昆虫肠道微生物稳态的调控机制

宋 阳, 范琳琳, 申屠旭萍, 俞晓平

(中国计量大学生命科学学院, 浙江省生物计量及检验检疫技术重点实验室, 杭州 310018)

昆虫肠道组织作为昆虫与外界环境的交界面,微生物组成和所处环境在不断发生变化。在长期进化过程中,昆虫肠道中的大量共生微生物形成一个复杂的微生物生态系统,为宿主提供营养物质,参与有害物质降解,促进宿主生长发育和繁殖,协助宿主免疫系统的形成和成熟 (Weissetal., 2011),保护宿主免受寄生虫和病原体侵害等(Kalappaetal., 2018; Suetal., 2019)。因此,维持肠道微生物群落稳态、对抗和消灭外来病原体对于昆虫的生存发育尤为重要。然而,肠道作为与外界相通的组织,昆虫取食会带来包括病原微生物在内的复杂多样的外来微生物,当肠道上皮细胞被病原微生物或机会性病原体侵袭时,会迅速激活宿主肠道的免疫防御反应,以此来抵抗和消除外来病原体。因此,昆虫肠道免疫反应在维持肠道内环境稳态的同时也极大地影响肠道微生物群落结构(Haetal., 2005; Paredesetal., 2011; Bosco-Drayonetal., 2012; Bonnayetal., 2013; Leeetal., 2015)。同时,肠道内微生物的胞外代谢产物也会引起自身及其他种类的微生物种群数量的变化,肠道内部的微生物物种间的交流和种群密度调节也是影响肠道微生物群落的关键因素。在多种条件刺激下,肠道微生物群落结构和群落多样性随之不断变化,以维持肠道微生物稳态的动态平衡(Wu and Luo, 2021)。由于造成肠道微生物群落稳态失衡的因素复杂多样,因此,昆虫进化出多种防御机制来维持肠道微生物稳态,主要有物理屏障、免疫调控通路产生抗菌肽、抗菌活性氧(reactive oxygen species, ROS)以及群体感应(quorum sensing, QS)实现微生物间的调节(图1)。本综述将从肠道的物理防御作用、免疫调控作用包括免疫缺陷(immunodeficiency, Imd)、双重氧化酶-活性氧(dual oxidase-reactive oxygen species, Duox-ROS)和Janus激酶/信号转导和转录激活因子(Janus kinase/signal transducer and activator of transcription, JAK/STAT)通路、肠道共生微生物间的群体响应效应等几个方面综述维持昆虫肠道微生物群稳定的作用机制。

1 物理屏障在昆虫肠道抵御外来病原体中的作用

昆虫消化道是从口腔延伸到肛门的连续管状器官(Buchonetal., 2009),包括前肠、中肠和后肠。前肠的主要作用是消化和贮存食物。昆虫前肠与中肠的连接处称为贲门,具有多种形态,主要是将食物分解并且调节食物进入中肠(Buchonetal., 2013b),同时能够发挥免疫防御作用,例如在黑腹果蝇Drosophilamelanogaster(Tzouetal., 2000)和采采蝇(tsetse fly) (Vallet-Gelyetal., 2008)中贲门可以有效地防止大于0.2 μm的细菌和颗粒进入中肠和后肠。中肠表面具有一层围食膜(peritrophic membrane, PM),能够充当屏障隔绝中肠上皮细胞与肠道管腔(Vallet-Gelyetal., 2008),该结构将肠上皮细胞与肠腔内容物分隔开来,当食物以及微生物进入中肠腔后,围食膜能够隔绝病原微生物进入肠道上皮细胞,进而对宿主提供了物理防御作用。

对于不同昆虫物种的研究表明,围食膜除了可以防止细菌直接与肠上皮接触外,还限制了细菌毒素、食物颗粒与中肠上皮之间的接触(Hegedusetal., 2009)。通过对意大利蜜蜂Apismelliferaligustica肠道研究发现,饲喂有效微生物后中肠围食膜厚度和致密度有一定的增加(金汤东等, 2009)。在粉纹夜蛾Trichoplusiani围食膜中发现了一种高O-糖基化的粘蛋白,被称为昆虫肠粘蛋白(insect intestinal mucin, IIM)。IIM通过二硫键与围食膜几丁质网状基质紧密联结,可大大增强其物理强度发挥防御等功能(史晋绒等, 2010)。并且围食膜的厚度和强度与肠道对病原体的敏感性相关联,围食膜厚度大的较厚度小的昆虫肠道抗菌肽(antimicrobial peptide, AMP)的表达水平高(Buchonetal., 2013a),这表明围食膜可能介导肠道免疫激活,并在抵御病原体方面发挥重要作用。此外,昆虫围食膜还可结合植物毒性化合物,以抑制植株的某些次生代谢物和中肠微绒毛表面及中肠表面的转运蛋白融合,进而发挥对中肠上皮细胞的防护效果。例如对沙漠蝗Sehistoceragregaria围食膜保护作用的研究表明,30%的有毒物质——单宁(一种酚类物质)附着到围食膜上,并伴随沙漠蝗每次蜕皮的过程,随围食膜一起排出体外(相静波等, 2004)。同时,围食膜具有抗氧化作用的围食膜基质(perigoretic membrane matrix, PMM)和海藻糖(trehalose)对昆虫食物中潜在的有毒物质进行降解,降低其对虫体肠道的毒害作用(胡小龙和吴小锋, 2012)。因此,围食膜的组成结构、围食膜的厚度变化都会影响肠道细胞对微生物的敏感性和免疫特性,进而导致肠道微生物组成的变化。此外,肠道干细胞(intestinal stem cells, ISC)在肠道免疫中也是至关重要的,只有当肠道免疫防御系统和肠道组织更新二者的相互协调,才能有效防御病原微生物(Zengetal., 2022)。

2 Imd信号通路在昆虫肠道微生物稳态中的调控

病原微生物进入昆虫体内后,会激活昆虫肠道内的免疫代谢通路,进而产生抗菌物质来杀死病原微生物。在肠道免疫中,AMPs的产生很大程度上依赖于Imd信号通路(Ryuetal., 2006; Buchonetal., 2009)。Imd通路主要通过两种受体分子,主要是模式识别受体(pattern recognition receptor, PGRP)家族的跨膜蛋白受体PGRP-LC和细胞质识别受体PGRP-LE,识别革兰氏阴性细菌和芽孢杆菌属Bacillus物种细胞壁的二氨基庚二酸(diaminopimelate, DAP)型肽聚糖(peptidoglycan, PGN),并与细菌的细胞壁成分相结合,激活核苷酸转录因子Relish介导抗菌物质AMP基因的表达(Hultmark, 2003; Kamareddineetal., 2018)。此外,在PGRP-LC上游的肽聚糖识别蛋白PGRP-SD能够增强DAP型肽聚糖在细胞跨膜受体PGRP-LC上的结合信号,也是激活Imd通路所必需的成分(Lananetal., 2016)(图1)。

然而,肠道中除了病原微生物外还有大量的共生微生物,这些微生物均具有细胞壁的成分,若是没有抑制Imd通路的机制将导致Imd通路产生大量的AMPs,对肠道菌群稳态的维持造成不利影响。因此,昆虫肠道需要多种机制来保证Imd通路的适当反应,以保证肠道在维持共生微生物存在的条件下也能实现对病原微生物的免疫防御作用。常见的调节路径有3种:(1)由微生物在肠道内的不同生长繁殖活力来区分病原微生物和共生微生物;病原微生物在进入宿主体内后会大量增殖,在细胞分裂过程中肽聚糖会大量合成,导致Imd通路被激活;而正常条件下,共生微生物的生长繁殖速度较低,尽管共生微生物可以激活Imd通路,但它们不会触发该通路中抗菌物质AMP基因的表达(Ryuetal., 2008; Buchonetal., 2013a),也不会引起肠道内Imd通路过度激活而对自身造成威胁。(2)宿主采用负调控机制来调节Imd信号通路,通过表达负调节因子来实现Imd通路的抑制作用(Liuetal., 2019)。这些负调节因子属于一类具有酰胺酶活性的PGRP家族蛋白(PGRP-LB, PGRP-SB1, PGRP-SB2, PGRP-SC1a, PGRP-SC1b和PGRP-SC2),它们通过切割肽聚糖而减少肠道免疫刺激物,以此从根本上防止免疫通路的过度激活(Bischoffetal., 2006; Zaidman-Rémyetal., 2006; Paredesetal., 2011)(图1)。(3)肠道AMPs特定区域的局部表达限制Imd通路的激活作用。使用绿色荧光蛋白报告基因来检测AMPs的局部表达情况,发现除了果蝇菌素Drosocin (Dro)之外,其余每种AMPs都可在消化系统的特定区域表达,以响应局部感染(Tzouetal., 2000; Davis and Engström, 2012)。此外,细胞核中具有多种功能因子改变Relish转录水平,选择性地抑制AMP基因的表达(Zhaietal., 2018),阻碍肠尾侧区域中AMP基因的转录(Ryuetal., 2004; Claytonetal., 2013) (图1)。因此,Imd通路在肠道不同区域的负调控模式,会保证AMPs在肠道特定区域内正常合成,而不会过度反应伤害宿主。

Imd通路在昆虫肠道共生微生物稳态的调节中发挥巨大作用,例如,果蝇肠道的Imd信号通路感知并中和革兰氏阴性细菌,并随病原微生物的密度变化产生不同程度的免疫反应,此举不仅使宿主在防止病原微生物感染的同时耐受有益的肠道微生物群(Kounatidisetal., 2017)。如果Imd信号通路的过度激活会导致肠道共生微生物生态失调,进一步加重肠道病理损伤(Kounatidisetal., 2017),同时会缩短宿主寿命(Neyenetal., 2016; Kounatidisetal., 2017),严重情况下甚至会致死。因此,肠道微生物群内环境的稳态需要对免疫反应的定位、强度和持续时间都需要加以严密调控。机体依赖多个负反馈回路进行调节Imd信号通路(Zhaietal., 2018),以确保在适当时间和可调整范围内进行免疫应答(Kleino and Silverman, 2014)。例如通过PGRPs的负调控作用(Royet and Dziarski, 2007),在埃及伊蚊Aedesaegypti体内RNAi干扰PGRP-LB和PGRP-SC基因证明PGRP-LB和PGRP-SC对Imd通路的负调节作用(Wang and Beerntsen, 2015),并且PGRP-SCs高表达导致AMPs的积累(Costechareyreetal., 2016)。除了PGRP-LB和PGRP-SCs之外,PGRP-LF也是Imd信号通路的特异性负调节因子,但PGRP-LF与PGRP-LB不同,PGRP-LF不是酰胺酶而是一种跨膜蛋白质(Perssonetal., 2007; Basbousetal., 2011)。干扰PGRP-LE基因的表达能够导致该受体对肽聚糖的识别能力降低,进而抑制Imd通路,PGRP-LE对病原微生物的识别效率变差会致使昆虫在革兰氏阴性细菌感染后死亡率增大。此外,把与AMP合成密切相关的转录因子Relish基因突变后发现,昆虫肠道菌群负荷增加,宿主清除病原微生物的能力显著降低(Brodericketal., 2014; Xiaoetal., 2022)。综上所述,抑制Imd通路的相关受体的识别效率或关键免疫基因的突变会导致肠道对病原微生物的防御能力变差,使得致病菌过度繁殖,从而造成了肠道菌群的失调,最终危害宿主的正常生理健康。Imd信号通路在昆虫肠道微生物群的诸多方面担任中介作用,例如,研究发现埃及伊蚊体内的Imd通路的激活可能对中肠微生物群水平有一定的控制作用(Brodericketal., 2014)。另外,还有研究阐述了Imd通路产生的AMPs抵抗病原微生物的作用机制。以上研究揭示了Imd信号通路与肠道微生物群之间的关系,由此可见,Imd信号通路对昆虫肠道微生物群的稳态维持及昆虫的生理和健康关系密切。

3 Duox-ROS信号通路在昆虫肠道微生物稳态中的调控

研究中发现,缺乏Imd信号通路且无法在肠道中产生AMPs的昆虫仍然可以在病原细菌感染中存活,这表明昆虫肠道中存在有效的互补免疫机制(Haetal., 2005)。一种具有重要免疫反应功能的通路:Duox-ROS通路,它可以被肠道共生微生物和病原体激活并调节昆虫肠道微生物稳态。研究发现,致病细菌可通过肠腔尿苷的核苷分解代谢产生尿嘧啶和核糖,这不仅触发宿主防御,还触发宿主肠道细菌间的交流和发病机制。尿苷衍生的尿嘧啶会触发双氧化酶依赖性活性氧的生成,而核糖会诱导细菌群体感应和毒力基因的表达。与核苷酸代谢有关的基因存在于病原体中,而共生细菌不具有核苷代谢功能(Baietal., 2021)。因此,共生细菌缺乏功能性核苷分解代谢,这是肠道微生物实现共生所必需的,但肠道共生微生物可以通过启用核苷分解代谢而发展为病原微生物(尤指条件致病微生物)。此发现揭示了在宿主-微生物相互作用的不同背景下,控制共生体向病原体转化的分子机制(Kimetal., 2020)。

研究表明,大多数共生细菌不会激活Duox活性,由于细菌肽聚糖只可以启动Duox基因表达通道,但无法启动Duox活化通道,从而无法形成ROS。而细菌代谢产生的尿嘧啶则是激活Duox酶活性的关键。由于共生细菌释放很少尿嘧啶(Kimetal., 2020),而致病菌会释放大量尿嘧啶,所以Duox-ROS能够很好地区分肠道共生菌和肠道致病菌,有利于宿主抵抗病原体感染和维持肠道微生物稳态(Yaoetal., 2016)(图1)。Duox-ROS通路在无病原菌感染时,共生菌可以激发基本量的ROS,降低共生菌的增殖速度,进而限制共生菌数量。而有病原细菌感染时,肠道内细菌的负荷增加,不仅Duox蛋白表达水平和Duox活性显著增加,ROS水平也显著增加。但是由于ROS具有较高的细胞毒性,它也会破坏重要的细胞成分,例如DNA、蛋白质和脂质。这种破坏会导致肠道菌群稳态的丧失和宿主疾病的发展,包括肠道细胞凋亡,并最终导致宿主死亡(付超然等, 2021)。Duox-ROS通路在肠道微生物维稳作用中至关重要,将甜菜夜蛾Spodopteraexigua的Duox基因沉默后,肠道微生物群总体密度较含正常Duox功能的甜菜夜蛾的菌群密度要高得多,其中,蒙氏肠球菌Enterococcusmundtii密度显著降低,而蜡样芽孢杆菌Bacilluscereus密度有所上调,所以Duox在调节菌群结构中也发挥重要作用(付超然等, 2021)。另外,在埃及伊蚊和黑腹果蝇中,当肠道被感染时,p38因子被激活产生更多的Duox以增加ROS的产生(图1)。但是过量的ROS也会导致肠道细胞凋亡,为了保护昆虫宿主免受过度氧化损伤,诱导免疫调节的过氧化氢酶的表达可以从肠道中去除过多的ROS(Haetal., 2005),过氧化氢酶能够将过氧化氢水解为水和O2,从而调节生物体内的氧化平衡(Volkertetal., 2000)。除了抗菌作用外,Duox依赖性ROS(如HOCl)还可以作为反应性化学受体TrpA1的配体,进而促进病原微生物从肠道排泄,从而最大限度地减少病原微生物在宿主肠道适应的机会,防止病原体在宿主的防御系统中幸存下来(Duetal., 2016)。总之,Duox-ROS信号通路在清除昆虫肠道病原微生物和维持局部微生物的稳态中起重要作用(Haetal., 2005)。

除了Duox-ROS信号通路的基因参与ROS的产生外,参与果蝇发育过程和细胞分化的Hedgehog(Hh)信号通路,在特定条件下会被尿嘧啶诱导激活调节Duox-Ros通路中Duox(双氧化酶)的活化,尿嘧啶诱导下Hh信号的传导对于钙依赖性细胞粘附分子钙粘蛋白99C(Cad99C)在肠道中的表达和随后的钙依赖性内体的形成是必要的(Lee and Lee, 2018)(图1)。这些内体可用作Duox活性通路的激活信号,该通路在尿嘧啶诱导的ROS产生中起重要作用(图1)。Hh信号通路受损的动物显示Duox活性降低,这导致肠道感染期间的动物高死亡率(Leeetal., 2015; Lee and Lee, 2018)。Hh信号功能恢复后,Duox活化和宿主正常存活得以恢复,说明Hh信号通路在宿主抗肠道感染中发挥关键作用(Leeetal., 2015)。

4 JAK/STAT信号通路在昆虫肠道微生物稳态中的调控

JAK/STAT信号通路在先天免疫反应中起着至关重要的作用(Renetal., 2015)。JAK是一类非受体酪氨酸激酶家族,它的底物为信号转导子和转录激活子,N端具有SH2结构域和核定位信号(nuclear localization signal, NLS),中间为DNA结合域,C端具有保守的酪氨酸残基,对其活化至关重要。STAT被JAK磷酸化后产生二聚物,进而穿透核膜进入核中调节有关基因的表达,这条信号通道叫做JAK/STAT通路。与哺乳动物中JAK/STAT通路的成分相比(Owenetal., 2019),果蝇中该通路的组成结构相对简单,包括酪氨酸JAK激酶hopscotch (Hop)、单向跨膜受体Domeless (Dome)、转录因子STAT92E以及3种不同的细胞因子,称为Unpaired (Upd, Upd2和Upd3),即未配对的受体分子。以上3种Upd配体分子通过多个步骤严格控制信号转导,并决定表达的抗菌肽的种类(图1)。豌豆蚜Acyrthosiphonpisum具有JAK/STAT通路所有核心基因的同源物,包括编码细胞因子受体无结构域、JAK酪氨酸激酶和STAT92E转录因子的基因等(Gerardoetal., 2010)。该通路也存在一些负反馈调节因子,包括Socs36E和Ptp61F下调JAK/STAT信号通路,以免该通路的过度激活(Renetal., 2015)。

尽管大多数AMPs受Imd通路的控制,但少数AMPs也受JAK/STAT通路的调节,例如果蝇霉素样肽(这些AMPs无抗细菌活性,却具有抗真菌活性)(Buchonetal., 2009)。摄入导致细胞受损的化学试剂(例如十二烷基硫酸钠或百草枯),可以诱导肠道中JAK/STAT和Upd3的表达水平(Buchonetal., 2009),并表达类果蝇霉素样肽,所表达的抗菌肽种类取决于肠上皮细胞损伤后释放的JAK/STAT通路相关配体Upd2和Upd3。JAK/STAT通路也具有维持肠道微生物群落结构稳态的功能。常规情况下肠道与微生物相互作用会产生基础量的Upd-JAK-STAT活性,而感染性和致病性的作用下会引起肠道组织损伤进而增强Upd-JAK-STAT的活性(Hegedusetal., 2009)。Upd-JAK-STAT活性能够提高肠道的免疫力,例如苏云金芽孢杆菌Bacillusthuringiensis侵染小菜蛾Plutellaxylostella肠道造成其肠道损伤后,JAK-STAT通路可以促进小菜蛾中肠上皮细胞的修复(Linetal., 2020)。而干扰该通路会加剧微生物感染,例如从果蝇JAK/STAT通路中敲除转录因子Stat92E基因会增加初始感染的数量并降低致病菌的清除效率(Wangetal., 2019a)。除此之外,在其他模式昆虫中,例如冈比亚按蚊Anophelesgambiae被细菌感染后体内JAK/STAT免疫通路中的转录因子STAT92E会发生磷酸化和易位,也会激活JAK/STAT免疫通路(Hawveretal., 2016)。此外,最近的研究发现,JAK/STAT通路在宿主防御病毒感染中也起着至关重要的作用(Wangetal., 2019b)。因此,肠道微生物群的负荷量受到JAK/STAT通路的调节,进而在某种程度上实现了肠道微生物稳态的调控。

5 群体响应及免疫抵抗反应在肠道微生物稳态中的作用

越来越多的研究表明,除了肠道免疫调控作用能够影响微生物群落外,共生微生物之间也会存在群体响应(QS)调控机制来影响宿主肠道微生物的稳态。QS依赖于细菌释放的小分子(自诱导物),这些小分子根据细菌细胞密度在环境中积累。这些分子不仅被微生物群落感知,而且与宿主细胞相互作用,有助于肠道内稳态。目前,有研究已经证实肠上皮细胞可以识别细菌QS分子(Xiaoetal., 2022)。因此,对肠道细菌QS系统的进一步研究应有助于更全面、更深入地了解宿主与微生物群之间的共生关系。QS回路(quorum sensing circuit)是细菌QS系统的核心,也是调节细菌QS的关键,细菌也可以通过QS回路调节其种群活动(Yangetal., 2022)。微生物通过分泌信号分子进行种内、种间甚至不同菌属之间的相关毒力基因和致病基因的表达调控,这有利于微生物在宿主中的定殖,这为通过QS来实现生物害虫防治提供了新思路 (Coquantetal., 2020)。因此,探索肠道菌群QS回路有助于影响病原体感染,重塑功能失调的肠道菌群。但是,在全面准确地了解肠道细菌QS之前,必须解决许多问题。首先,需要广泛而深入地探索共生细菌的QS,而不仅仅是病原微生物的QS。其次,应进一步研究疾病状态下肠道菌群的QS变化,如QS分子种类和浓度以及QS相关基因的表达。最后,尽管已经确定了对肠道菌群QS的宿主干预,但尚不清楚该干预如何改变局部菌群的结构和功能。由于肠道内的化学环境非常复杂,而其他化学信号可以掩盖来自细菌的微弱的QS信号,使得肠道菌群的QS信号很难探索到(Wu and Luo, 2021)。

群体响应调控系统是细菌通过胞内代谢通路分泌QS信号因子,调节菌体的代谢通路和代谢产物合成。常见的革兰氏阴性和革兰氏阳性菌QS信号因子分别是酰基高丝氨酸内酯(acyl-homoserine lactone, AHL)和自诱导肽(autoinducing peptide, AIP),革兰氏阴性菌产生的AHLs具有多种基于不同酰基侧链的结构。基本上,每个产生AHL的微生物都采用LuxI型合酶和LuxR型受体这两个蛋白质家族来激活QS回路(Caseetal., 2008)。革兰氏阴性细菌的AHL的合成过程和响应过程存在多重交互的影响,多个信号分子可以共同作用来调节细菌中QS相关基因的表达,形成QS调控网络。例如,哈维弧菌能够响应哈维弧菌AI-1(HAI-1)、霍乱弧菌AI-1(CAI-1)和AI-2 3种信号分子来调节QS靶向基因的表达(Yangetal., 2022)。在铜绿假单胞菌Pseudomonasaeruginosa中,N-(3-氧代十二烷酰基)高丝氨酸内酯(N-3-oxododecanoyl homoserine lactone, OdDHL)、N-丁酰高丝氨酸内酯(N-butyryl homoserine lactone, BHL)、2-(2-羟基苯基)-噻唑-4-碳醛(IQS)和2-庚基-3-羟基-4-喹诺酮(2-2-hydroxyphenyl-thiazole-4-carbonaldehyde, IQS) 4种不同的QS信号分子能够激活相互连接的las, rhl, iqs和pqs系统,并且las系统能够调节另外3个系统的受体和合酶基因的表达(Montagut and Marco, 2021),形成分层调节作用。与单一特定QS系统相比,复杂的QS相互作用网络可以让细菌减少来自其他物种的信号干扰,从而更好地适应肠道环境(Hawveretal., 2016)。

群体响应在肠道生理功能中发挥着重要作用,包括屏障功能、免疫调节、物质代谢、细菌定殖和病原微生物感染(Adiliaghdametal., 2019)。最常见的功能就是影响病原微生物在肠道内定殖和病原微生物感染过程。在宿主肠道中,定殖对于病原微生物发挥致病性非常重要。QS可以调节细菌生物膜的形成,有助于霍乱弧菌在肠道中的定殖并引起霍乱疾病。N-十二烷酰高丝氨酸内酯可以增强沙门氏菌模型中的PT4菌株的毒力基因的表达,导致大蜡螟Galleriamellonella肠道中的细胞凋亡(caspase-3)和自噬(LC3)相关基因的表达显著增加(de Freitasetal., 2021)。除病原微生物外,昆虫体内的共生微生物也会通过QS来实现在宿主体内的定殖,例如,名为Sodalispraecaptivus的共生细菌,能够通过群体感应在象鼻虫内定殖,群体感应将毒性杀虫基因的表达限制在仅感染的初始阶段,从而通过获得对宿主组织和细胞侵染来实现种群增长和持久性(Medina Munozetal., 2020),这些研究结果为昆虫肠道微生物群体感应对宿主生理的影响提供了新思路。还有研究表明,微生物在食草昆虫幼虫的肠道中竞争营养和生存空间,如草地贪夜蛾Spodopterafrugiperda,它们的生理活性和它们的组织通常由“自诱导物”如AHLs控制或同步。由于昆虫肠道中的强碱性环境,AHLs的内酯环迅速且自发地打开,然后通过昆虫肠道中的微生物N-酰基氨基酸水解酶(N-acylamino acid hydrolase, AAH)和相关酶活性实现进一步降解为非活性组分高丝氨酸和酰基部分(Funkeetal., 2008)。因此昆虫肠道的pH调节极有可能实现调控QS信号分子含量的重要因素,因为QS发挥菌群调控功能的前提是QS效应因子的浓度要达到阈值,因此,肠道环境pH的变化亦或者QS效应因子浓度变化,都可能是实现菌群调节的途径。已有相关研究表明,家禽肠道pH可通过饮食物种类或成分的不同而发生改变,从而影响微生物群结构和数量改变,因此肠道内的pH环境有可能是影响肠道微生物群群体感应的因素之一,也有可能是昆虫维持肠道内环境稳态的一种策略(Blaaketal., 2020)。另外,有相关研究表明,有些真核生物或宿主体内原核微生物能够表达致使群体感应猝灭的降解酶,用于解决病原微生物在宿主内的过度繁殖的问题。已知病原微生物通过群体感应分泌相应的信号分子,以调控微生物产生毒力因子或激活致病基因,从而导致宿主患病甚至死亡。群体感应降解酶的存在,会减少或终止QS导致的致病或致死行为的发生。例如,有研究表明,编码群体感应淬灭酶的主要基因来源于革兰氏阳性菌芽孢杆菌Bacillussp. 240B1中克隆得到的aiiA基因片段,后来的研究表明该基因编码一个拥有250个氨基酸的AHL水解酶。该酶同样能够发挥终止群体感应的功能,当前已报道了将近10种能够产生群体感应猝灭酶的菌种,其中大多数的猝灭酶基因(AHL降解酶基因)已被克隆并加以研究,同时也有相关研究表明了编码该类AHL降解酶的基因在原核生物中广泛存在。这对于昆虫肠道中群体感应猝灭机制对肠道微生物稳态的调控研究提供了重要的前提条件(韩翔鹏等, 2022)。然而,群体感应猝灭酶及其猝灭机制的研究大多集中在原核微生物和哺乳动物领域,该方向的研究在昆虫领域研究较少,尤其在昆虫肠道微生物或肠道本身的猝灭机制的探索,仍需要进一步的研究。

6 小结与展望

迄今为止,大多数关于肠道微生物稳态的研究都集中在双翅目和鞘翅目物种中(Xiaoetal., 2019),但在其他昆虫目中仍然缺乏关于肠道稳态机制的探索。而当前亟待解决的问题主要是打破研究对象的物种局限性,因为,现已报道的研究大多集中于模式昆虫(如黑腹果蝇、埃及伊蚊等)。所以,我们需要拓宽对其他昆虫目物种的研究,以获得更全面的科学依据。此外,该领域的最新研究揭示了肠道调节机制对细菌的影响,但肠道调节机制对真菌、病毒和原生动物的作用仍有待进一步研究。

在双翅目中,物理防御和Imd, Duox-ROS和JAK/STAT信号通路在调节肠道微生物稳态中起关键作用。然而,昆虫肠道中微生物稳态的调节机制是极其复杂的,无论是有益还是有害的微生物,每条信号通路似乎都是独立运作的,但尚不清楚它们是否相互作用或与其他免疫信号通路有任何相互作用,未来还需我们继续探索肠道免疫与肠道微生物群稳态之间的具体联系及各免疫通路之间是否存在级联机制。在代谢通路激活效应物方面,细菌来源的尿嘧啶和DAP-PGN已显示分别激活Duox-ROS和Imd信号通路,然而,是否存在其他因素来激活这两种信号通路仍然尚未明确,因此关于肠道微生物与宿主的互作关系仍需要进一步研究。

除了本文所述的昆虫肠道免疫和肠道菌QS调控肠道微生物群稳态外,也不能忽视了宿主肠道本身的贡献,肠道上皮对微生物的反应是复杂和多样的。但是由于昆虫种类多样,上述免疫信号通路的激活机制在各昆虫目肠道研究中尚未有明确解析,在之后的研究中需要我们进一步的探索。未来的研究热潮将会是致力于揭示昆虫肠道与其自身肠道微生物群的互作,探索肠道共生微生物及病原微生物与肠道免疫通路的相互作用机制以及肠道微生物的群体感应以诱发相关毒力基因的表达的具体机制和靶标基因的研究等,这些研究均具有科学价值。

目前关于昆虫肠道微生物的研究大多集中在昆虫肠道微生物群的群落组成结构及其对宿主生理的影响机制,但是对于通过昆虫肠道微生物群的稳态调节来实现害虫防治的研究相对较少,目前对于如何打破宿主肠道微生物群稳态以实现害虫防治的研究已成热点。另外有众多的研究通过QS抑制病原微生物QS而实现了相关疾病的预防,但通过QS信号分子过度激活肠道致病微生物或者共生微生物QS的情况下,能否以此打破昆虫肠道微生物群的稳态而实现害虫防治的目的我们尚未可知,本文中肠道微生物QS互作的相关案例,为研究QS调节肠道微生物群稳态机制,提供了新思路。