非综合征型聋相关基因及其表达产物的研究进展*

纪育斌 综述 王秋菊 韩东一 审校

听觉系统对声音的处理和传导依赖于多种神经生理机制及调节因子，它们之间相互协调，形成了完整的听觉网络系统。从分子生物学角度来看，听觉网络系统中，各种神经生理机制的运转和同步化进程须依赖众多的功能性蛋白质，因此，这些蛋白质编码基因的缺陷，会导致听觉网络中一种或多种机制运转失常，造成声音处理障碍，表现为听觉障碍。目前至少发现了46个与非综合征型聋相关的基因(hereditary Hearing Loss Homepage,http://webh01.us.ac.be/hhh/)。这些耳聋基因的突变会导致相应蛋白质在内耳的表达或功能障碍，不仅影响相应的内耳生理功能，而且部分基因还可影响内耳听觉器官的形态发育及结构的完整性。本文根据基因表达产物的功能，综述了与细胞骨架蛋白、跨膜蛋白、细胞外基质蛋白、毛细胞和神经元信号转导蛋白、调节蛋白等表达相关的基因的功能与作用，以利于了解这些基因表达产物在内耳中的相关作用及其突变对内耳的影响。

1 细胞骨架蛋白基因

细胞骨架是指由细胞中的蛋白质丝组成的网络系统。细胞的运动、形态以及内部结构均依赖于细胞骨架。细胞骨架的框架由三种类型的蛋白质丝组成，即中间丝、微管和肌动蛋白丝，其中肌动蛋白丝是由肌动蛋白(actin)组成的高度保守的螺旋状多聚体。在大多数类型的细胞中，骨架蛋白具有相似的功能。在内耳中，静纤毛也是由肌动蛋白丝组成，静纤毛具有的独特结构，包括阶梯样排列、纤毛长度、粗细程度、排列位置和相互连接等，均受肌动蛋白的影响[1]。螺旋状肌动蛋白丝聚合和解聚过程依赖于多种因素，其中最重要的是肌球蛋白(myosin)。肌球蛋白属动力蛋白家族，可以通过水解ATP提供的能量沿着肌动蛋白丝滑动，在内耳中参与纤毛运动。因此，肌动蛋白和肌球蛋白是影响静纤毛结构和功能的重要蛋白质。

1.1肌动蛋白相关耳聋基因 与肌动蛋白相关的耳聋基因包括DIAPH1、AGTG1、TRIOBP、ESPN、RDX，其中除了AGTG1是直接编码肌动蛋白的基因外，其他的均为肌动蛋白调节基因。

ACTG1基因直接编码γ-肌动蛋白，这种肌动蛋白属于细胞质非肌肉肌球蛋白，在各种细胞中有表达，此基因突变与显性遗传性非综合征型感音神经性聋DFNA20/DFNA26相关[2]。DIAPH1基因是在第一个显性遗传性聋基因位点DFNA1发现的耳聋基因，但其编码蛋白质Diaphanous homolog 1并非肌动蛋白，而是参与内耳毛细胞肌动蛋白丝多聚体聚合的调节作用[3]。TRIOBP基因与DFNB28相关，其编码的蛋白质TARA可以与TRIO蛋白的TGD1结构域和F肌动蛋白结合，与肌动蛋白一起调节肌动蛋白细胞骨架结构、细胞生长、细胞迁移等[4]。Espn基因突变首先是在jerker小鼠研究中发现的，小鼠Espn基因产物espin蛋白表达于静纤毛，在蛋白C末端具有WH-2肌动蛋白单体结合结构域(WH-2 actin monomer-binding domain)，可以通过结合并稳定肌动蛋白丝保持静纤毛的生长更新和长度[5]。对jerker小鼠的研究发现， Espn基因突变导致espin蛋白显示出早期降解的趋势，并且C末端肌动蛋白结合结构域消失，静纤毛变短变细[6]。RDX基因编码的radixin蛋白即根蛋白表达于静纤毛，其将肌动蛋白丝与细胞膜交叉连接，起到稳固静纤毛的功能[7]。

1.2肌球蛋白编码基因 肌球蛋白是一类超家族蛋白质，蛋白头端即动力区域具有可以被肌动蛋白激活的Mg2+ATP酶和肌动蛋白丝结合位点。肌球蛋白可以利用ATP水解能量沿肌动蛋白丝滑动；蛋白颈部区域具有1～6个异亮氨酸-谷氨酰胺重复序列模体(IQ motifs)，这些IQ motifs可以结合轻链或钙调蛋白；尾端属于变异结构域，可以结合负荷。与耳聋相关的肌球蛋白编码基因包括MYO7A、MYO6、MYO15A、MYO3A、MYO1A、MYH9和MYH14。

MYO7A是最早发现的与耳聋相关的肌球蛋白基因，编码蛋白myosinⅦA属非传统型肌球蛋白，在结构上具有高度保守的头部动力结构域；尾端变异结构域可能与多种大分子相联系，参与物质运送。1995年，Weil等[8]在Usher综合征1B患者中成功定位并克隆了MYO7A基因，随后发现其与DFNB2和DFNA11相关。目前已经发现MYO7A具有100种突变，其中绝大多数与综合征型感音神经性聋有关(Human Gene MutationDatabase, http://www.hgmd.cf.ac.uk/ac/index.php)。编码蛋白myosinⅦA在人类耳蜗内、外毛细胞胞质和静纤毛以及视网膜色素上皮、感光细胞、前庭神经上皮均有表达[9]。skaker1小鼠是人类MYO7A突变动物模型，具有耳聋及严重的前庭功能障碍导致的旋转行为，通过详细分析shaker1小鼠发现myosinⅦA蛋白缺乏的小鼠具有过长的静纤毛[10]，当Myo7a突变时肌动蛋白激活ATP酶活性能力减弱或消失，影响了肌动蛋白的动力[11]。

MYO6基因是第二个被发现的耳聋相关肌球蛋白基因，与DFNA22和DFNB37相关。编码蛋白myosinⅥ是所有细胞所必须的成分，涉及胞吞作用、高尔基体形态、感受器聚集、细胞迁移和囊泡转运等[12]。动物研究myosinⅥ表达于毛细胞胞质中，在膜状板表达增强，在静纤毛上也有一定程度的表达[13]。MyosinⅥ最大的特点是与其他肌球蛋白的移动方向相反，朝向肌动蛋白丝负极方向即静纤毛基底部运动，其功能是将静纤毛锚定在富含肌动蛋白的表皮板上。当静纤毛振动、纤毛内肌动蛋白向上运动时，myosinsⅥ则以相反的运动方向来防止相邻细胞表面发生脂质融合[14]。通过研究ENU诱导的myosinⅥ缺陷小鼠Tailchaser(Tlc)发现，Myo6基因突变可以使myosinⅥ的动力结构域失去活性，ATP酶活性降低，myosin Ⅵ不再沿着肌动蛋白丝运动，失去功能的myosinⅥ集中在静纤毛的顶端，静纤毛出现分叉和融合[13]。

MYO15A基因突变与DFNB3相关，编码蛋白myosinXVA C端包括2个重复的序列，每一个重复序列包含一个MyTH4和一个FERM区域，被SH3域分开，在C末端携带一个PDZ配体。动物研究发现小鼠myosin XVA C末端PDZ配体可以与WHRN基因编码whirlin蛋白第三个PDZ配体相互作用，这种相互作用对whirlin蛋白靶向到静纤毛顶端是必要的。将小鼠Myo15a基因重新导入缺乏myosin XVA的小鼠毛细胞，可以使内生性的whirlin蛋白重新聚集在静纤毛顶端，因此认为myosin XVA与whirlin蛋白相互作用是毛细胞纤毛束形成的关键[15]。2005年Delprat[16]发现whirlin蛋白与myosinXVA同时出现在大鼠发育中或成熟的耳蜗和前庭系统静纤毛最顶端，myosinXVA/whirlin在静纤毛顶端相互作用，可能控制着静纤毛的活动。

MYO3A基因编码myosinⅢA蛋白表达在静纤毛的顶端，可能参与静纤毛机械电能转换过程[17 ]。迄今为止，仅在一个伊拉克起源的犹太人耳聋家系中发现MYO3A基因的3种突变[18]。MYO1A位于DFNA48常染色体区域，编码刷状缘myosinⅠ蛋白；MYH9和MYH14均为非肌肉肌球蛋白重链编码基因，分别与DFNA17和DFNA4相关。

1.3其他细胞骨架相关基因 WHRN基因编码whirlin蛋白包含有PDZ结构，对小鼠研究显示WHRN基因突变小鼠静纤毛缩短[19]。如前所述，whirlin蛋白的主要作用是与MYO15A参与静纤毛形态和功能的保持。CCDC50基因编码蛋白质Ymer是一种表皮生长因子介导的细胞信号效应器，可以增强表皮生长因子受体功能，在微管细胞骨架中发挥作用[20]。

2 细胞间连接蛋白编码基因

内耳细胞间连接对于保持淋巴液成分的动态平衡，防止离子及其他成分流失，支持和稳定内耳器官组织结构至关重要。人类耳蜗细胞连接包括缝隙连接、紧密连接和黏合连接。缝隙连接位于两个相邻的细胞之间，使胞质间直接相连，细胞内的小分子，如无机盐离子、糖、氨基酸、核苷酸和维生素等有可能通过间隙连接的孔隙相互传递，缝隙连接蛋白在内耳中具有广泛的表达，在细胞间信号传导和动态平衡中发挥重要作用。细胞间紧密连接可以使细胞质膜紧密结合，没有缝隙，在耳蜗可以将毛细胞的顶部与底外侧部分开，维持内外淋巴液的分离和正常的耳蜗内电位。黏合连接是由钙粘蛋白和原钙粘蛋白形成细胞间连接，在内耳它们形成的静纤毛间顶端连接是毛细胞顶部机械传导和机电转化的主要结构。

2.1缝隙连接蛋白基因 编码缝隙连接蛋白家族的基因突变在非综合征型感音神经性聋中最为常见，与常染色体隐性、显性及综合征型聋均相关。它们编码的缝隙连接蛋白Connexins(Cx)是细胞膜缝隙连接蛋白家族的一部分，形成两个相邻细胞质间的连接通道。在内耳中缝隙连接介导内耳螺旋缘、Corti器、血管纹等组织上皮细胞间和结缔组织间的离子、代谢产物和第二信使分子的转运。缝隙连接的形成需要两个细胞各一个连接子即半通道，半通道是由缝隙连接蛋白6个跨膜亚单位形成的六聚体，当两个邻近细胞的半通道接触到一起时，就形成了一个激活的缝隙连接。人类基因组中有21个基因属于缝隙连接蛋白家族[21],其中有5个基因(GJB2、GJB3、GJB6、GJB1、GJA1)突变在哺乳动物内耳表达与人类耳聋有关，它们分别编码的缝隙连接蛋白是Cx26、Cx31、Cx30、Cx32和Cx43。(Connexins and Deafness Homepage, http://www.crg.es/deafness)。缝隙连接蛋白的异质性涉及不同的人类耳聋遗传病理，本文主要对最为常见的GJB2和GJB6加以综述。

GJB2基因编码Cx26，GJB6基因编码Cx30。在人类基因组中，这两个基因相互邻近均位于DFNB1位点(hereditary Hearing Loss Homepage,http://webh01.us.ac.be/hhh/)。在内耳中, Cx26蛋白缝隙连接半通道和Cx30蛋白半通道共同装配成为一个完整的异源性的缝隙连接通道[22]。靶向消融小鼠耳蜗上皮网络上的Cx26后，发现小鼠耳蜗仍可以正常发育，但是随后出现听力损失，形态学显示支持细胞坏死，细胞坏死速率与细胞周围钾离子浓度的减少相一致，因此推测Cx26的缺失在声刺激后阻止了钾离子的循环，使细胞外淋巴液钾离子减少从而阻止了对神经递质谷氨酸的摄取和吸收，同时耳蜗内电位降低或消失，最终导致毛细胞死亡[23]。Cx30缺陷小鼠同样表现为毛细胞死亡、支持细胞变性，电生理检测显示耳蜗内电位降低或消失[24]。

敲除小鼠Cx26或Cx30蛋白编码基因GJB2或GJB6后发现，未敲除的基因(GJB6或GJB2)在内耳中可以正常表达，细胞间形成同源性的缝隙连接，即缝隙连接通道的两个半通道均由单一的Cx26或Cx30蛋白构成。这种同源性的缝隙连接通道功能较差，不能够替代野生型异源性的缝隙连接通道[23，24]。Cx26构成的同源性缝隙连接通道可以传递离子，但不能传递分子量大的代谢产物，如葡萄糖，细胞内葡萄糖水平的降低增加了细胞内活性氧簇,最终可以导致细胞死亡[25]。除此之外，Cx26和Cx30共同定位并沿着内耳钾离子循环路径广泛表达,两种连接蛋白可能在钾离子传递中具有重要的作用[26]。也有研究表明，缝隙连接蛋白缺乏会减弱第二信使钙离子传递，降低细胞质钙离子水平，影响NF-kB的表达，NF-kB是一种钙敏感性转录因子，Cx26和Cx30基因可能参与DNA的转录过程[27]。

2.2紧密连接蛋白基因 CLDN14基因编码claudin14蛋白，表达于Corti器毛细胞和支持细胞，参与构成细胞间紧密连接，但在血管纹和前庭膜上无表达。对小鼠的研究发现，claudin14蛋白在耳蜗发育中的表达增加伴随着耳蜗内电位的建立[28]。Cldn14敲除小鼠首先出现外毛细胞死亡，接着是内毛细胞，最后表现为耳聋，但小鼠耳蜗内电位没有出现显著改变，因此认为claudin14可能不是维持耳蜗内电位的关键成分，或者有其他的claudin蛋白成分弥补了它的缺失。MARVELD2基因编码tricellulin蛋白属于嵌膜蛋白质，参与耳蜗和前庭上皮的细胞紧密连接，包括支持细胞和毛细胞间的广泛连接及结构复合体的形成[29]。

2.3黏合连接蛋白基因 黏合连接蛋白基因TMHS(也称为LHFP15基因)，其产物表达于内耳，特别是内、外毛细胞的静纤毛上，在静纤毛表面形成四跨膜蛋白，Tmhs基因突变小鼠Corti器出现严重损害[30]。CDH23基因编码cadherin23蛋白和PCDH15基因编码protocaderin15蛋白均属于黏合连接蛋白，参与毛细胞纤毛束顶端连接的形成，与非综合征型聋和Usher综合征有关[31]。

3 转运体蛋白和离子通道基因

3.1转运体蛋白基因 与耳聋相关的转运体蛋白主要有SLC26A4、SLC26A5和OTOF基因。

正常的内耳淋巴液总量和其成分的维持对保持内耳的功能同等重要。SLC26A4基因编码的pendrin 蛋白属于跨膜溶质载体蛋白，是一种氯化物/负离子(如碘化物)转运体，表达于人体甲状腺、肾脏和内耳，对内耳来讲，pendrin蛋白基因产物表达于内淋巴囊、外螺旋沟和部分支持细胞[32]。研究发现，Pendrin敲除小鼠predrin蛋白重碳酸盐分泌功能消失导致内淋巴液酸化,抑制pH敏感通道TRPV5和TRPV6活性，导致内淋巴钙离子浓度增加。重碳酸盐离子是内淋巴液重要缓冲介质,有利于维持内耳淋巴液的渗透环境[33]。SLC26A4基因突变导致pendrin蛋白功能障碍，使内耳淋巴液体量增加，导致蜗管的扩大融合，内淋巴囊、内淋巴管和前庭水管膨胀扩大。

SLC26A5基因编码的prestin蛋白属于负离子转运家族溶质载体蛋白，外毛细胞的细胞膜上有丰富表达[34]，在哺乳动物中高度保守。同时prestin蛋白也是一种动力蛋白质，在毛细胞机电转化过程中发挥作用，能驱动耳蜗外毛细胞的电能动性,发挥耳蜗的放大器和调节器的作用,使哺乳动物的听觉具有高度的敏感性、广阔的听觉域、敏锐的频率选择性[35]。

OTOF基因与DFNB9相关，编码otoferlin蛋白，在成熟小鼠的内毛细胞中有极强表达，但在支持细胞中无表达。Otoferlin蛋白是一种跨膜蛋白，具有细胞质结构域(胞质域)，其功能类似于突触结合蛋白，与钙离子结合参与细胞膜运输、胞吐作用和毛细胞传入突触神经递质的释放[36]。OTOF基因突变可表现为听神经传递功能不良，是听神经病的致病病因之一[37]。

3.2离子通道蛋白基因 与耳聋相关的离子通道蛋白基因包括KCNQ1、KCNQ4、TMC1和WFS1基因。

KCNQ是钾离子通道小家族蛋白，一共有5个成员(KCNQ1～KCNQ5)，其中有4个涉及不同的人类疾病，如癫痫症、心律失常和耳聋。所有KCNQ蛋白质都具有6个跨膜结构域，当4个KCNQ亚单位装配到一起时，就形成了一个活性通道。在每一个亚单位中第四个跨膜结构域带有正电荷残基，因此具有电压感应作用，影响离子通道的构象和对钾离子的敏感性[38]。因此，KCNQ蛋白构成的通道属于电压门控通道，依赖于膜电位，在细胞膜去极化时被激活。KCNQ1和KCNQ4在内耳中表达，与内耳功能相关。

KCNQ1基因突变导致遗传性常染色体显性遗传QT间期延长综合征(LQT综合征)或常染色体隐性遗传Jervell and Lange-Nielsen(JLN)综合征(也称为心-耳综合征或聋-心综合征)。这两个综合征的特征均为心律失常，JLN综合征同时表现为先天性耳聋。在耳蜗，KCNQ1和KCNE1基因编码蛋白位于血管纹面对中阶一侧的边缘细胞顶部，共同形成一个通道复合体，是血管纹从胞质和外淋巴转运钾离子的最后阶段(钾离子循环)[39]。钾离子转运循环始于内耳基底细胞从外淋巴液中吸收钾离子，再将钾离子通过缝隙连接转运至血管纹细胞间隙，通过边缘细胞底外侧膜的Na+-K+ATPase将钾离子转运入边缘细胞，然后由边缘细胞膜顶端的KCNQ1/KCNE1通道复合体将钾离子分泌进入内淋巴，因此KCNQ1/KCNE1通道复合体在维持内淋巴高浓度钾离子水平中发挥重要作用。KCNQ1基因突变会阻碍了K+分泌进入内淋巴液，影响了耳蜗内电位的形成并会导致血管纹的萎缩、Corti器变性及耳聋。单纯KCNE1突变也可以导致JLN综合征，KCNQ1不能够补偿内耳KCNE1蛋白的缺乏[40]。

KCNQ4基因突变能够引起常染色体显性慢性进行性听力损失。对小鼠的研究表明，KCNQ4基因表达于外毛细胞膜底外侧部，在蜗底有更显著的表达，这与患者早期表现为高频听力下降相对应[41]。在内耳，KCNQ4与KCNQ1不同，其表达及功能仅与外毛细胞相关，KCNQ4可以使去极化时进入外毛细胞的钾离子外流出细胞，使细胞恢复到静息状态，为下一次兴奋做好准备。对KCNQ4敲除小鼠电生理研究显示外毛细胞内持续性钾离子超负荷将导致细胞死亡，因此KCNQ4突变引起的进行性听力损失的原因在于外毛细胞的变性死亡[42]。

TMC1基因编码一种具有6个跨膜结构域的跨膜蛋白，特异性表达在内、外毛细胞和前庭[43]。TMC1基因突变小鼠毛细胞钾离子内流减弱或消失，部分毛细胞结构损伤和完全消失，残存的毛细胞的突触前膜在小鼠发育过程中仍可见到钙离子流，但是听神经复合动作电位消失；即使在大多数毛细胞未发生坏死的情况下，仍然不能引发听神经复合动作电位[44]。

WFS1基因与Wolfram综合征及DFNA6/DFNA14相关，编码一种胞膜糖蛋白wolframin，这种糖蛋白表达在耳蜗内毛细胞和支持细胞等多种细胞的内质网上，其功能涉及K+和或Ca2+的动态平衡。研究发现，非洲爪蟾卵母细胞wolframin可以促使细胞内的钙离子从胞浆内质网释放，提示这种蛋白质的功能是内质网上的一种阳离子通道或是阳离子通道调节蛋白[45]。

4 细胞外基质蛋白基因

与耳聋相关的细胞外基质蛋白基因主要包括TECTA、STRC、OTOA和COCH基因。

盖膜是由数种胶原蛋白和三种非胶原糖蛋白构成，三种非胶原蛋白分别是α-盖膜蛋白、β-盖膜蛋白和otogelin蛋白。盖膜蛋白的功能是优化基底膜对调谐频率引起震动的敏感性，并向外毛细胞提供机械反馈以调节声刺激的增益。TECTA基因编码盖膜成分α-盖膜蛋白，与常染色体显性遗传DFNA8/DFNA12和隐性遗传DFNB21有关。盖膜胶原蛋白成分的破坏也与耳聋相关，胶原蛋白Ⅱ、Ⅸ、Ⅺ型均是盖膜极为重要的成分，编码基因分别是COL2A1、COL9A1和COL11A1及COL11A2,缺乏Ⅸ型胶原的敲除小鼠出现耳聋的表型和盖膜的损害。Ⅱ和Ⅺ型胶原蛋白基因突变与Stickler综合征(即Stickler关节病玻璃体视网膜变性综合征或遗传性进展性关节-眼病或遗传性关节-眼病)有关，此综合征除了感音神经性聋外还包括颅面畸形和视觉异常。COLL11A2编码的Ⅺ胶原蛋白与DFNA13和DFNB53有关，COLL11A2突变会其影响Ⅺ胶原蛋白的triple-helix结构域，影响盖膜正常的结构和功能[46]。

STRC基因编码stereocilin蛋白是一种纤毛束蛋白质，仅在毛细胞静纤毛表达，属于纤毛束锚定蛋白。stereocilin蛋白和otoancorin蛋白具有C末端同源序列，Otoancorin蛋白由OTOA基因编码，也属于与盖膜相关的内耳特有的糖基磷脂酰肌醇锚定蛋白，表达在非感觉细胞顶端表面并与盖膜联系，也表达于盖膜附属的大上皮嵴和螺旋缘。这两种锚定蛋白与盖帽锚定到Corti 毛细胞静纤毛有关[47]。

COCH基因编码细胞外基质蛋白Cochlin，主要表达于螺旋缘和螺旋韧带纤维细胞，COCH突变可以导致这些细胞的缺失、减少或被嗜酸性非细胞成分取代[48]。

5 毛细胞和神经元信号转导基因

PJVK基因与DFNB59相关，编码pejvakin蛋白。与其他大多数耳聋基因不同的是，PJVK基因突变导致的耳聋病理机制发生在听觉传导通路上，而不是耳蜗。pejvakin蛋白沿着听觉传入通路表达，特别是神经元细胞体，与听神经信号传递相关，PJVK基因突变可以导致双侧听神经病，并且表现为语前聋[49]。

6 调节基因

6.1转录因子基因 在DNA转录为mRNA的阶段受到转录因子精细的调节,这些转录因子是基因表达产物，转录因子基因变异会导致DNA转录障碍。POU3F4和POU4F3是两个POU结构域转录因子家族基因，均具有两个DNA结合结构域即同源结构域和POU结构域。POU3F4基因突变与X染色体连锁的DFN3有关；POU4F3基因突变中至少有一个突变可能与细胞核定位信号相关[50]。此外EYA4基因控制着内耳发育过程，与Corti器功能明显相关，其突变可以导致进行性常染色体显性聋DFNA10[51]。TFCP2L3基因则与DFNA28相关[52]。

6.2microRNAs microRANs(miRNAS)是遗传性聋研究领域较新的内容,其类似于转录因子,属基因表达的调节成分。在哺乳动物中，由RNade Ⅲ 核酸内切酶(endonucleases)切割分裂产生单链miRNAs，与靶向的mRNAs 3’端不翻译的部分序列互补配对。miRNAs中用于靶向确认的最小的miRNAs序列长度大约6-8个核苷酸，称为miRNA seed。目前miRNASE数据库 (http://microrna.sanger.ac.uk/sequences/)中人类和小鼠分别具有706和547个miRNAs。对小鼠334个miRNAs微点阵分析显示大约有1/3表达于内耳[53]。在ENU诱导形成的进行性耳聋diminuendo小鼠突变体中，发现一种miR seed区突变，采用微点阵分析Corti器组织，同时进行生物信息为基础的Sylamer分析显示，diminuendo小鼠中存在数百种基因表达变化，其中一些是已知表达于感觉细胞或与耳聋相关的基因[54]。RNade Ⅲ 核酸内切酶之一Dicer敲除小鼠Pax2-Cre出现内耳miRNAs减少或缺失，内耳发育异常[55]。

7 其他耳聋相关基因

CRYM基因编码蛋白质Mu-crystallin是一种受烟酰胺腺嘌呤二核苷酸磷酸(nicotinamide-adenine dinucleotide phosphate，NADPH)调节甲状腺结合蛋白质，在NADPH条件下这种蛋白质可以与甲状腺素T3结合并被激活。2003年，Abe等通过对人类耳蜗和前庭cDNA基因表达微序列分析发现，Mu-crystallin仅在内耳组织具有强烈的表达。CRYM基因突变与人类非综合征型感音神经性耳聋相关，通过对人类COS-7细胞系研究发现，CRYM突变导致细胞浆空泡化或编码蛋白分布异常，导致蛋白质及细胞功能异常；使用小鼠组织原位杂交分析发现Mu-crystallin表达于螺旋韧带的外侧区和螺旋缘纤维细胞，因此其功能可能与内耳钾离子循环有关[56]。

TMPRSS3基因与DFNB8/10有关，其编码一种跨膜丝氨酸蛋白表达在螺旋神经节、耳蜗支持细胞和血管纹。这种蛋白质具有细胞外丝氨酸蛋白水解酶结构域，能够激活细胞表面对阿米洛利敏感的钠离子通道(epithelial amiloride-sensitive sodium channel,ENaC)，对保持内淋巴液的低钠状态发挥作用。TMPRSS3突变体不能够激活ENaC，无法保持内淋巴低钠状态有可能是耳聋的致病原因[57]。

DFNA5位点包含一个基因为DFNA5，其突变导致耳聋，这个基因之所以给出与位点相同的名称是因为基因编码的蛋白质及功能尚未确定。

8 线粒体基因及其修饰基因

线粒体是细胞氧化磷酸化场所，提供细胞所需能量。一些线粒体DNA突变与耳聋关系密切，其中mtDNA12S rRNA基因突变与非综合征型聋和药物敏感性耳聋有关，携带这一突变的耳聋个体呈现出不同的外显率，提示可能有其他的修饰基因参与耳聋表型[58]；Bykhovskaya等[59]应用非参分析对不同遗传背景的耳聋家系进行研究后发现在8p23即D8S277附近可能存在着一个或几个12SrRNA基因的修饰基因，这些基因到目前仍未被克隆。2007年，Ballana等研究发现位于此区段的MRPSI8CP2多态性及DEFA3基因缺失出现在A1555G耳聋携带者中[60]。最近的研究表明，单独的人类MTO1基因或GTPBP3(19p13.11)或TRMT1的cDNA可以弥补携带15SrRNA C1409G突变的酵母的MTO1或MSS1、MTO2基因突变的呼吸缺陷表达，提示这些基因编码蛋白的功能在进化上是保守的[61～63]。2004年Bykhovskay等对来自西班牙、意大利及阿拉伯以色列家系的200多例母系遗传的非综合征型聋患者DNA样本进行连锁及连锁不平衡分析，发现了3个线粒体tRNA和rRNA的修饰基因，其中两个基因MTO1和GTPBP3与疾病相关，另外一个是线粒体转录因子基因TFB1M (6q25.3)，它参与线粒体rRNA的修饰[64]。另一种与耳聋相关的线粒体基因是tRNASer(UCN)，在不同的耳聋家系，这一基因的突变表型可以表现为耳聋或伴有其他症状，如肌阵挛性癫痫、共济失调、严重的精神运动阻抑和糖尿病[65]。有关线粒体突变引起耳聋的机制目前尚不完全清楚，有可能与线粒体氧化磷酸化功能障碍，不能为耳蜗活动提供充足的能量有关。

综上所述，作为听觉感受器，内耳的正常功能需要一系列基因和调节成分参与维持。到目前为止，在全世界科学家的共同努力下，揭示了这些基因的部分功能及其突变导致的听觉障碍机制，为临床耳科学家对遗传性聋的咨询、诊断和治疗提供了丰富的理论依据；同时，科学技术的进步，为高通量大规模基因筛查和诊断技术应用于临床提供了可能。未来，随着遗传性聋研究的发展，必将发现更多耳聋相关基因，深入揭示已知基因的致聋机理，可为增强耳聋疾病诊断能力，促进耳聋治疗学的发展作出贡献。

9 参考文献

1 Manor U, Kachar B. Dynamic length regulation of sensory stereocilia[J]. Semin Cell Dev Biol,2008,19:502.

2 Zhu M, Yang T, Wei S, et al. Mutations in the gamma-actin gene (ACTG1) are associated with dominant progressive deafness (DFNA20/26)[J]. Am J Hum Genet 2003,73:1 082.

3 Lynch ED, Lee MK, Morrow JE, et al. Nonsyndromic deafness DFNA1 associated with mutation of a human homolog of the Drosophila gene diaphanous[J]. Science, 1997,278:1 315.

4 Seipel K, O'Brien SP, Iannotti E, et al. Tara, a novel F-actin binding protein, associates with the Trio guanine nucleotide exchange factor and regulates actin cytoskeletal organization[J]. J Cell Sci, 2001,114:389.

5 Rzadzinska A, Schneider M, Noben-Trauth K, et al. Balanced levels of Espin are critical for stereociliary growth and length maintenance[J]. Cell Motil Cytoskeleton, 2005,62:157.

6 Sekerkova G, Zheng L, Loomis PA, et al. Espins and the actin cytoskeleton of hair cell stereocilia and sensory cell microvilli[J]. Cell Mol Life Sci,2006,63:2 329.

7 Kitajiri S, Fukumoto K, Hata M, et al. Radixin deficiency causes deafness associated with progressive degeneration of cochlear stereocilia[J]. J Cell Biol, 2004,166:559.

8 Weil D, Blanchard S, Kaplan J, et al. Defective myosin VIIA gene responsible for Usher syndrome type 1B[J]. Nature,1995,374:60.

9 Weil D, Levy G, Sahly I, et al. Human myosin VIIA responsible for the Usher 1B syndrome: a predicted membrane-associated motor protein expressed in developing sensory epithelia[J]. Proc Natl Acad Sci U S A,1996,93:3 232.

10 Prosser HM, Rzadzinska AK, Steel KP, et al. Mosaic complementation demonstrates a regulatory role for myosin VIIa in actin dynamics of stereocilia[J]. Mol Cell Biol,2008,28:1 702.

11 Watanabe S, Umeki N, Ikebe R, et al. Impacts of Usher syndrome type IB mutations on human myosin VIIa motor function[J]. Biochemistry, 2008,47:9 505.

12 Sweeney HL, Houdusse A. What can myosin VI do in cells[J]? Curr Opin Cell Biol, 2007,19:57.

13 Hertzano R, Shalit E, Rzadzinska AK, et al. A Myo6 mutation destroys coordination between the myosin heads, revealing new functions of myosin VI in the stereocilia of mammalian inner ear hair cells[J]. PLoS Genet, 2008,4:e1 000 207.

14 Wells AL, Lin AW, Chen LQ, et al. Myosin VI is an actin-based motor that moves backwards[J]. Nature, 1999,401:505.

15 Liang Y, Wang A, Belyantseva IA, et al. Characterization of the human and mouse unconventional myosin XV genes responsible for hereditary deafness DFNB3 and shaker 2[J]. Genomics,1999,61:243.

16 Delprat B, Michel V, Goodyear R, et al. Myosin XVa and whirlin, two deafness gene products required for hair bundle growth, are located at the stereocilia tips and interact directly[J]. Hum Mol Genet, 2005,14:401.

17 Schneider ME, Dose AC, Salles FT, et al. A new compartment at stereocilia tips defined by spatial and temporal patterns of myosin IIIa expression[J]. J Neurosci, 2006,26:10 243.

18 Walsh T, Walsh V, Vreugde S, et al. From flies' eyes to our ears: mutations in a human class III myosin cause progressive nonsyndromic hearing loss DFNB30[J]. Proc Natl Acad Sci USA,2002,99:7 518.

19 Mogensen MM, Rzadzinska A, Steel KP. The deaf mouse mutant whirler suggests a role for whirlin in actin filament dynamics and stereocilia development[J]. Cell Motil Cytoskeleton ,2007,64:496.

20 Modamio-Hoybjor S, Mencia A, Goodyear R, et al. A mutation in CCDC50, a gene encoding an effector of epidermal growth factor-mediated cell signaling, causes progressive hearing loss[J]. Am J Hum Genet, 2007,80:1 076.

21 Willecke K, Eiberger J, Degen J, et al. Structural and functional diversity of connexin genes in the mouse and human genome[J]. Biol Chem,2002,383:725.

22 Forge A, Marziano NK, Casalotti SO, et al. The inner ear contains heteromeric channels composed of cx26 and cx30 and deafness-related mutations in cx26 have a dominant negative effect on cx30[J]. Cell Commun Adhes, 2003,10:341.

23 Cohen-Salmon M, Ott T, Michel V, et al. Targeted ablation of connexin26 in the inner ear epithelial gap junction network causes hearing impairment and cell death[J]. Curr Biol,2002,12:1 106.

24 Teubner B, Michel V, Pesch J, et al. Connexin30 (GJB6)-deficiency causes severe hearing impairment and lack of endocochlear potential[J]. Hum Mol Genet,2003,12:13.

25 Chang Q, Tang W, Ahmad S, et al. Functional studies reveal new mechanisms for deafness caused by connexin mutations[J]. Otol Neurotol, 2009,30:237.

26 Zhao HB, Kikuchi T, Ngezahayo A, et al. Gap junctions and cochlear homeostasis[J]. J Membr Biol, 2006,209:177.

27 Anselmi F, Hernandez VH, Crispino G, et al. ATP release through connexin hemichannels and gap junction transfer of second messengers propagate Ca2+signals across the inner ear[J]. Proc Natl Acad Sci U S A, 2008,105:18 770.

28 Wilcox ER, Burton QL, Naz S, et al. Mutations in the gene encoding tight junction claudin-14 cause autosomal recessive deafness DFNB29[J]. Cell, 2001,104:165.

29 Riazuddin S, Ahmed ZM, Fanning AS, et al. Tricellulin is a tight-junction protein necessary for hearing[J]. Am J Hum Genet,2006,79:1 040.

30 Longo-Guess CM, Gagnon LH, Cook SA, et al. A missense mutation in the previously undescribed gene Tmhs underlies deafness in hurry-scurry (hscy) mice[J]. Proc Natl Acad Sci USA, 2005,102:7 894.

31 Kazmierczak P, Sakaguchi H, Tokita J, et al. Cadherin 23 and protocadherin 15 interact to form tip-link filaments in sensory hair cells[J]. Nature, 2007,449:87.

32 Yoshino T, Sato E, Nakashima T, et al. The immunohistochemical analysis of pendrin in the mouse inner ear[J]. Hear Res,2004,195:9.

33 Nakaya K, Harbidge DG, Wangemann P, et al. Lack of pendrin HCO3- transport elevates vestibular endolymphatic [Ca2+] by inhibition of acid-sensitive TRPV5 and TRPV6 channels[J]. Am J Physiol Renal Physiol ,2007,292:F1 314.

34 Zheng J, Long KB, Matsuda KB, et al. Genomic characterization and expression of mouse prestin, the motor protein of outer hair cells[J]. Mamm Genome, 2003,14:87.

35 Zheng J, Shen W, He DZ, et al. Prestin is the motor protein of cochlear outer hair cells[J]. Nature ,2000,405:149.

36 Yasunaga S, Grati M, Cohen-Salmon M, et al. A mutation in OTOF, encoding otoferlin, a FER-1-like protein, causes DFNB9, a nonsyndromic form of deafness[J]. Nat Genet, 1999,21:363.

37 Starr A, Picton TW, Sininger Y, et al. Auditory neuropathy[J]. Brain, 1996,119:741.

38 Delmas P, Brown DA. Pathways modulating neural KCNQ/M (Kv7) potassium channels[J]. Nat Rev Neurosci, 2005,6:850.

39 Tyson J, Tranebjaerg L, Bellman S, et al. IsK and KvLQT1: mutation in either of the two subunits of the slow component of the delayed rectifier potassium channel can cause Jervell and Lange-Nielsen syndrome[J]. Hum Mol Genet, 1997,6:2 179.

40 Schulze-Bahr E, Wang Q, Wedekind H, et al. KCNE1 mutations cause jervell and Lange-Nielsen syndrome[J]. Nat Genet, 1997,17:267.

41 Kharkovets T, Hardelin JP, Safieddine S, et al. KCNQ4, a K+channel mutated in a form of dominant deafness, is expressed in the inner ear and the central auditory pathway[J]. Proc Natl Acad Sci U S A ,2000,97:4 333.

42 Kharkovets T, Dedek K, Maier H, et al. Mice with altered KCNQ4 K+channels implicate sensory outer hair cells in human progressive deafness[J]. Embo J ,2006,25:642.

43 Kurima K, Peters LM, Yang Y, et al. Dominant and recessive deafness caused by mutations of a novel gene, TMC1, required for cochlear hair-cell function[J]. Nat Genet,2002,30:277.

44 Marcotti W, Erven A, Johnson SL, et al. Tmc1 is necessary for normal functional maturation and survival of inner and outer hair cells in the mouse cochlea[J]. J Physiol,2006,574:677.

45 Osman AA, Saito M, Makepeace C, et al. Wolframin expression induces novel ion channel activity in endoplasmic reticulum membranes and increases intracellular calcium[J]. J Biol Chem ,2003,278:52 755.

46 McGuirt WT, Prasad SD, Griffith AJ, et al. Mutations in COL11A2 cause non-syndromic hearing loss (DFNA13)[J]. Nat Genet, 1999,23:413.

47 Jovine L, Park J, Wassarman PM. Sequence similarity between stereocilin and otoancorin points to a unified mechanism for mechanotransduction in the mammalian inner ear[J]. BMC Cell Biol, 2002,3:28.

48 Robertson NG, Resendes BL, Lin JS, et al. Inner ear localization of mRNA and protein products of COCH, mutated in the sensorineural deafness and vestibular disorder, DFNA9[J]. Hum Mol Genet, 2001,10:2 493.

49 Delmaghani S, del Castillo FJ, Michel V, et al. Mutations in the gene encoding pejvakin, a newly identified protein of the afferent auditory pathway, cause DFNB59 auditory neuropathy[J]. Nat Genet 2006,38:770.

50 Weiss S, Gottfried I, Mayrose I, et al. The DFNA15 deafness mutation affects POU4F3 protein stability, localization, and transcriptional activity[J]. Mol Cell Biol ,2003,23:7 957.

51 Wayne S, Robertson NG, DeClau F, et al. Mutations in the transcriptional activator EYA4 cause late-onset deafness at the DFNA10 locus[J]. Hum Mol Genet 2001,10:195.

52 Peters LM, Anderson DW, Griffith AJ, et al. Mutation of a transcription factor, TFCP2L3, causes progressive autosomal dominant hearing loss, DFNA28[J]. Hum Mol Genet 2002,11:2 877.

53 Weston MD, Pierce ML, Rocha-Sanchez S, et al. MicroRNA gene expression in the mouse inner ear[J]. Brain Res, 2006,1111:95.

54 Lewis MA, Quint E, Glazier AM, et al. An ENU-induced mutation of miR-96 associated with progressive hearing loss in mice[J]. Nat Genet, 2009,41:614.

55 Soukup GA, Fritzsch B, Pierce ML, et al. Residual microRNA expression dictates the extent of inner ear development in conditional Dicer knockout mice[J]. Dev Biol,2009,328:328.

56 Abe S, Katagiri T, Saito-Hisaminato A, et al. Identification of CRYM as a candidate responsible for nonsyndromic deafness, through cDNA microarray analysis of human cochlear and vestibular tissues[J]. Am J Hum Genet, 2003,72:73.

57 Guipponi M, Vuagniaux G, Wattenhofer M, et al. The transmembrane serine protease (TMPRSS3) mutated in deafness DFNB8/10 activates the epithelial sodium channel (ENaC) in vitro[J]. Hum Mol Genet, 2002,11:2 829.

58 Guan MX, Fischel-Ghodsian N, Attardi G. Biochemical evidence for nuclear gene involvement in phenotype of non-syndromic deafness associated with mitochondrial 12S rRNA mutation[J]. Hum Mol Genet,1996,5:963.

59 Bykhovskaya Y, Estivill X, Taylor K, et al. Candidate locus for a nuclear modifier gene for maternally inherited deafness[J]. Am J Hum Genet, 2000,66:1 905.

60 Ballana E, Mercader JM, Fischel-Ghodsian N, et al. MRPS18CP2 alleles and DEFA3 absence as putative chromosome 8p23.1 modifiers of hearing loss due to mtDNA mutation A1555G in the 12S rRNA gene[J]. BMC Med Genet, 2007,8:81.

61 Li X, Guan MX. A human mitochondrial GTP binding protein related to tRNA modification may modulate phenotypic expression of the deafness-associated mitochondrial 12S rRNA mutation[J]. Mol Cell Biol, 2002,22:7 701.

62 Li X, Li R, Lin X, et al. Isolation and characterization of the putative nuclear modifier gene MTO1 involved in the pathogenesis of deafness-associated mitochondrial 12 S rRNA A1555G mutation[J]. J Biol Chem ,2002,277:27 256.

63 Yan Q, Li X, Faye G, et al. Mutations in MTO2 related to tRNA modification impair mitochondrial gene expression and protein synthesis in the presence of a paromomycin resistance mutation in mitochondrial 15SrRNA[J]. J Biol Chem, 2005,280:29 151.

64 Ramelli GP, Gallati S, Weis J, et al. Point mutation tRNA(Ser(UCN)) in a child with hearing loss and myoclonus epilepsy[J]. J Child Neurol 2006,21:253.

65 Schuelke M, Bakker M, Stoltenburg G, et al. Epilepsia partialis continua associated with a homoplasmic mitochondrial tRNA(Ser(UCN)) mutation[J]. Ann Neurol 1998,44:700.