睡眠呼吸暂停低通气综合征动物模型的研究进展

汤凤莲 周 燕 (桂林医学院附属医院，广西 桂林 541001)

睡眠呼吸暂停低通气综合征(SAHS)是一种发病率高、具有潜在危险的疾病，主要表现为睡眠时打鼾并伴有呼吸暂停和呼吸表浅，夜间反复发生低氧血症、高碳酸血症和睡眠结构紊乱，导致白天嗜睡、心脑血管并发症乃至多脏器损害，严重影响患者的生活质量和寿命。有资料显示广西地区14岁以上人群打鼾发生率为27.3%，SAHS发生率4.3%〔1〕，而且它还是全身多种疾病的独立危险因素。目前该病的病因、发病机制尚不十分清楚，有待深入研究的前提与基础就是建立成熟的动物模型。本文就近年来国内外有关的文献作一综述。

1 模型动物的选择

在SAHS模型的研究中，研究者们已选用过大鼠、小鼠、犬、猪、兔、猴、猫、羊等动物构建动物模型，其中以前四种居多。对于狗、猪、猴等大动物常被用于实验性上气道阻塞，从解剖学机制上模拟阻塞性SAHS;而小动物，如大鼠、小鼠，常被暴露于低氧环境中从病理生理机制上模拟SAHS的低氧血症状态，慢性间歇低氧大鼠模型已被许多国内外学者用于SAHS发病机制及其并发症的研究〔2，3〕。相比较而言，大动物模型能很好地模拟人SAHS上气道阻塞过程，易于进行睡眠呼吸监测，但其来源及饲养困难，麻醉及手术操作困难，维护费用较高，研究数量受限。鼠易繁殖、易饲养，麻醉及手术操作简单，维护费用较低，但鼠的低氧模型绕过了造成人类阻塞性SAHS最重要的部位上气道，且低氧处理多未考虑到动物的睡眠结构，因而不能完全模拟临床SAHS睡眠与觉醒状态对血氧的影响。

2 常见的SAHS动物模型制作技术

2.1 人工无创模拟间歇低氧环境造模 由于SAHS最重要的一个病理生理特点是夜间睡眠时反复的间歇性低氧、睡眠剥夺、微觉醒〔4〕，所以目前大部分SAHS模型的建立都是采用这一方法。这种造模方法常用的是Wistar大鼠、SD大鼠、C57BL/6J小鼠、兔、猫等小型动物，多采用雄性〔5，6〕，这些动物也是其他疾病动物模型所常用的，能够比较准确地重现所要研究的疾病，易获得、饲养和管理，而且有足够长的生存时间供应用，足够的大小供取标本。常用的方法是将动物放入氧舱〔6〕或戴上面罩〔5〕，间歇灌注氮气、氧气或低氧混合气体。根据间歇低氧时间的长短可粗略地分为“大间歇”和“小间歇”，也可根据舱内压力分为“常压低氧”和“低压低氧”。

2.1.1 常压“小间歇”低氧造模 这是目前国内外比较常见的造模方法。McGuire等〔5〕在研究慢性间歇性窒息(chronic in-termittent asphyxia，CIA)时，利用膈肌和骨骼肌的收缩功能变化在SAHS发病机制中的作用时，利用低氧混合气间歇性供大鼠呼吸，建立大鼠SAHS模型。研究者将雄性Wistar大鼠随机分为CIA组和对照组，所有大鼠被头罩包裹。CIA组的大鼠头罩内灌注15 s室内空气，接着灌注15 s 100%浓度的氮气，从而使头罩内的最低血氧分压值在55～65 mmHg之间。这样1 min完成两个周期，每天持续8 h，每周5 d，持续5 w后完成模型建立用于研究。为了模拟SAHS患者睡眠时低氧血症和高碳酸血症，McGuire对上述方法又做了改进，先向大鼠的头罩内灌注15 s氮气和二氧化碳的混合气体使氧浓度降至6% ～8%，而二氧化碳浓度升至10% ～14%，随后灌注15 s室内空气使氧浓度和二氧化碳浓度恢复正常。同样1 min完成两个周期，每天持续8 h，每周5 d，持续5 w，同时诱导出鼠咽部肌肉收缩能力和肌纤维类型的变化，成功建立SAHS鼠模型。Almendros等〔7〕假设SAHS睡眠期间的反复间歇低氧导致了日间血压升高，将大鼠在白天睡眠时置于睡眠舱内，舱内循环注入氮气，每次注入氮气12 s，每30 s一个循环，使每一循环舱内最低氧浓度达3% ～5%，每天7 h，共35 d，结果显示间歇低氧大鼠血压明显升高。国内王璋等〔8〕对上述方法加以改进制作了常压低氧动物舱，一般的做法是将4～6只动物放入一有机玻璃舱，然后用压缩空气与混合气体在电磁阀控制下分别以2 L/min的流速输入低氧舱，间隔30 s，1 min一个循环，每天8 h累计缺氧时间12 w。舱内氧浓度由测氧仪检测，根据测氧仪检测结果提示：舱内气体氧浓度(FiO2)在低氧气体输入后逐渐减低至7.4%～7.8%，在此水平持续5～7 s，然后随着空气的输入FiO2逐渐升至20%～21%。结果证实，所改进的间歇性缺氧模型是较理想的SAHS动物模型，该模型稳定、稳定性好、设备相对简单，便于长期研究;并且可以通过调节氧浓度、缺氧-复氧循环间隔以及每日间隔缺氧总时间等参数方便控制缺氧程度。目前国内外学者大多模拟该方法制作大鼠、小鼠SAHS动物模型用于该疾病的研究〔2，3〕。对于缺氧-复氧循环时间的安排，根据研究目的的不同，多数循环设计为每隔30～90 s缺氧-复氧过程交替一次，每个实验日间歇缺氧1～8 h，缺氧累计时间1～8 w不等，实验过程中动物吸入气的氧浓度，多在5%～10%范围内。不足之处在于此种模型并不存在真正的上气道阻塞，自然也就无法模拟阻塞时胸内压力降低这种变化，而且实验中低氧的时间段与动物的睡眠时间往往并不完全一致。因此，这种动物模型只是比较适合于研究间歇低氧引起的病理生理改变，而不能完全模拟SAHS病理生理状态。

2.1.2 常压“大间歇”低氧造模 前几年这种办法国内外用的比较多〔9，10〕。一般是将动物放入氧舱后通入氮气，使舱内氧浓度在数十秒内从正常降至10%左右，连续低氧4～8 h后出舱恢复正常氧供，至第二天再次低氧为一次低氧-复氧循环，连续数周。其他实验条件类似于“小间歇”低氧条件。此种造模方法一次循环连续低氧的时间长达数小时，故将其称为“大间歇”低氧。实验中均证实模型动物内皮功能发生改变，能够部分模拟SAHS，但是由于其每次低氧时间比较长，造成的损害也比较大，和SAHS患者的间歇低氧特点并不相同，这实际上是一种慢性低氧肺动脉高压模型，更多地应用于COPD、肺心病的研究，故近几年在SAHS方面的研究已很少应用。

2.1.3 常压持续低氧造模 刘永义等〔11〕选用鼠龄6个月的成年雄性SD大鼠置于常压低氧密封舱内饲养，保持舱内平均氧浓度为13.4%，持续饲养30 d。观察到SD鼠在密封舱低氧环境中表现为呼吸频率加快，呼吸幅度变大，具有咽腔呼吸压力波动增强、吸气压力降低等类似SAHS临床表现，并证实在此咽腔呼吸压力作用下，SD鼠软腭的力学特征发生了明显变化，软腭组织发生了易于SAHS形成和发展的重建。

2.1.4 低压低氧造模 上述三种造模方法都是在常压下进行的，也有研究者模拟高原低压低氧环境造模〔12〕。将动物放入氧舱后以一定的速率模拟上升至数千米高度，造成低压低氧，持续数小时后降至海平面高度的压力，连续数周。这种造模方法的优点是其舱内气体组成与空气无差别，消除了气体组分改变可能造成的影响，而且其缺氧程度可以精确控制，但其多用于高原缺氧的研究。缺点也较明显，设备要求较高，不能准确反映常压下缺氧的情况，并且一次循环低氧的时间太长，不能满足SAHS反复短暂缺氧-复氧循环的要求。

2.2 手术造模 根据发病机制不同，SAHS可分为阻塞型、中枢型及混合型，其中阻塞型占成人发病率的90%以上，而阻塞型SAHS的病理生理学特征为睡眠高阻力性呼吸，导致呼吸暂停及呼吸不足，高阻力的形成归结为上气道解剖学狭窄和咽部肌肉功能异常。低氧模型绕过了造成人类阻塞性SAHS最重要的部位，即上气道，因此不能完全符合SAHS的自然病理状态。基于以上原因，一些学者尝试用手术或局部注射等方法，造成上气道阻塞，模拟人形成呼吸暂停、呼吸不足及吸气受限。由于操作的需要，在手术造模过程中所选用的动物体积一般较大，如小型猪、狗、猴等。根据干预部位的不同造模方法主要有两种：咽鄂部注射凝胶法和气管部位干预法。

2.2.1 咽鄂部注射凝胶法 国内采用的是20 kg左右的中国小型猪，用15号针头在猪下颌骨最高点内侧1 cm处进针，深度约3 cm，缓慢推进，共注射10 ml医用聚丙烯酰胺水凝胶+2 ml 0.9%生理盐水青霉素液(内含青霉素8×106U)，这是外部注射法;也可采用内部注射法：5 ml水凝胶同样稀释后用13号针头在猪咽腭弓及舌根部多点进针注射〔13〕。灵长类的气道解剖结构与人类比较类似，国外有学者在猴子舌根、悬雍垂、咽侧壁注射液态胶造模〔14〕。国内柳忠禄等〔15〕在小型动物Wistar大鼠的双侧舌鄂弓、咽腭弓及舌根部注射透明质酸钠凝胶成功建立阻塞型SAHS模型，且该模型稳定、可靠。由于阻塞型SAHS患者的发病机制与睡眠时上气道塌陷、狭窄有关，因此利用安全有效的组织充填物造成动物上气道的狭窄、阻塞所建立的动物模型与阻塞型SAHS的自然病理状态比较相符，具有稳定、可靠、重复性好的特点。缺陷是目前还没有报道该模型的呼吸暂停主要发生在睡眠的哪一期。

2.2.2 气管部位干预法 包括利用可充气装置放置在动物颌下和利用气管插管周期性闭合诱导阻塞型SAHS模型。Farre等〔16〕设计了一种适用于鼠的颈圈通过气管切开置于上气道，计算机调控颈圈压力造成上气道阻塞。Kimoff等〔17〕用2只健康成年犬进行气管造口术，在口内置一乳胶短管，在管末端置一活瓣，并同时在犬体内置人脑电图及肌电图记录电极，计算机不间断接收犬脑电图及肌电图信号，当睡眠开始时，计算机自动启动活瓣开关，造成气道阻塞。气管阻塞在整个睡眠期间持续存在，以此模拟人SAHS期间发作的呼吸暂停和间歇低氧。气管插管法是将动物麻醉后行气管切开、插管，再用面罩将其口鼻密封，实验时通过插管施以负压致气道塌陷，呼吸暂停，然后正压通气，暂停中止，整个过程由计算机程序控制〔18〕。虽然这种造模方法也达到了模型动物气道间歇阻塞的效果，但这种方法绕过了人类阻塞型SAHS最重要的部位——上气道，而且操作复杂，容易影响实验结果，目前较少有人采用。

2.3 自发性SAHS动物模型 Hendricks等〔19〕观察到英格兰牛头犬由于上气道解剖结构异常——软腭肥大、咽腔狭窄，可自行发生睡眠呼吸暂停。国内有报道部分极度肥胖的陆川猪同样存在因上气道解剖异常而自行发生睡眠呼吸暂停的情况〔20〕。王菁等〔21〕报道SD大鼠睡眠中会自发出现呼吸暂停，这种呼吸暂停主要是中枢性的，可以作为研究睡眠呼吸暂停中枢发病机制的天然动物模型。Yamauchi等〔22〕报道C57BL/6 J(B6)小鼠睡眠中会自发出现呼吸暂停，类似人的缺氧-复氧循环，并认为SAHS发病与遗传相关。这些自发性的SAHS动物模型避免了人为干预的因素，在这一点上是比较理想的，但是此类模型呼吸暂停主要发生在快速动眼睡眠期，而人类睡眠呼吸暂停则主要发生在非快速动眼睡眠期，因此有一定差异。

3 SAHS动物模型评价指标

人类疾病的动物模型必须具有人类疾病模拟性表现，但目前没有明确的标准判断以上模型动物是否已经达到诊断标准。从文献结果分析，SAHS动物模型制作后是否符合人类疾病模拟性表现，主要有以下几个观察指标：

3.1 以是否出现SAHS类似症状为标准 包括模型动物的睡眠时是否有打鼾或鼾声增加、憋醒、体位改变、胸廓和腹部的反常运动，白天嗜睡等表现。

3.2 模型动物的低氧指标 SAHS一个重要的特点是间歇性低氧，为了判断模型动物在实验过程中是否发生了间歇低氧以及低氧的程度，就需要监测动物动脉血氧饱和度的动态变化，一般是根据多次血气分析结果来判断。如果受实验条件限制，无法得到该类数据，则动物所处氧舱内氧浓度的动态变化结果也可以间接反映间歇低氧情况。

3.3 多导睡眠仪监测指标 通过多导睡眠监测观察动物脑电图、肌电图、眼动图、心电图、呼吸变化，测定鼻和口腔气流、阻抗，测定动脉氧分压及动物动脉血氧饱和度，计算呼吸暂停低通气指数(AHI)值。多导睡眠监测结果无疑具有重要的参考价值，然而目前尚无公认的各种动物多导睡眠图判读标准，其结果受人为因素干扰过大，故可靠性欠佳。

3.4 模型动物的上气道改变指标 阻塞性SAHS最重要的阻塞部位是上气道，患者该部位往往有解剖结构的变化，因此检测该部位的变化对于评价该模型的可靠性也十分重要。目前可以利用影像学检查来测量上气道横截面面积、上气道左右径和前后径大小，也可以用电生理方法测量支持咽腔开放的肌肉收缩性能的变化，还可以凭肉眼、光镜、电镜观察该部位组织、细胞结构的改变。

4 展望

综上所述，目前SAHS动物模型的研究取得了可喜的进展，这些模型虽然还不能完全复制出人类SAHS的发病过程、全部病理生理变化和生物学特性，但已为阐明该病的发病机制、探索治疗方法作出了重要贡献。今后研究的重点应放在提高模型的稳定性、可靠性、重复性、同人类相符性、易操作性且符合伦理学观念的SAHS动物模型上;此外由于SAHS患者存在明显的家族聚集性，其发病很可能有多基因参与〔22〕，故对模型的遗传性研究也是将来的一个重要研究方向。

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