白藜芦醇对ox-LDL诱导的内皮细胞铁死亡影响

游福蓉 杜占慧 宗丽娟 王勤拯 张成 邢泉生

［收稿日期］2023-03-07;  ［修訂日期］2023-07-17

［基金项目］国家自然科学基金资助项目（82071583）

［第一作者］游福蓉（1996-），女，硕士研究生。E-mail：157306-88277@163.com。

［通信作者］张成（1967-），男，副主任医师。E-mail：15805321-977@163.com。邢泉生（1964-），男，博士，主任医师，教授，博士生导师。E-mail：qsxing@163.com。

［摘要］  目的

探讨白藜芦醇对氧化低密度脂蛋白（ox-LDL）诱导的人脐静脉内皮细胞（HUVECs）铁死亡的影响。

方法  利用ox-LDL诱导建立HUVECs铁死亡模型。实验设置对照组、ox-LDL组和白藜芦醇低、中、高剂量组。分别检测各组细胞存活率及细胞中丙二醛（MDA）、谷胱甘肽（GSH）、亚铁离子（Fe2+）、活性氧（ROS）水平；采用免疫印迹法及免疫荧光法检测细胞中谷胱甘肽过氧化物酶4（GPX4）、溶质载体家族7成员11（SLC7A11）和铁蛋白重链（FTH1）蛋白表达。

结果  与对照组相比，ox-LDL组细胞存活率及细胞中GSH、GPX4、SLC7A11和FTH1表达明显降低，MDA、Fe2+和ROS水平显著升高；与ox-LDL组相比，白藜芦醇低、中、高剂量组细胞存活率及细胞中GSH、GPX4、SLC7A11和FTH1表达明显升高，MDA、Fe2+和ROS水平显著降低，差异均有统计学意义（F=9.93～722.16，P<0.05）。

结论  白藜芦醇可能通过激活SLC7A11/GPX4信号通路保护HUVECs免受铁死亡的影响。

［关键词］  白藜芦醇；人脐静脉内皮细胞；铁死亡

［中图分类号］  R329.2;R972.7

［文献标志码］  A

［文章编号］  2096-5532（2023）05-0633-06

doi：10.11712/jms.2096-5532.2023.59.144

［开放科学（资源服务）标识码（OSID）］

［网络出版］  https：//link.cnki.net/urlid/37.1517.R.20231114.1021.001;2023-11-15  10：23：50

INFLUENCE OF RESVERATROL ON OX-LDL-INDUCED FERROPTOSIS IN HUMAN UMBILICAL VEIN ENDOTHELIAL CELLS

YOU Furong， DU Zhanhui， ZONG Lijuan， WANG Qinzheng， ZHANG Cheng， XING Quansheng

＼ （Heart Center， The Affi-

liated Women and Childrens Hospital of Qingdao University， Qingdao 266034， China）

＼; ［ABSTRACT］＼ Objective＼ To investigate the influence of resveratrol on oxidized low-density lipoprotein （ox-LDL）-induced ferroptosis in human umbilical vein endothelial cells （HUVECs）.

＼ Methods＼ The ferroptosis in HUVECs was induced by ox-LDL. In this study， control group， ox-LDL group， and low-， middle-， and high-dose resveratrol groups were set. Cell viability and levels of malondialdehyde （MDA）， glutathione （GSH）， ferrous ion （Fe2+）， and reactive oxygen species （ROS） in cells were measured. Western blot and immunofluorescence method were applied to measure the protein expression of glutathione peroxidase 4 （GPX4）， solute carrier family 7 member 11 （SLC7A11）， and ferritin heavy chain 1 （FTH1） in cells.

＼ Results＼ Compared with the control group， the ox-LDL group had significantly decreased cell viability and expression levels of GSH， GPX4， SLC7A11， and FTH1， and significantly increased MDA， Fe2+， and ROS levels. Compared with the ox-LDL group， the low-， middle-， and high-dose resveratrol groups had significantly increased cell viability and expression levels of GSH， GPX4， SLC7A11， and FTH1， and significantly decreased MDA， Fe2+， and ROS levels （F=9.93-722.16，P<0.05）.

＼ Conclusion＼ Resveratrol may protect HUVECs from ferroptosis by activating the SLC7A11/GPX4 signaling pathway.

［KEY WORDS］＼ resveratrol; human umbilical vein endothelial cells; ferroptosis

动脉粥样硬化（AS）是以脂质蓄积和炎症细胞浸润为主要特征的慢性炎症性过程，是冠心病、心肌梗死、脑卒中等众多心脑血管事件的病理基础[1-3]。AS发病机制复杂，与多种因素密切相关，其中内皮细胞功能障碍是AS发生发展的始动环节[4]。内皮细胞功能障碍有利于氧化低密度脂蛋白（ox-LDL）浸润至内皮下层，同时选择性招募单核细胞进入内皮下层转变为巨噬细胞，通过吞噬经理化修饰的脂蛋白形成泡沫细胞引发局部炎症反应，从而诱导AS的发生发展[3，5]。铁死亡是近年发现的一种铁依赖的新型细胞死亡方式，其特征是铁依赖的活性氧（ROS）和脂质过氧化物的蓄积、谷胱甘肽（GSH）的耗竭以及谷胱甘肽过氧化物酶4（GPX4）的失活等[1-2]。

多项研究结果表明，铁死亡是内皮细胞功能障碍的重要原因，在推动AS进展中发挥了重要作用[3-4]。白藜芦醇为一种天然植物多酚，主要存在于葡萄、花生、虎杖、大豆等多种植物中，具有抗炎、抗肿瘤、抗病毒、延缓衰老等功效[6-7]。近年来研究发现，白藜芦醇可通过调节血脂水平、抗血小板聚集、抗炎、抑制低密度脂蛋白氧化修饰、抑制斑块内新生血管等作用发挥抗AS作用[8-10]。但有关白藜芦醇对血管内皮细胞铁死亡的影响尚未见报道。因此，本研究利用铁死亡诱导剂ox-LDL建立人脐静脉内皮细胞（HUVECs）铁死亡模型，探讨白藜芦醇对血管内皮细胞铁死亡的影响及机制，从而为明确中医药治疗AS疾病作用机制提供新的科学依据。

1  材料与方法

1.1  主要材料

HUVECs购自武汉普诺赛生命科技有限公司；内皮细胞培养液购自美国Sciencell公司；ox-LDL购自美国默克公司；白藜芦醇，分子式为C14H12O3，分子量228.24，纯度99.94%，购自美国MedChemExpress公司；ROS检测试剂盒购自中国白鲨生物有限公司；亚铁离子（Fe2+）检测试剂盒购自中国赛默飞世尔公司；GSH及丙二醛（MDA）检测试剂盒购自南京建成生物工程研究所；CCK-8溶液购自武汉Proteintech公司；兔抗GPX4以及鼠抗β-肌动蛋白（β-actin）单克隆抗体购自英国Abcam公司；兔抗铁蛋白重链（FTH1）单克隆抗体购自Abmart公司；兔抗溶质载体家族7成员11（SLC7A11）单克隆抗体、山羊抗兔lgG-HRP及山羊抗鼠lgG-HRP二抗购自美国Proteintech公司。

1.2  实验方法

1.2.1  细胞培养及分组  HUVECs置于37 ℃、含体积分数0.05 CO2培养箱中，用内皮细胞培养液培养。将正常的HUVECs随机分为对照组（A组）、ox-LDL组（B组）及白藜芦醇低、中、高剂量组（C、D、E组）。A组在正常生长条件下培养，B组加入含有100 mg/L ox-LDL的内皮细胞培养液培养24 h，C、D、E组分别用白藜芦醇5、10、20 μmol/L预处理4 h后，更换为含有100 mg/L ox-LDL的内皮细胞培养液培养24 h。

1.2.2  CCK-8法检测细胞存活率  取对数生长期HUVECs，以每孔5 000个接种于96孔板中，待细胞贴壁、按照实验分组加入相应药物处理后，每孔加入10 μL CCK-8溶液，37 ℃孵育2 h，应用酶标仪在450 nm波长下检测各孔的光密度（OD）值。然后计算细胞存活率，细胞存活率=[（实验组OD值-空白组OD值）/（对照组OD值-空白组OD值）]×100%。每组设4个复孔，实验独立重复3次。

1.2.3  细胞中Fe2+、ROS、MDA和GSH含量检测

将HUVECs按每孔2×105个接种于6孔板内，在37 ℃、含体积分数0.05 CO2培养箱中培养24 h后，按照实验分組加入相应药物进行处理。收集各组细胞，使用Fe2+、ROS、GSH、MDA检测试剂盒测定细胞内Fe2+、ROS、GSH、MDA含量，实验步骤严格按照说明书进行。每组设3个复孔，实验独立重复3次。

1.2.4  免疫印迹法检测细胞内GPX4、SLC7A11和FTH1蛋白表达  将HUVECs接种于6孔板，按照实验分组加入相应药物处理。收集各组细胞并提取总蛋白，进行十二烷基硫酸钠-聚丙烯酰胺凝胶电泳反应后，转膜、封闭，加入一抗（β-actin、GPX4、FTH1和SLC7A11，以1∶1 000抗体稀释液稀释）4 ℃孵育过夜，加入羊抗兔二抗（以1∶5 000抗体稀释液稀释）和羊抗鼠二抗（以1∶10 000抗体稀释液稀释）室温孵育1 h，洗去二抗，用ECL试剂盒显色，在凝胶成像仪上显影并拍照，用Image J软件分析条带灰度值。结果以目的蛋白与β-actin灰度值的比值表示。实验独立重复3次。

1.2.5  免疫荧光法检测细胞内GPX4、SLC7A11和FTH1表达  将HUVECs按每孔2×103个接种于24孔板内，在37 ℃、含体积分数0.05 CO2培养箱中培养24 h后，按实验分组加入相应药物处理。用40 g/L多聚甲醛室温固定15 min，PBS浸洗，5 g/L Triton X-100透膜15 min，50 g/L BSA封闭1 h，去除封闭液，加入GPX4（应用1∶200抗体稀释液稀释）、SLC7A11（应用1∶200抗体稀释液稀释）以及FTH1（以1∶100抗体稀释液稀释）一抗4 ℃孵育过夜。用PBS洗净一抗后，加入荧光标记的羊抗兔二抗（以1∶200抗体稀释液稀释）室温避光孵育1 h。用PBS洗净二抗后，以DAPI染核10 min，用含抗荧光淬灭剂的封片液封片。荧光显微镜下观察并采集图像。应用Image J软件分析记录每张图片的平均荧光强度。实验独立重复3次。

1.3  统计学方法

应用SPSS 26.0软件进行数据的统计分析，计量资料数据以±s表示，多组比较采用单因素方差分析和SNK-q检验。以P<0.05为差异有统计学意义。

2  结  果

2.1  ox-LDL和白藜芦醇对HUVECs存活率影响

CCK-8实验结果显示，ox-LDL浓度为50、100、150、200 mg/L逐渐升高时，HUVECs存活率逐渐降低。当ox-LDL浓度为100 mg/L时，与对照相比，细胞存活率为54.30%，差异具有统计学意义（F=655.08，P<0.01）。因此，为保证有足够活力的细胞进行后续实验，本研究选择100 mg/L ox-LDL干预24 h作为诱导细胞铁死亡的条件。见图1。与对照相比，5、10、20 μmol/L浓度的白藜芦醇对细胞存活率无明显影响（P＞0.05），说明本实验中所用不同剂量的白藜芦醇对HUVECs无损伤作用。见图2。

2.2  白藜芦醇对ox-LDL诱导的HUVECs存活率的影响

CCK-8实验结果显示，各组HUVECs存活率差异具有统计学意义（F=200.00，P<0.01）。B组细胞存活率较A组显著降低（P<0.01）；而经低、中、高剂量白藜芦醇预处理可减轻ox-LDL诱导的HUVECs损伤，并呈剂量依赖性，与B组比较，C、D、E组细胞存活率显著升高，差异具有统计学意义（P<0.01）。见图3。

2.3  白藜芦醇对ox-LDL诱导HUVECs中ROS、MDA、GSH和Fe2+含量的影响

各组HUVECs中ROS、MDA、GSH和Fe2+含量比较，差异均有统计学意义（F=30.26～415.07，P<0.05）。与A组相比，B组HUVECs中ROS、MDA和Fe2+含量显著增加，而GSH含量显著降低（P<0.05）；与B组相比较，C、D、E组HUVECs中ROS、MDA和Fe2+含量显著降低，GSH含量显著升高（P<0.05）。见表1。

2.4  白藜芦醇对ox-LDL诱导HUVECs中GPX4、FTH1和SLC7A11表达的影响

免疫印迹法检测结果显示，各组HUVECs中GPX4、FTH1和SLC7A11蛋白表达比较，差异均具有统计学意义（F=58.62～88.92，P<0.05）。与A组相比較，B组HUVECs中GPX4、FTH1以及SLC7A11蛋白的表达显著降低（P<0.05）；与B组相比较，C、D、E组HUVECs中GPX4、FTH1和SLC7A11蛋白的表达显著增加（P<0.05）。见图4和表2。

免疫荧光法检测结果显示，各组HUVECs中GPX4、FTH1和SLC7A11表达比较，差异均有统计学意义（F=62.18～722.16，P<0.05）。与A组相比，B组HUVECs中GPX4、FTH1和SLC7A11蛋白表达显著降低（P<0.05）；与B组相比，E组HUVECs中GPX4、FTH1和SLC7A11表达显著增加（P<0.05）。见图5和表3。

A、B、C分别示A组、B组和E组GPX4的表达，绿色为GPX4染色，蓝色为DAPI荧光染色下的细胞核；D、E、F分别示A组、B组和E组FTH1的表达，绿色为FTH1染色，蓝色为DAPI荧光染色下的细胞核；G、H、I分别示A组、B组和E组SLC7A11的表达，绿色为SLC7A11染色，蓝色为DAPI荧光染色下的细胞核。白色箭头示目的蛋白表达区域。免疫荧光染色，100倍。

3  讨  论

随着社会老龄化加重及居民不健康生活方式增加，我国AS诱发的多种心血管疾病发病率、死亡率持续升高。AS发病机制复杂，主要与内皮细胞功能障碍、炎症反应、氧化应激、血栓形成及脂质浸润等密切相关[1-3]。目前逆转AS严重后果的疗法仍然有限。白藜芦醇作为多酚类植物化合物的代表，可以通过调节脂质代谢、抑制ROS生成、维持内皮功能稳定等来发挥抗AS作用。但白藜芦醇的具体作用机制至今尚未完全阐明。因此，本研究从铁死亡的角度来探讨白藜芦醇对AS的作用及其潜在机制。有研究表明，血管内皮细胞用ox-LDL处理后表现出铁死亡的特征，使用铁死亡抑制剂则明显逆转了细胞的死亡[11]。因此，本研究使用ox-LDL诱导HUVECs发生铁死亡。本文结果显示，ox-LDL处理后内皮细胞活力明显下降，出现铁死亡；经白藜芦醇（5、10、20 μmol/L）预处理可以降低细胞铁死亡，减少ROS和MDA产生，显著提高内皮细胞活力，且该效应随着白藜芦醇剂量增加而增强。这表明白藜芦醇对ox-LDL诱导的铁死亡有拮抗作用，从而可以延缓AS病程进展。

内皮细胞损伤是AS早期病理改变。有研究表明，铁死亡通过多种生理机制参与AS的内皮细胞损伤，如铁过载可以促进ROS产生并且激活局部肾素-血管紧张素系统，诱导血管内皮细胞中氧化应激水平升高，导致内皮损伤，增加AS斑块的不稳定性[12]；铁死亡抑制剂通过减轻铁死亡引起的内皮细胞氧化损伤而发挥抗AS作用[3]。由此可见，铁死亡已成为调节内皮细胞功能的关键角色。

铁死亡是一种铁依赖的可调节的氧化性细胞死亡方式[13]，在生物化学方面表现为细胞内抗氧化系统GSH/GPX4失活，过量的Fe2+通过芬顿反应产生大量的ROS，与细胞膜上的多不饱和脂肪酸发生氧化应激反应，导致脂质过氧化物积累，使MDA生成增多。本研究经ox-LDL处理的HUVECs中，Fe2+、ROS和MDA含量增加，FTH1和GSH水平下降；而白藜芦醇干预可降低细胞内Fe2+、ROS和MDA含量，提高FTH1和GSH的水平。MDA是ROS介导脂质过氧化生成的一种不饱和醛类物质，由于它与亲核化合物的反应性以及在没有活性的情况下，能使蛋白质和DNA发生反应，生成特殊的加合物而产生细胞毒性[14]。相关研究表明，MDA可以促进巨噬细胞产生炎症因子，从而加重血管周围的炎症反应并损伤血管内皮细胞，破坏内皮结构完整性并造成内皮功能障碍，促进AS的发生[15]。因此，MDA被认为是造成血管功能障碍的介质之一。GSH是体内的非酶抗氧化剂，可以作为硒依赖性GPX4的辅因子和底物来减少脂质过氧化物，在降低氧化应激水平中起着关键作用[16-19]。由此可见，白藜芦醇通过提高HUVECs抗氧化能力和降低MDA含量来减轻ox-LDL诱导产生的细胞损伤。铁蛋白为细胞提供了一种以氧化还原非活性形式锁住过量铁的手段，以防止铁介导的细胞和组织损伤。铁蛋白由铁蛋白轻链和FTH1构成，是一种储铁蛋白复合体，可调控储存的铁离子。FTH1在铁蛋白结构中起到关键作用，也是铁死亡发生的标志性蛋白，可催化Fe2+氧化发挥储铁功能进而减少细胞内Fe2+。FTH1水平降低导致体内Fe2+水平升高，过量的Fe2+会引起脂质代谢紊乱，导致ROS水平升高，促进铁死亡发生[18，20]。本研究结果表明，白藜芦醇能够通过调节氧化应激清除过量的Fe2+，抑制铁死亡的发生。

GPX4作為细胞内唯一可直接降低磷脂过氧化的抗氧化酶，是铁死亡的重要调节因子[21]。GPX4以GSH为还原剂，催化过氧化物的过氧键转变为羟基，将过氧化物转变为类脂醇，使其失去氧化活性，进而抑制铁死亡[16，22]。GSH和GXP4被认为是细胞发生铁死亡的标志物[23-24]。本研究结果显示，ox-LDL组HUVECs存活率降低，GSH含量降低，GPX4蛋白的表达下调；给予白藜芦醇预处理后，细胞存活率升高，GSH含量升高，GPX4蛋白表达上调，提示白藜芦醇可以减轻HUVECs铁死亡。

SLC7A11是胱氨酸/谷氨酸交换转运体（System Xc-）的底物特异性亚基，在抗氧化剂GSH的生物合成中起着核心作用。SLC7A11的活性被抑制会导致GSH合成减少，引发氧化损伤，最终导致铁死亡的发生。研究表明，System Xc-和GPX4的活性状态是调节铁死亡的关键机制[25]。有文献报道，高良姜素通过激活SLC7A11/GPX4轴抑制铁死亡，从而对脑缺血再灌注后沙鼠的海马神经元发挥保护作用；淫羊藿苷通过调节SLC7A11/GPX4信号通路抑制高糖诱导的小胶质细胞铁死亡；鹿红方通过SLC7A11/GPX4信号通路减轻心肌缺血再灌注损伤引起的心肌细胞铁死亡[26-33]。本研究结果显示，ox-LDL组HUVECs中，GPX4和SLC7A11蛋白的表达显著降低；而给予白藜芦醇预处理后，细胞中GPX4和SLC7A11蛋白的表达显著升高。由此推测，白藜芦醇可能通过激活SLC7A11/GPX4轴来对抗ox-LDL诱导的铁死亡。

综上所述，调控铁死亡可能为白藜芦醇治疗AS的重要机制，本研究结果为深入挖掘中医药治疗AS疾病作用机制提供了新思路。但本研究仅在细胞层面初步探讨了白藜芦醇对ox-LDL诱导铁死亡的可能作用机制，存在一定的局限性，后续将深入研究白藜芦醇调节铁死亡的直接机制和作用靶点。

［参考文献］

[1]MOU Y H， WANG J， WU J C， et al. Ferroptosis， a new form of cell death： opportunities and challenges in cancer[J]. Journal of Hematology & Oncology， 2019，12（1）：34.

[2]YAN N， ZHANG J J. Iron metabolism， ferroptosis， and the links with Alzheimers disease[J]. Frontiers in Neuroscience， 2020，13：1443.

[3]BAI T， LI M X， LIU Y F， et al. Inhibition of ferroptosis alleviates atherosclerosis through attenuating lipid peroxidation and endothelial dysfunction in mouse aortic endothelial cell[J]. Free Radical Biology & Medicine， 2020，160：92-102.

[4]YANG K， SONG H J， YIN D L. PDSS2 inhibits the ferroptosis of vascular endothelial cells in atherosclerosis by activating Nrf2[J]. Journal of Cardiovascular Pharmacology， 2021，77（6）：767-776.

[5]GIMBRONE M A Jr， GARCA-CARDEA G. Endothelial cell dysfunction and the pathobiology of atherosclerosis[J]. Circulation Research， 2016，118（4）：620-636.

[6]MENG T T， XIAO D F， MUHAMMED A， et al. Anti-inflammatory action and mechanisms of resveratrol[J]. Molecules， 2021，26（1）：229.

[7]BREUSS J M， ATANASOV A G， UHRIN P. Resveratrol and its effects on the vascular system[J]. International Journal of Molecular Sciences， 2019，20（7）：1523.

[8]GUO S T， ZHOU Y， XIE X J. Resveratrol inhibiting TGF/ERK signaling pathway can improve atherosclerosis： backgrounds， mechanisms and effects[J]. Biomedicine & Pharmacotherapy， 2022，155：113775.

[9]ZHANG X H， JIANG L P， CHEN H B， et al. Resveratrol protected acrolein-induced ferroptosis and insulin secretion dysfunction via ER-stress-related PERK pathway in MIN6 cells[J]. Toxicology， 2022，465：153048.

[10]KHALIL A， BERROUGUI H. Mechanism of action of resve-ratrol in lipid metabolism and atherosclerosis[J]. Clinical Lipidology， 2009，4（5）：527-531.

[11]WUNDERER F， TRAEGER L， SIGURSLID H H， et al. The role of hepcidin and iron homeostasis in atherosclerosis[J]. Pharmacological Research， 2020，153：104664.

[12]MARQUES V B， NASCIMENTO T B， RIBEIRO R F Jr， et al. Chronic iron overload in rats increases vascular reactivity by increasing oxidative stress and reducing nitric oxide bioavai-

lability[J]. Life Sciences， 2015，143：89-97.

[13]XIE Y， HOU W， SONG X， et al. Ferroptosis： process and function[J]. Cell Death & Differentiation， 2016，23（3）：369-379.

[14]KILLER H E， LAENG H R， FLAMMER J， et al. Architecture of arachnoid trabeculae， Pillars， and septa in the su-

barachnoid space of the human optic nerve： anatomy and clinical considerations[J]. The British Journal of Ophthalmology， 2003，87（6）：777-781.

[15]BUERLE J， SCHUCHARDT F， SCHROEDER L， et al. Reproducibility and accuracy of optic nerve sheath diameter assessment using ultrasound compared to magnetic resonance imaging[J]. BMC Neurology， 2013，13：187.

[16]YANG W S， SRIRAMARATNAM R， WELSCH M E， et al. Regulation of ferroptotic cancer cell death by GPX4[J]. Cell， 2014，156（1-2）：317-331.

[17]KOPPULA P， ZHANG Y L， ZHUANG L， et al. Amino acid transporter SLC7A11/xCT at the crossroads of regulating re-

dox homeostasis and nutrient dependency of cancer[J]. Cancer Communications， 2018，38（1）：12.

[18]ZHANG Y， XIN L Y， XIANG M， et al. The molecular me-

chanisms of ferroptosis and its role in cardiovascular disease[J]. Biomedecine & Pharmacotherapie， 2022，145：112423.

[19]FENG H Z， STOCKWELL B R. Unsolved mysteries： how does lipid peroxidation cause ferroptosis[J]？ PLoS Biology， 2018，16（5）：e2006203.

[20]HENTZE M W， MUCKENTHALER M U， GALY B， et al. Two to tango： regulation of Mammalian iron metabolism[J]. Cell， 2010，142（1）：24-38.

[21]IMAI H， NAKAGAWA Y. Biological significance of phospholipid hydroperoxide glutathione pe-roxidase （PHGPx， GPx4） in mammalian cells[J]. Free Radical Biology & Medicine， 2003，34（2）：145-169.

[22]MORINOBU S， KUMAGAI S. Glutathione， glutathione pe-

roxidase （GPx）， glutathione S-transferase （GST）[J]. Nihon Rinsho Japanese Journal of Clinical Medicine， 2004，62（Suppl 11）：557-559.

[23]ZHANG Y L， SWANDA R V， NIE L T， et al. mTORC1 couples cyst（e）ine availability with GPX4 protein synthesis and ferroptosis regulation[J]. Nature Communications， 2021，12（1）：1589.

[24]URSINI F， MAIORINO M. Lipid peroxidation and ferroptosis： the role of GSH and GPx4[J]. Free Radical Biology & Medicine， 2020，152：175-185.

[25]WANG K， CHEN X Z， WANG Y H， et al. Emerging roles of ferroptosis in cardiovascular diseases[J]. Cell Death Discove-

ry， 2022，8（1）：394.

[26]GUAN X， LI Z H， ZHU S， et al. Galangin attenuated cerebral ischemia-reperfusion injury by inhibition of ferroptosis through activating the SLC7A11/GPX4 axis in gerbils[J]. Life Sciences， 2021，264：118660.

[27]FU C， WU Y F， LIU S J， et al. Rehmannioside A improves cognitive impairment and alleviates ferroptosis via activating PI3K/AKT/Nrf2 and SLC7A11/GPX4 signaling pathway after ischemia[J]. Journal of Ethnopharmacology， 2022，289：115021.

[28]YU P， ZHANG J， DING Y， et al. Dexmedetomidine post-conditioning alleviates myocardial ischemia-reperfusion injury in rats by ferroptosis inhibition via SLC7A11/GPX4 axis activation[J]. Human Cell， 2022，35（3）：836-848.

[29]LIU T Y， CUI Y T， DONG S S， et al. Treadmill training reduces cerebral ischemia-reperfusion injury by inhibiting ferroptosis through activation of SLC7A11/GPX4[J]. Oxidative Medicine and Cellular Longevity， 2022，2022：8693664.

[30]王瑤，陈士坤，段晨阳，等. Sirt6通过调控P53/SLC7A11/GPX4通路抑制骨骼肌细胞铁死亡[J]. 中国病理生理杂志， 2023，39（2）：335-344.

[31]芮玲，王文静，倪海莱，等. 银杏素调节Nrf2、SLC7A11、GPX4信号通路对卵巢癌细胞及铁死亡的影响[J]. 中国计划生育学杂志， 2022，30（12）：2677-2682.

[32]蔡婉，周华，徐基杰，等. 鹿红方通过SLC7A11/GPX4信号通路减轻心肌缺血再灌注损伤的机制研究[J]. 上海中医药大学学报， 2022，36（S1）：137-142.

[33]高世龙，蔡钦钦，金小健，等. 淫羊藿苷调节Nrf2/SLC7A11/GPX4信号通路对高糖诱导的小胶质细胞铁死亡的影响[J]. 中国药师， 2022，25（11）：1878-1883.

（本文编辑  马伟平）