.Pflugers Arch，1988;413(1)：77-82.

13 Caprio K，Condon MR，Deitch EA，et al.Alteration of(alpha)-spectrin ubiquitination after hemorrhagic shock〔J〕.Am J Surg，2008;196(5)：663-9.

14 Manno S，Takakuwa Y，Nagao K，et al.Modulation of erythrocyte membrane mechanical function by-spectrin phosphorylation and dephosphorylation〔J〕.J Biol Chem，1995;270(10)：5659-65.

15 Chmiel B，Pajak J，Grabowska-Bochenek R，et al.Decreased red blood cells deformability in acute pancreatitis in the rat.Effect of tirilazad mesylate〔J〕.Folia Med Cracov，2003;44(1-2)：109-15.

16 Chmiel B，Grabowska Bochenek R，et al.Red blood cells deformability and oxidative stress in acute pancreatitis〔J〕.Clin Hemorheol Microcirc，2002;27(3-4)：155-62.

17 Suzuki Y，Nakajima T，Shiga T，et al.Influence of 2，3-diphosphoglycerate on the deformability of human erythrocytes〔J〕.Biochim Biophys Acta，1990;1029(1)：85-90.

18 Miseta A，Bogner P，Berényi E，et al.Relationship between cellular ATP，potassium，sodium and magnesium concentrations in mammalian and avian erythrocytes〔J〕.Biochim Biophys Acta，1993，;175(2)：133-9.

19 Ellsworth ML.Red blood cell-derived ATP as a regulator of skeletal muscle perfusion〔J〕.Med Sci Sports Exerc，2004;36(1)：35-41.

20 Condon M，Senthil M，Xu DZ，et al.Intravenous injection of mesenteric lymph produced during hemorrhagic shock decreases RBC deformability in the rat〔J〕.J Trauma，2011;70(2)：489-95.

21 Adams Jr CA，Hauser CJ，Adams JM，et al.Trauma-hemorrhage-induced neutrophil priming is prevented by mesenteric lymph duct ligation〔J〕.Shock，2002;18(6)：513-7.

22 Bellingan G.Leukocytes：friend or foe〔J〕.Int Care Med，2000;26(13)：111-8.

23 赵自刚，牛春雨，张 静，等.肠淋巴途径对休克大鼠心肌自由基、炎性介质的影响〔J〕.中国应用生理学杂志，2007;23(4)：385-9.

24 牛春雨，李继承，赵自刚，等.肠系膜淋巴管结扎对失血性休克大鼠肺组织一氧化氮及其表达的影响〔J〕.中国危重病急救医学，2006;18(9)：527-30.

25 赵自刚，牛春雨，张 静，等.肠淋巴途径在大鼠休克致肝脏炎症反应中的作用〔J〕.中国危重病急救医学，2008;20(7)：385-9.

26 Liu L，Ward JA，Dubick MA.Hemorrhage-induced vascular hyporeactivity to norepinephrine in select vasculatures of rats and the roles of nitric oxide and endothelin〔J〕.Shock，2003;19(3)：208-14.

27 Liu L，Dubick MA.Hemorrhagic shock-induced vascular hyporeactivity in the rat：relationship to gene expression of nitric oxide synthase，endothelin-1，and select cytokines in corresponding organs〔J〕.J Surg Res，2005;125(2)：128-36.

28 Horn P，Cortese-Krott MM，Keymel SK，et al.Nitric oxide influences red blood cell velocity independently of changes in the vascular tone〔J〕.Free Radic Res，2011;45(6)：653-61.

29 Machiedo GW，Zaets S，Berezina T，et al.Red blood cell damage after trauma-hemorrhage is modulated by gender〔J〕.J Trauma，2004;56(4)：837-44.

30 Zaets SB，Berezina TL，Xu DZ，et al.Female sex hormones protect red blood cells from damage after trauma-hemorrhagic shock〔J〕.Surg Infect(Larchmt)，2004;5(1)：51-9.

31 Zaets SB，Berezina TL，Caruso J，et al.Mesenteric lymph duct ligation prevents shock-induced RBC deformability and shape changes〔J〕.J Surg Res，2003;109(1)：51-6.

32 赵自刚，刘春艳，张玉平，等.肠系膜淋巴管结扎对急性失血大鼠血液凝固性的影响〔J〕.中国危重病急救医学，2009;21(12)：708-10.