豆芋异黄酮的制备及其对RIN-m5F细胞氧化损伤的保护作用

邓 珂，陈 镠，杨良缘，胡 钰，许光治，张有做，王 艳，倪勤学

（浙江农林大学食品与健康学院，浙江 杭州 311300）

随着人们生活水平的提高，糖尿病的发病率在世界范围内不断增长，已经成为继心脑血管疾病和癌症之后的人类第三大疾病，引起广泛关注。糖尿病病因多种多样，其中胰岛β细胞功能紊乱是引发糖尿病的关键原因。先前大量研究证明，异黄酮类化合物具有抑制胰岛β细胞凋亡、改善胰岛素分泌能力、增强胰岛β细胞功能的作用，对于预防糖尿病等代谢综合征有着极其重要的意义。

豆芋（Medik.），豆科土圞儿属缠绕藤本植物，别名美国花生、菜豆等。豆芋（指块茎，下同）产量高、口感好，曾是北美洲主要的粮食作物，也因此被称为“北美洲最好的野生根茎食品”，在欧美及日本地区已有广泛的种植与应用。2009年我国引入豆芋，目前在浙江省杭州、宁波、温州、金华地区均有栽培和应用。豆芋富含氨基酸、可溶性蛋白、总糖、总黄酮、异黄酮等多种活性成分，这些活性成分具有抗氧化、抗炎、抗肿瘤、降血压、降血糖等药理作用。豆芋中异黄酮含量高达41.59 mg/g，是极佳的异黄酮来源。异黄酮具有抗氧化、抗癌、类雌激素、改善骨质疏松、预防代谢综合征等作用。

异黄酮的常见提取方法有浸提法、超声波辅助提取法、微波辅助提取法、超高压提取法等，其中浸提法提取效率高、成本低，但是有机溶剂易挥发，所得异黄酮纯度低，故本研究采用加热回流辅助有机溶剂浸提，再进一步采用有机溶剂萃取、大孔树脂富集异黄酮。大孔树脂吸附力较强、稳定性好、方便快捷、可重复利用、成本低，被广泛应用于天然产物的分离纯化，大豆、葛根异黄酮经大孔树脂富集后，其异黄酮含量显著提高，抗氧化活性、-葡萄糖苷酶抑制能力显著增加。

本实验在豆芋醇提物和乙酸乙酯萃取物的基础上探究豆芋异黄酮大孔树脂富集工艺，并对富集得到的异黄酮进行抗氧化活性、-葡萄糖苷酶抑制能力、RIN-m5F细胞氧化损伤的保护作用进行分析，以期为后续开发功能性食品提供理论依据。

1 材料与方法

1.1 细胞、材料与试剂

大鼠胰岛素瘤细胞RIN-m5F购于中国科学院昆明细胞库。

豆芋于2019年9月采自浙江农林大学平山实验基地。

大孔树脂D101、DM130、NKA-9、AB-8、HPD100、HPD450 上海摩速科学器材有限公司；1,1-二苯基-2-三硝基苯肼（1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl radical，DPPH）、2,2’-联氮-双(3-乙基苯并噻唑啉-6-磺酸)（2,2’-azino-bis(3-ethylbenzothiazoline-6-sulfonic acid)，ABTS）、硫辛酸（-lipoic acid，-LA）、染料木苷 上海阿拉丁化学试剂有限公司；-葡萄糖苷酶、4-硝基苯基---吡喃葡萄糖苷（-nitrophenyl---galactopyranoside，PNPG）、过氧化氢 美国Sigma公司；胎牛血清（fetal bovine serum，FBS）、磷酸盐缓冲液（phosphate buffered saline，PBS）、RPMI 1640培养基、0.25%（质量分数）胰酶、双抗（青霉素、链霉素）、噻唑蓝（methylthiazol tetrazolium，MTT）美国Thermo Fisher Scientific公司。

1.2 仪器与设备

RV 3eco旋转蒸发仪 德国艾卡仪器有限公司；UV-5500紫外-可见分光光度计 上海元析仪器有限公司；Multiskan spectrum全波段酶标仪 美国Thermo Fisher Scientific公司；VIYEE倒置生物显微镜 天津微仪光学仪器有限公司；CO培养箱 上海一恒科学仪器有限公司。

1.3 方法

1.3.1 异黄酮质量浓度测定

异黄酮质量浓度测定参考文献[24]，采用紫外分光光度法测定510 nm波长处样品溶液吸光度。以染料木苷作为标准品，以染料木苷质量浓度为横坐标，吸光度为纵坐标，绘制标准曲线，得到回归方程＝0.100 1-0.020 7（＝0.999 5）。

1.3.2 豆芋异黄酮富集工艺

1.3.2.1 豆芋异黄酮的制备流程

豆芋采收后依次进行清洗、晾干、切片、60 ℃烘箱干燥、粉碎，然后过80 目筛得到豆芋粉备用。

乙醇热回流提取：取豆芋粉按照料液比1∶20（/）加入体积分数70%乙醇溶液提取2 h；提取温度80 ℃。抽滤后将滤液40 ℃减压浓缩至浸膏状，得到豆芋醇提物（记为A），得率10.09%（占豆芋干基）、异黄酮质量分数7.43%。

乙酸乙酯萃取：将A溶于等体积去离子水，然后按照体积比1∶1采用乙酸乙酯萃取3 次，合并乙酸乙酯层，40 ℃减压浓缩至浸膏状，得乙酸乙酯萃取物（记为A），得率1.46%（占豆芋干基）、异黄酮质量分数21.19%。

1.3.2.2 大孔树脂预处理

分别取6 种干燥的大孔树脂5 g，用体积分数为95%乙醇溶液浸泡24 h，使树脂充分溶胀，蒸馏水洗至无醇味且冲洗液无白色浑浊；再用1 mol/L HCl溶液浸泡24 h，蒸馏水洗至中性；最后用1 mol/L氢氧化钠溶液浸泡24 h，蒸馏水洗至中性，备用。

1.3.2.3 大孔树脂型号的选择

取1.3.2.2节预处理后的大孔树脂置于100 mL具塞锥形瓶中，称4.01 g A，加纯水溶解，配制为1 L 4.01 mg/mL的A上样液，各取50 mL加入到预处理树脂中，密塞，于25 ℃恒温振荡24 h。静置后测定溶液中异黄酮的质量浓度，按照公式（1）计算不同型号树脂对异黄酮的吸附率。80 mL（4 倍柱体积）蒸馏水洗涤树脂后，加入50 mL 80%（体积分数）乙醇溶液，密塞，于25 ℃恒温振荡24 h，测定溶液中异黄酮的质量浓度，按照公式（2）计算不同型号的树脂对异黄酮的解吸率。综合选取吸附率和解吸率较高的大孔树脂进行后续实验。

式中：为吸附前样品溶液豆芋异黄酮质量浓度/（mg/mL）；为吸附后样品溶液中异黄酮质量浓度/（mg/mL）；为解吸后样品溶液中异黄酮质量浓度/（mg/mL）。

1.3.2.4 最佳上样质量浓度的确定

称取5 g D101型大孔树脂按照1.3.2.2节方法预处理后湿法装柱（11 mm×400 mm）。用蒸馏水分别配制20 mL不同质量浓度（0.5、1.0、1.5、2.0、2.5、3.0 mg/mL）的A溶液，分别以1 mL/min的流速上柱吸附，收集流出溶液并测定异黄酮质量浓度，并根据公式（1）计算吸附率，吸附率较高时对应的上样质量浓度即为最佳上样质量浓度。

1.3.2.5 最佳洗脱剂体积分数的确定

根据已确定的最佳上样质量浓度，以1 mL/min的流速上柱吸附，然后用80 mL（4 倍柱体积）蒸馏水洗涤。分别加入80 mL体积分数为40%、50%、60%、70%、80%、90%、100%乙醇进行洗脱，收集洗脱液并测定异黄酮质量浓度，根据公式（2）计算解吸率，解吸率较高时对应的洗脱剂体积分数即为最佳洗脱剂体积分数。

1.3.2.6 最佳洗脱体积的确定

根据已确定的最佳上样质量浓度，以1 mL/min的流速上柱吸附，然后用80 mL蒸馏水洗涤。分别加入20、40、60、80、100、120 mL最佳体积分数的乙醇溶液进行洗脱，收集洗脱液并测定异黄酮质量浓度，根据公式（2）计算解吸率，解吸率较高时对应的洗脱体积即为最佳洗脱体积。

1.3.2.7 最佳洗脱剂pH值的确定

根据已确定的最佳上样质量浓度，以1 mL/min的流速上柱吸附，然后用80 mL蒸馏水洗涤。以1 mol/L HCl溶液、1 mol/L NaOH溶液调节洗脱剂pH值分别为5、6、7、8、9，分别取80 mL不同pH值洗脱剂进行洗脱，收集洗脱液并测定异黄酮质量浓度，根据公式（2）计算解吸率，解吸率较高时对应的洗脱剂pH值即为最佳洗脱剂pH值。

根据以上大孔树脂富集工艺得豆芋异黄酮（记为AI-3），45 ℃旋转蒸发至无乙醇，冷冻干燥备用。测定AI-3中异黄酮质量分数。

1.3.3 抗氧化活性测定

1.3.3.1 DPPH自由基清除能力

DPPH自由基清除能力测定参考文献[26]并稍作修改。实验组：2 mL不同质量浓度的A（100、200、500、1 000、1 500 µg/mL）、A（50、100、200、300、600 µg/mL）、AI-3（20、40、60、80、100 µg/mL）溶液分别与2 mL DPPH试剂（0.1 mmol/L）混合；对照组：2 mL样品溶液与2 mL无水乙醇混合；空白对照组：2 mL无水乙醇与2 mL DPPH（0.1 mmol/L）试剂混合，避光反应30 min。以VC（质量浓度分别为0.5、1.0、2.0、2.5、3.0 µg/mL）为阳性对照，于517 nm下测定吸光度值。并按公式（3）计算DPPH自由基清除率。采用SPSS软件的回归分析计算不同样品对DPPH自由基的半抑制质量浓度（half maximal inhibitory concentration，IC）。

式中：为空白对照组吸光度；为实验组吸光度；为对照组吸光度。

1.3.3.2 ABTS阳离子自由基清除能力

参考文献[26]的方法略有改动。实验组：0.1 mL不同质量浓度的A（200、500、1 000、1 500、2 000 µg/mL）、A（100、200、400、800、1 200 µg/mL）、AI-3溶液（40、80、150、200、300 µg/mL）分别与3.9 mL ABTS阳离子自由基工作液混合；对照组：0.1 mL不同质量浓度的A、A、AI-3溶液分别与3.9 mL无水乙醇混合；空白对照组：0.1 mL无水乙醇与3.9 mL ABTS工作液混合，避光静置7 min；以VC溶液（质量浓度分别为0.5、1.0、1.5、2.0、2.5 mg/mL）为阳性对照，于734 nm下测定吸光度，按照公式（4）计算ABTS阳离子自由基清除率。采用SPSS软件的回归分析计算不同样品对ABTS阳离子自由基的IC。

式中：为空白对照组吸光度；为实验组吸光度；为对照组吸光度。

1.3.3.3 铁离子还原抗氧化能力

参考赵建等的方法略有改动。硫酸亚铁标准曲线制作：分别取0.1 mL不同浓度（0.07、0.14、0.28、0.42、0.56、0.70、0.84 mmol/L）的硫酸亚铁溶液，加入0.3 mL去离子水和3.0 mL铁离子还原抗氧化能力（ferric ion reducing antioxidant power，FRAP）工作液（300 mmol/L乙酸钠溶液、10 mmol/L TPTZ溶液、20 mmol/L三氯化铁溶液按体积比10∶1∶1配制），室温避光反应50 min，以等体积去离子水作为空白对照，测定593 nm波长处吸光度，以硫酸亚铁浓度为横坐标，吸光度为纵坐标制作标准曲线。分别取0.4 mL的200 µg/mL A、100 µg/mL A、40 µg/mL AI-3溶液与3.0 mL FRAP工作液反应，以等体积VC溶液（10 µg/mL）为阳性对照，测定各组FRAP。

1.3.4-葡萄糖苷酶抑制作用测定

参考刘慧娟等的方法并加以改进。实验组：100 μL不同质量浓度的A（1、2、8、10、15 mg/mL）、A（0.5、1.0、2.0、5.0、8.0 mg/mL）、AI-3（0.5、1.0、2.0、5.0、8.0 mg/mL）溶液分别与100 μL-葡萄糖苷酶（0.01 mg/mL）混合，37 ℃反应10 min，加入100 μL 2.5 mmol/L PNPG溶液，37 ℃反应10 min，加入5 mL NaCO（0.1 mol/L）终止反应，测定405 nm波长处吸光度；空白组：以等体积去离子水代替样品溶液，步骤同实验组；对照组：PBS（1×、pH 7.4，后同）代替酶液，步骤同实验组。以阿卡波糖（质量浓度为0.02、0.05、0.1、0.2、1.0 mg/mL）为阳性对照组，按照公式（5）计算-葡萄糖苷酶活力抑制率。

式中：为实验组吸光度；为对照组吸光度；为空白组吸光度。

1.3.5 细胞培养

参考文献[29]的方法培养细胞。RIN-m5F细胞于含10%（体积分数）FBS、1%（体积分数）双抗（0.1 U/L青霉素、100 mg/L链霉素）的RPMI 1640培养基（完全培养基）中，37 ℃、5% CO培养箱中培养。传代2～3 次后取对数生长期细胞用完全培养基调整细胞浓度1.0×10个/mL，备用。

1.3.6 氧化应激模型的建立及样品毒性实验

取1.3.5节细胞接种于96 孔板，每孔100 μL，于37 ℃、5% CO培养箱中培养 24 h，吸弃上清液，用PBS清洗细胞，然后建立氧化应激模型。氧化应激模型组：每孔加入100 μL含不同终作用浓度（10、25、50、100、150、200、300 μmol/L）HO的完全培养基，空白对照组加入等体积的完全培养基，继续培养1 h，每组设6 个复孔，参考文献[29]采用MTT法测定细胞存活率，选择适当的HO终作用浓度建立氧化应激模型。

用完全培养基配制不同质量浓度的A、A、AI-3培养基。取1.3.5节细胞接种于96 孔板，每孔100 μL，于37 ℃、5% CO培养箱中培养 24 h，吸弃上清液，用PBS清洗细胞，然后分组进行样品毒理性实验。A处理组：每孔加入100 μL不同终质量浓度（25、50、100、200、400、800、1 600 µg/mL）A培养基；A处理组：每孔加入100 μL不同终质量浓度（25、50、100、200、400、800 µg/mL）A培养基；AI-3处理组：每孔加入100 μL不同终质量浓度（25、50、100、200、300、400 µg/mL）AI-3培养基；空白对照组加入同等体积的完全培养基；于37 ℃孵育24 h。每组设6 个复孔，参考文献[29]采用MTT法测定细胞存活率，确定A、A、AI-3的安全作用质量浓度范围。

1.3.7 样品处理及分组

用完全培养基配制不同质量浓度的A、A、AI-3、-LA培养基。取1.3.5节细胞接种于96 孔板，每孔100 μL，于37 ℃、5% CO培养箱中培养 24 h，吸弃上清液，用PBS清洗细胞，然后进行分组处理。空白对照组（每孔加入100 μL培养基）、HO损伤组（每孔加入100 μL培养基）、阳性对照组（每孔加入100 μL终浓度50 μmol/L-LA培养基）、A处理组（每孔分别加入100 μL终质量浓度25、50、100、200、400、800 µg/mL A培养基）、A处理组（每孔分别加入100 μL终质量浓度25、50、100、200、400 µg/mL A培养基）、AI-3处理组（每孔分别加入100 μL终质量浓度25、50、100、200、300 µg/mL AI-3培养基）于37 ℃培养24 h。然后各样品处理组、阳性对照组、HO损伤组分别按照100 μL/孔加入含终浓度150 μmol/L HO的完全培养基继续培养1 h，吸弃上清液，将细胞用PBS清洗2 次。每组设6 个复孔。参考文献[29]采用MTT法测定细胞存活率，分析A、A、AI-3对RIN-m5F细胞氧化损伤的保护作用。

1.4 数据处理与分析

实验设置3 个平行，结果均采用平均值±标准差表示。采用SPSS 25.0软件进行单因素方差分析，并采用Tukey检验进行显著性分析，＜0.05为差异显著，＜0.01为差异极显著。

2 结果与分析

2.1 大孔树脂富集豆芋异黄酮工艺的优化

2.1.1 树脂型号的筛选

由图1A可知，6 种大孔树脂中，D101和AB-8这两种型号的吸附率高于其他4 种树脂；而D101和DM130的解吸率优于其他4 种树脂。D101在吸附和解吸方面均优于其他5 种大孔树脂，因此选择D101树脂富集豆芋异黄酮。

2.1.2 样品质量浓度对吸附率的影响

如图1B所示，样品质量浓度增大时，吸附率亦随之逐渐增大；当质量浓度为1.5 mg/mL时，吸附率达到最大值（83.48%）；树脂吸附状态达到饱和，继续增大样品质量浓度，吸附率则逐渐下降。故最佳上样质量浓度为1.5 mg/mL。

2.1.3 乙醇体积分数对解吸作用的影响

如图1C所示，随着乙醇体积分数的增加，解吸率也逐渐增加；当乙醇体积分数达到80%时，解吸率达到最大值（80.61%）；当乙醇体积分数持续增加，解吸率开始下降，最后趋于平缓。这可能与洗脱剂极性有关，极性偏大或偏小都不利于异黄酮的洗脱，故最佳洗脱剂乙醇体积分数为80%。

2.1.4 洗脱体积对解吸作用的影响

由图1D可知，采用体积分数80%乙醇溶液、流速1.0 mL/min洗脱，解吸率随洗脱体积增大呈先上升后下降的趋势。在洗脱体积为80 mL时，解吸率达到最大值（84.63%）。当洗脱体积为120 mL时，流出液基本无色，说明吸附在D101树脂上的异黄酮类物质基本已被洗脱，故最佳洗脱体积为80 mL（4 倍柱体积）。

2.1.5 洗脱剂pH值对解吸作用的影响

由图1E可知，pH＜6时，解吸率随着pH值升高而逐渐增大；当pH 6时，解吸率达到最大值（80.14%）；继续增加pH值，吸附率逐渐下降。故最佳洗脱剂pH值为6。pH值过高或过低都不利于黄酮类化合物的吸附和解吸，这是因为黄酮类化合物存在形式随着pH值的改变而改变，或形成盐，或分子失去羟基上的H以负离子形式存在，2 种存在方式都不利于大孔树脂的吸附。

图1 大孔树脂富集豆芋异黄酮工艺优化Fig. 1 Optimization of enrichment process of isoflavones from the tuber of A. americana Medik. using macroporous resin

经优化的大孔树脂富集工艺得豆芋异黄酮（AI-3），得率0.44%（占豆芋干基），异黄酮质量分数为50.83%。

2.2 AI-3抗氧化活性及α-葡萄糖苷酶抑制作用

A、A及AI-3的抗氧化活性（对DPPH自由基、ABTS阳离子自由基的IC和FRAP）及-葡萄糖苷酶抑制能力结果见表1。不同评价指标中A、A及AI-3的抗氧化能力趋势一致，由大到小依次为：AI-3＞A＞A。醇提物经过乙酸乙酯萃取、D101大孔树脂富集后抗氧化能力显著增加（＜0.05），这是因为富集过程中过滤掉许多杂质，活性物质异黄酮的质量浓度增加，故抗氧化能力显著增加。A、A对DPPH自由基的IC分别是AI-3（19.51 µg/mL）的16.98、3.08 倍，追风七总异黄酮对DPPH自由基的IC（57.4 µg/mL）是AI-3的2.94 倍；A、A对ABTS阳离子自由基的IC分别是AI-3（3.40 µg/mL）的7.31、2.31 倍；说明AI-3的自由基清除效果基本接近于VC。AI-3的FRAP为387.83 μmol/mg，分别是A、A的9.3、1.71 倍。

表1 AI-3抗氧化活性及α-葡萄糖苷酶抑制能力Table 1 Antioxidant and α-glucosidase inhibitory activities of AI-3

A、A对-葡萄糖苷酶活力的IC分别是AI-3（235.974 µg/mL）的5.01、1.80 倍，葛根提取物对-葡萄糖苷酶活力的IC（3.7 g/L）是AI-3的15.68 倍。

2.3 AI-3对RIN-m5F细胞氧化损伤的保护作用

2.3.1 氧化应激模型的建立

大量研究采用HO诱导胰岛细胞损伤，建立胰岛细胞氧化应激模型。氧化应激对胰岛细胞造成损伤，导致糖尿病发生。如图2所示，50～300 μmol/L HO损伤细胞1 h，细胞存活率显著下降（＜0.05）。150、200 μmol/L HO细胞凋亡率接近50%，结合实验结果和细胞生长状态，本研究选用150 μmol/L HO处理细胞1 h建立RIN-m5F细胞氧化应激模型。

图2 H2O2对RIN-m5F细胞存活率的影响Fig. 2 Effect of H2O2 on the survival rate of RIN-m5F cells

2.3.2 AI-3对RIN-m5F细胞增殖活力的影响

如图3所示，0～800 µg/mL A处理24 h后RIN-m5F细胞存活率与对照组相比无显著差异（＞0.05），而1 600 µg/mL A处理24 h后RIN-m5F细胞存活率（81.58%）显著低于对照组（＜0.05），表明在0～800 µg/mL为A的安全作用质量浓度。而A、AI-3分别在0～400、0～300 µg/mL质量浓度范围内RIN-m5F细胞存活率与对照组相比无显著差异（＞0.05），表明A、AI-3的安全作用质量浓度分别为0～400、0～300 µg/mL。

图3 RIN-m5F细胞增殖活力变化Fig. 3 Changes in proliferation activity of RIN-m5fF cells

2.3.3 AI-3对RIN-m5F细胞氧化损伤的保护作用

如图4所示，A在安全作用质量浓度（0～800 µg/mL）范围内对RIN-m5F细胞存活率的影响同HO损伤组无显著差异（＞0.05）；200～400 μg/mL A对RIN-m5F细胞存活率的影响同HO损伤组差异极显著（＜0.01）；25～300 µg/mL AI-3组细胞存活率均极显著高于HO损伤组（＜0.01），当AI-3达到安全作用质量浓度上限（300 µg/mL）时，细胞存活率达到最大，为84.19%，高于阳性对照组。

图4 AI-3对RIN-m5F细胞氧化损伤的保护作用Fig. 4 Protective effect of AI-3 against oxidative damage to RIN-m5F cells

3 讨 论

大分子糖类在-葡萄糖苷酶作用下被分解成单糖，利于机体吸收，继而导致体内高血糖，机体长时间维持高血糖水平会引发糖尿病等一系列代谢综合征。抑制-葡萄糖苷酶活性，延缓碳水化合物的消化和吸收，降低餐后血糖水平，可以改善餐后高血糖和高胰岛素血症。胰岛β细胞容易受到氧化应激，继而诱导细胞凋亡、胰岛素分泌功能降低、胰岛β细胞功能紊乱。研究表明，I型糖尿病诊断初期，胰岛β细胞量急剧减少70%～80%，并伴随着严重的代谢失调；II型糖尿病中，β细胞损伤达25%～50%，因此，抑制-葡萄糖苷酶活性、保护胰岛β细胞功能是防治糖尿病的根本。黄酮类化合物可通过抑制胰岛β细胞凋亡、增强胰岛素分泌发挥降血糖作用，具有降血糖活性的黄酮类化合物主要集中于黄酮醇类、黄酮类、花青素类、二氢黄酮类、异黄酮类、黄烷-3-醇类等。

本研究采用大孔树脂优化豆芋异黄酮富集工艺，通过优化树脂型号、上样质量浓度、洗脱剂pH值、乙醇体积分数及洗脱体积5 个单因素条件，得到最佳富集工艺：采用D101树脂、上样质量浓度1.5 mg/mL、体积分数80%乙醇溶液（pH 6）洗脱、洗脱体积80 mL（4 倍柱体积），异黄酮质量分数为50.83%。AI-3对DPPH自由基和ABTS阳离子自由基具有显著的清除能力（IC分别为19.51、3.40 µg/mL），接近于VC，并对铁离子表现出了较强的还原能力，说明AI-3的体外抗氧化能力较强。AI-3对-葡萄糖苷酶活力亦有较强的抑制能力（IC为235.97 µg/mL）。

氧化应激与代谢综合征如高脂血症、糖尿病、高血压等疾病的发生和发展紧密相关，因此本研究采用HO诱导RIN-m5F细胞损伤建立氧化应激模型。RIN-m5F细胞受到HO损伤，产生大量的活性氧，细胞自身对这些氧化物的清除能力不够，进而导致细胞大量凋亡。本研究从预防β细胞凋亡入手，探究豆芋异黄酮AI-3对RIN-m5F细胞存活率的影响，同时在氧化损伤前进行AI-3干预，研究AI-3对HO诱导RIN-m5F细胞氧化损伤的保护作用。结果表明，25～300 µg/mL的AI-3对RIN-m5F细胞无毒性，且可极显著提高氧化损伤RIN-m5F细胞存活率（＜0.01），当质量浓度达300 µg/mL时，细胞存活率达84.19%，高于阳性对照组。本实验只探讨了豆芋异黄酮AI-3对氧化损伤RIN-m5F细胞存活率的影响，后续还需继续探究AI-3对RIN-m5F细胞氧化损伤保护作用机制。

综上所述，在优化条件下D101大孔树脂可有效富集豆芋异黄酮，所得组分AI-3具有较强的抗氧化活性、-葡萄糖苷酶抑制作用及RIN-m5F细胞氧化损伤保护作用。研究结果可为开发预防糖尿病等代谢综合征功能性食品提供理论依据。