番茄对盐和病原菌组合胁迫反应的研究进展

张明菊,张鑫钰,夏启中

(1.黄冈师范学院 生物与农业资源学院,湖北 黄冈438000；2.上海师范大学 生命科学学院,上海 奉贤200233)

大田作物处于胁迫环境中,环境胁迫极大地限制了作物产量的提升[1]。大田中作物受到的胁迫不仅包括干旱或温度等非生物胁迫因子,还包括各种病原菌和害虫,例如真菌、昆虫和线虫等生物胁迫因子。植物已经形成了多种形态和生理适应性,使其能够在恶劣条件下生存。例如,在高盐度环境中生长的盐生植物可以通过分泌腺排泄盐分[2]。高土壤盐度是半干旱或沿海地区农业生产力的主要非生物胁迫,这是由于灌溉耕种增加了土壤的盐分含量,半干旱或沿海地区农业生产占世界粮食生产的主要部分[3]。与干旱或高温胁迫相比,盐胁迫持续存在于大多数植物的整个生长周期中,这就导致与其他胁迫因素同时发生。植物对生物和非生物组合胁迫的反应非常复杂,由于各种生理、代谢和信号途径相互作用,使得植物对非生物-病原菌组合胁迫的生理和分子响应与它们对单个胁迫的响应显著不同[4-5]。非生物和生物胁迫的联合发生不仅影响作物的生长发育,也会导致其产量大幅下降。在单一胁迫研究取得进展的基础上,为应对全球气候变化和日益增长的粮食安全需求,强化植物对非生物或生物组合胁迫的响应与适应机制研究,将成为未来农业发展的重点研究领域,也为大田条件下更为优化的育种策略的制定及培育耐受多重胁迫(组合胁迫)环境的新品种奠定基础。

1 番茄对盐胁迫的耐受性

盐胁迫导致植物根部快速渗透压胁迫,使叶片和枝条生长减缓。随后,盐胁迫导致离子失衡,使老叶片坏死和早衰死亡。植物对盐胁迫具有一定的适应潜力,这涉及到形态和生理变化,许多基因和途径参与其中(图1)[6]。盐胁迫对植物的早期反应相对较为明确,其中包括胞质游离Ca2+的改变、Ca2+/钙调蛋白依赖性激酶的激活、次级信号分子如活性氧(ROS)和脱落酸(ABA)的产生以及盐超敏感(SOS)途径的激活,以调节和维持离子稳态[6]。在盐胁迫的后期阶段,ABA、赤霉素(GA)、油菜素内酯(BR)和茉莉酸(JA)等信号参与了,并直接控制了胁迫条件下植物的生长和衰老[7]。乙烯在盐胁迫适应性建立过程中起着重要作用,乙烯信号对于植物适应盐胁迫必不可少[8]。然而,也有乙烯在盐胁迫中起不同作用的报道[9]。

图1 盐胁迫的信号转换激活了胁迫适应反应

番茄又名西红柿,是自花授粉的二倍体物种,是世界上最大的园艺作物,也是遗传学研究的模式作物。在大田条件下番茄的生产力受到大范围的土壤盐分增加的影响[10]。而大多数现代西红柿栽培种对重度盐胁迫表现敏感,盐胁迫的自然变异已在野生番茄物种中发现,包括契斯曼尼番茄(S.cheesmaniae)、克梅留斯基番茄(S.chmielewskii),多毛番茄(S.habrochaites)、类番茄(S.lycopersicoides)、潘那利番茄(S.pennellii)和醋栗番茄(S.pimpinellifolium)[11]。用盐敏感的番茄品种和耐盐的野生番茄品种之间杂交的分离群体进行遗传研究显示了耐盐性的复杂遗传结构。在几乎每条染色体上都鉴定出数量性状基因座(QTLs)[11-12]。每个QTL 表现出中等至较低的遗传力,解释了总变异的一部分,这使耐盐品种发育的QTL聚合复杂化[12]。

相关研究已克隆鉴定出一些能提高植株对盐胁迫耐受性的番茄基因。这包括7号染色体上的番茄HKT1(高亲和力钾转运蛋白)基因[13]和1号染色体上的LeNHX3基因。HKT1类似的转运蛋白参与了木质部中Na+的卸载[14],NHX 类似的反向转运蛋白会影响细胞内的Na+和K+分隔化[15]。两种番茄HKT 转运蛋白HKT1；1和HKT1；2是Na+选择性转运蛋白,可防止Na+在地上部分积累,并间接改善K+稳态。后续研究还表明,只有HKT1；2在番茄的Na+稳态和耐盐性中起重要作用[16]。番茄LeNHX3基因是负责叶片的Na+浓度QTL,而契斯曼尼番茄等位基因则促进了叶片中Na+含量的升高和K+/Na+比例的降低。番茄K+/H+反向转运蛋白LeNHX2的过表达会导致细胞内K+保持能力增强和盐耐受性提高[17]。在耐盐的野生潘那利番茄中,鉴定出了抗氧化反应的QTLs,并且提高的抗氧化酶活性对于有效清除ROS至关重要[18]。

番茄DREB1A(脱水反应性因子结合蛋白1A)基因和AVP1(液泡H(+)-焦磷酸酶)基因与醋栗番茄的盐耐受性相关[19]。DREB基因家族是一个转录因子家族,参与干旱和盐胁迫的信号转导途径,驱动胁迫响应基因的表达。使用转基因和诱变方法也已鉴定了影响番茄对盐胁迫耐受性的其他候选基因。AVP1参与盐耐受性在拟南芥和番茄中的过表达已得到证实[20]。番茄SlIPT3和SlIPT4异戊烯基转移酶(IPTs)通过影响细胞分裂素稳态而参与盐胁迫响应,与其他因素一起影响叶片衰老[21]。番茄ARS1基因编码一个MYB转录因子,该转录因子有助于减少盐胁迫下的蒸腾失水,且由ABA 所介导[22]。由多种渗透胁迫和水杨酸(SA)诱导的番茄Sl-WRKY3基因编码番茄对渗透胁迫的耐受性调节子[23]。番茄S1SOS2(S1CIPK24)基因的过表达通过操纵Na+的排阻和分隔化而导致番茄的盐耐受性产生。上述因素有一些参与了非生物和生物胁迫响应,因此可能参与这些响应之间的交叉对话,并且可能是组合胁迫条件下植物表型响应的决定因素。

盐胁迫可通过尚不清楚的受体或传感器直接感知,和/或与渗透势变化、Ca2+流、氧化还原电位变化和磷脂产生相关联。这会改变下游调控元件的激活状态,例如磷酸化途径,转录因子和表观遗传调控的元件,从而通过控制生长和繁殖的不同途径导致胁迫适应。

2 番茄对病原菌的抗性

植物作为固着生物,经常被许多微生物包围,其中一些是致病的,因此植物已经形成了非常复杂的防御层,可以保护自身免受入侵的病原菌的侵害。这些防御层包括预先形成的物理屏障(例如毛状体和角质层)和病原菌诱导的防御作用。在病原菌诱导的第一层防御中,模式识别受体(PRR),如植物细胞表面的受体类激酶能够识别保守的病原菌分子,称为病原菌相关分子模式或微 生 物 相 关 的 分 子 模 式 (PAMPs 或MAMPs)[24]。由于PAMP是保守分子并且病原菌很难改变,因此所谓的PAMP触发免疫性在广泛范围内均有效。只有适应的病原菌才能通过分泌称为效应子的毒性分子来成功克服第一层防御[24]。某些效应子(也称为Avr基因)可以被显性抗性(R)基因编码的受体识别,从而启动第二层病原菌诱导的抗性,即效应子触发免疫[24]。第一个特征明确的植物PRR-PAMP 配对是FLS2及其配体-鞭毛表面抗原flg22(FLS2/flg22)。在番茄中鉴定出第二个鞭毛蛋白感应器FLS3,该感应器可识别flgII-28(FLS3/flgII-28)[25]。在番茄中,由FLS2/flg22 配对和FLS3/flgII-28 配对激活的PTI可被丁香假单胞菌的效应子AvrPto抑制[25]。相反,Avr Pto可以被番茄R 蛋白复合物(Prf/Pto)识别导致ETI的产生[26]。由于植物R基因编码的产物与病原菌Avr基因之间的识别遵循基因间的相互作用,因此已知R基因赋予的抗性是具有种的特异性。

PRR和R 蛋白诱导的防御反应相似,包括病原菌反应蛋白的诱导、ROS 产生以及由SA、JA和乙烯(ET)等激素激活的复杂信号级联[24]。超敏反应(HR)是一种程序性细胞死亡,位于病原菌入侵部位[27],是R基因介导的植物对活体营养型病原菌抗性的真质标志。与抑制免疫反应的活体营养型致病机制相反,死体营养型致病机理是通过菌体在植物中定植之前分泌毒素和细胞壁降解酶来破坏植物的免疫性,从而促进宿主组织坏死。通常,但并非总是如此,SA 信号途径对于抵抗活体营养型病原菌至关重要,而JA和ET对SA起拮抗作用,则有利于对死体营养型病原菌的防卫反应[28]。例如,据报道,SA 信号传导途径对一种活体营养型病菌的抗性无效,而它却可以增强对死体营养型真菌灰葡萄孢菌的抗性[29]。此外,茉莉酸缺乏突变番茄植株对活体营养型细菌和卵菌马铃薯晚疫病菌的感染表现出增强的感病性[30]。

番茄是200多种有害生物和病原菌的寄主,这些有害生物和病原菌是对寄主植株健康的最大威胁。在番茄育种实践中,自1950年以来最突出的问题之一是通过将抗病基因从野生番茄亲缘种转移到栽培番茄中来培育对最具破坏性的害虫和病原菌的抗性。如今,大约20种病原菌可以通过抗性基因进行遗传控制,抗性基因来自相对较少的野生物种,包括醋栗番茄、多毛番茄、潘那利番茄、智利番茄和秘鲁番茄。在大多数情况下,由单个显性基因控制的单基因抗性渗入栽培品种中。到目前为止,所有克隆的主要番茄R基因(Ty-1基因除外)都可以分为两类:(1)质膜受体,包括RLK(由I-3 基因编码)和受体类蛋白(RLP,由Cf基因和Ve-1基因编码)；(2)胞内受体代表具有核苷酸结合位点和富亮氨酸重复序列的蛋白质(NBS-LRR)。番茄基因组包含超过350 个具有NB-LRR 相关结构域的基因。在基因组和cDNA上使用RenSeq方法,可以进一步注释了番茄亨氏1706和醋栗番茄LA1589中的全长NB-LRR基因。这些NBS-LRR基因的染色体位置和等位基因变异将促进使用“快速”作图或基因型特异性作图鉴定与抗性表型共分离的特定等位基因。

在番茄中,已经克隆了三个隐性基因,它们赋予了番茄植株对白粉病和不同病毒的抗性。抗白粉病的Ol-2基因是一个番茄MLO直系同源基因SlMLO1 的突变体[31]。在植物中,eIF4E 和eIF4G 的同工型充当马铃薯Y 病毒复制和感染的翻译因子[3]。Pelo基因(番茄信使RNA 监视因子Pelota的同源物)参与了宿主蛋白质的生物合成。该基因的功能丧失的等位基因会阻碍番茄黄叶卷曲病毒的繁殖,而导致抗性产生[32]。Mlo,eIF4E/eIF4G和Pelo基因被称为植物感病基因(S),编码供病原菌感染过程中利用的蛋白质[32]。当这种基因由于隐性突变或不表达而变得功能失调时,它会阻止病原菌在植物中定植。因此,受损的S基因大多会导致隐性抗性特征,与显性R基因支配的基于识别的抗性相反。

除了上面描述的这些主效番茄基因外,许多数量抗性座位QRLs已在番茄基因组中定位[33]。与控制质量抗性的R基因相对比,QRLs产生数量抗病性(QDR),其分子机制尚未完全了解。有人提出QDR 可能受参与PTI和防御信号的基因以及调节形态特征的基因以及编码化学成分的基因的影响[34]。使用与一种与耐盐QTLs相似的基因组学方法,可以对QRLs进行更详细的研究。当QRLs和耐盐QTLs放置在番茄遗传图谱上,重叠区域就代表了交叉对话以及等位基因对每个或两个性状的贡献。

虽然没有证据表明上述用于病原菌感知的番茄R 蛋白参与了盐胁迫的感知(图1)。但对比图1和图2就可发现,番茄对盐胁迫的响应与病原菌之间的交叉对话存在于细胞变化、响应基因和下游途径(例如ROS的产生、相同的转录因子和激素信号途径参与)之中。

3 番茄对非生物和生物组合胁迫的反应

目前对非生物和生物组合胁迫下番茄的响应研究仍不多见。土壤盐浓度的增加导致番茄对土壤传播疾病和疫霉菌的敏感性增加[35]。相反,干旱胁迫导致番茄对白粉病和灰葡萄孢菌的敏感性降低,同时ABA 含量增加[36]。番茄中非生物和生物胁迫抗性交叉对话的证据主要是来自于ABA信号通路的缺陷突变体。番茄ABA缺陷型突变体对盐胁迫的耐受性降低,但对灰葡萄孢菌具更强的抗性,且涉及SA反应性基因表达升高而不涉及JA反应性基因表达上升。观察到抗病性增强是由于适时产生ROS引起的结果,而ROS产生又引起细胞壁修饰,从而限制了病原菌的渗透[37]。据报道,一种野生番茄sitiens突变体对半活体营养型细菌丁香假单胞菌[38]和活体营养型真菌番茄白粉病菌[36]具有更强的抗性。研究还证明,ABA 诱导的MYB转录因子AIM1调节对盐胁迫和灰葡萄孢菌感染的响应[38]。ABA诱导的AIM1的下调导致对盐分胁迫的敏感性增加、Na+的积累上升和对病原菌的感病性增强,这表明ABA 调节的离子流参与了对灰葡萄孢菌的防御反应。

Kissoudis等研究了盐胁迫条件下番茄和白粉病的相互作用,且鉴定了几种对白粉病(PM)抗性的基因[39-41]。Ol-1和Ol-4是分别来自多毛番茄和秘鲁番茄的显性抗性基因[3],位于6号染色体的长臂上。Ol-1 编码一种NBS-LRR基因[42],Ol-1 介导的抗病性以多细胞慢HR为特征,而Ol-4 基因与编码CC-NBS-LRR 蛋白的Mi-1基因同源,并通过单细胞快HR 赋予抗病性[43]。Ol-2基因在樱桃番茄品种中得以发现,Ol-2基因编码与大麦Mlo基因同源的功能缺失等位基因[43]。它通过增加乳头状突起的形成和在感染位点胼胝质沉积而产生抗病性[43]。“Moneymaker”番茄品种对PM 敏感,在盐胁迫下,用白粉病真菌对携带有Ol-1、Ol-2或Ol-4的“Moneymaker”番茄近等基因系(NILs)进行测试发现,白粉病(PM)抗性与盐胁迫的严重性之间存在显著相互作用,这种相互作用依赖于抗性基因及其相关机制[40-41]。

番茄品种“Moneymaker”和Ol-1 NILs在轻度盐胁迫条件下(50或100 m M NaCl)显示出增强的PM 感病性。与Ol-1 NILs相似,盐胁迫抑制了多毛番茄LYC4基因渗入系中的数量性状的PM 抗性[40]。当盐度水平增加到150 m M NaCl时,这些基因型的PM 感病性降低至或低于在无盐胁迫条件下基本感病性水平。所以高盐浓度下Na+和Cl-在叶片中积累有助于抑制PM 的生长,主要是由于Na+和Cl-对真菌有直接毒性作用[39-40]。研究还表明,盐会影响各种马铃薯病原菌的菌丝生长、孢子形成和孢子萌发[44]。在作物保护中,已利用无机离子的积累来抑制真菌的生长,以此作为合成杀菌剂的替代品,可减轻50种真菌病害的严重性,而PM 是在葫芦、小麦和葡萄中用无机盐控制得最好的病害[45]。

Ol-1介导的PM 抗性与真菌攻击的表皮细胞中缓慢的HR 和H2O2积累有关[42]。当在具有叶偏上性突变的NIL 中过量产生ET 时,基于Ol-1的抗性降低,甚至在盐-PM 组合胁迫下甚至完全被抑制。令人惊讶的是,在盐-PM 组合胁迫下,Ol-1×Epi植物完全没有衰老和细胞死亡[41]。这一发现与乙烯刺激衰老和活性氧生成的研究相矛盾[46]。ABA 缺乏显著地恢复了盐胁迫下Ol-1植物被抑制的抗性且诱导Ol-1植株的衰老,这种抗性的恢复与大量H2O2的积累有关,这些结果表明,在盐-PM 组合胁迫下,ABA 可能在细胞重编程和对感病性和衰老的反应中起作用。

Ol-2 NILs在盐胁迫下表现出不变的PM 抗性[40]。Ol-2介导的PM 抗性与表皮细胞的真菌渗透位点的胼胝质沉积和H2O2积累有关。JA或ABA 途径的缺乏会抑制Ol-2介导的抗性,但在盐胁迫下可以部分恢复。组合胁迫下H2O2积累和胼胝质沉积的增加可解释在ABA 缺乏下Ol-2植物部分恢复的PM 抗性的原因。ET 的过量生产会降低Ol-2介导的抗性,这与胼胝质沉积减少有关,并且在盐胁迫下抑制作用更为严重[41]。Ol-4 NILs在盐胁迫下仍保持完全抗性,且不受JA 和ET 途径缺乏的影响[41]。这表明Ol-4(一种NBS-LRR 基因)所赋予的抗性比其他类型的抗性基因(如Ol-1或Ol-2)所赋予的抗性更稳定,但该结论仍是推测性的,没有相关的直接证据。研究表明,番茄Mi-1 基因(Ol-4 的同源物)产生的线虫抗性在土壤温度高于28℃时无效[47]。温度敏感性似乎是几种根结线虫R基因的特征,并且加热会在翻译后干扰R基因的功能[48]。因此,进一步评估Ol-4 和其他HR 诱导R基因在包括高温在内的不同胁迫情况下的稳定性将引起极大的兴趣。

综上所述,盐胁迫对Ol-1基因赋予的对PM的不完全抗性具有负面影响,但对Ol-2 和Ol-4介导的完全抗性没有影响。激素失衡可能极大地影响所研究的Ol基因赋予的PM 抗性。为了提高在白粉病和盐胁迫下的番茄抗性表现,重要的是要考虑将盐的强度、PM 抗性的类型以及将更多的抗病基因组合到一个品种中时信号传导途径的促进或拮抗作用。

图2 对病原菌攻击的植物不同层级的防卫反应

这些包括预先形成的物理屏障,以及在植物受体和病原菌分子如,病原菌相关分子模式、激发子和/或效应子之间识别后产生的两个病原菌诱导层。植物受体是受体类蛋白,受体类激酶,是由植物抗病基因和感病基因编码的蛋白。识别后,启动不同的信号级联反应,以促进局部和全身防御反应,包括细胞壁强度、质膜上的离子流变化、胞质Ca2+水平升高、细胞外活性氧产生,Ca2+-活化依赖性蛋白激酶、促分裂原激活蛋白激酶级联、病原菌相关蛋白诱导、超敏反应和一系列植物激素如SA、JA 和ET 产生。该病原菌利用某些宿主蛋白来完成其生命周期,这些蛋白由植物感病基因(S)编码。这些S基因的功能丧失突变会导致隐性抗病性产生。

4 组合胁迫下的番茄耐受性育种

上述有关番茄对盐和病原菌胁迫反应中涉及的番茄基因和信号途径的交叉对话的概述表明,在组合胁迫下实现番茄稳定抗性的育种策略设计具有极大的挑战性,应从以下三个方面考虑:

4.1 控制两类胁迫的遗传因子开发

理想的状态将数量较少且同时对非生物和生物胁迫均具有耐受性的有利等位基因聚合是在一个番茄品种中。为了鉴定此类基因,必须在组合胁迫条件下进行遗传研究。虽然组合胁迫条件下的研究较少,但结果令人鼓舞。拟南芥中一项全基因组关联研究确定了植物对生物和非生物胁迫的反应的QTLs,其中大多数QTLs对生物和非生物胁迫表现出相反的响应[49]。在番茄中,使用多毛番茄LYC4基因渗入系,该渗入系对PM 和盐胁迫均具有耐受性,鉴定出许多对PM 表现抗性的QTLs,其中只有少数与耐盐性QTLs共定位[39]。由于重叠的染色体区域相对较大,可能是不同的基因负责不同胁迫因子的耐受性。除了对影响非生物和生物胁迫耐受性的共同因子作图的遗传研究外,候选基因法是有帮助的。盐胁迫和抗病性的已知候选基因和QTLs可以定位于番茄基因组上。随后,可以应用基因组学方法[49-50]来鉴定野生番茄种质中控制生物和非生物因子耐受性的基因及其等位变体。一旦确定了遗传因子,下一步就是将这些遗传成分聚合到一个番茄品种中。当将单个胁迫因子的遗传成分聚合时,需要特别注意这些等位基因与不同胁迫因子的连锁关系以及基因功能的作用模式,如致病基因控制的耐受性相关的信号途径[39-40]。

4.2 非生物胁迫条件下生物胁迫抗性的稳定性

为了改良番茄品种的抗病性,已将控制不同病原菌的抗性基因从野生种渗入番茄栽培种中。但问题是渗入后番茄栽培种抗性在非生物胁迫条件下是否稳定。在盐胁迫下,对PM 的完全抗性没有受到影响,而Ol-1基因和多毛番茄LYC4的QTLs赋予的部分抗性受到了抑制。此外,信号途径之间的交叉对话也影响了所研究的Ol基因的稳定性[40-41]。这些结果表明,有必要了解抗性基因的特异性并理解其与相关目标栽培环境作用方式。研究发现,Ol-4基因在盐胁迫和激素失衡下表现出对PM 抗性的稳健性,Ol-4是番茄Mi-1基因的同源物,编码NBS-LRR 蛋白,说明NBSLRR 基因赋予的抗性可能是稳定的[42]。而Mi-1基因赋予的对线虫的抗性在热胁迫条件下被抑制[47]。因此,单个抗性基因的稳定性不能一概而论。此外,在田间受到危害时,R基因赋予的抗性稳定性也需要谨慎得出结论,因为它可能是由病原菌的新种或混合病原菌(主要是病毒)[51]或非生物胁迫[40]引起的。

4.3 对生物和非生物胁迫反应关键因子的巧妙聚合

非生物-病原菌组合胁迫的多种可能性以及区分抗病性或感病性的同一调节途径的定量差异,需要对基因表达调控进行精确的微调。因此,与单个胁迫相比,组合胁迫反应中早期信号的差异可能有助于重新建立信号通路并获得对组合胁迫的适应性。离子流变化的作用对于盐-病原菌的组合胁迫至关重要。盐胁迫的独特组成部分是高Na+和Cl-浓度引起的离子稳态失衡,这可能会干扰病原菌防卫反应中的早期信号传导,例如离子流的变化[52]。它还可能会因K+泄漏而影响细胞死亡[53]。诸如钙波之类的离子流的早期模式是胁迫特异性的反应特征[54]。离子流变化也是病原菌识别以激活防御反应的早期事件之一。一些离子通道似乎在盐适应和防卫反应诱导和细胞死亡的信号传导中起作用,例如CNGC(环状核苷酸门控通道)[55],钾离子可渗透通道[53]以及Na+和Cl-转运蛋白(NHX 和CLC)[56]。例如,CNGC被证明是重要的钙传导通道之一。在拟南芥中,一些CNGC 家族成员参与了耐盐性[57],而其他一些参与了对病原菌的抗性[55]。胁迫组合下离子转运蛋白和通道功能的研究可能提供有关促进或拮抗相互作用的线索,特别是考虑到这些转运蛋白家族的许多成员在盐胁迫期间参与离子稳态并有助于盐胁迫的耐受性[57]。平衡下游信号途径以实现综合的胁迫适应能力至关重要。信号途径(ABA、JA 和ET)之间的交叉对话导致盐胁迫下对PM 的抗性不稳定,增强的ABA 信号通路或增加ROS脱毒可能会负面干扰SA 信号传导和细胞死亡[58]。

Thoen等(2017)还研究了涉及激素信号通路的基因的多态性,并确定了对生物胁迫反应具有正向作用而对非生物胁迫反应具有负面作用的SNP[59]。因此,使非生物和生物胁迫耐受性基因聚合化时,使拮抗作用最小化是基础前提,并且可以通过组合某些基因的特定等位基因来平衡。此外,修饰一种因子例如RLK 或转录因子可以导致对组合胁迫的耐受性产生。一个例子是,小麦ERF1的过表达导致了对寒冷和谷物纹枯病的耐受性[60]。RLK 已成为非生物和生物胁迫信号互调的主要调节中心,实施RLKs可能限制ABA信号传导对衰老增强和防御信号减弱的影响[61]。此外,细胞分裂素操纵可能有助于对抗组合胁迫诱导的衰老并增强防卫反应[62]。对活体营养型和死体营养型病原菌的抗性涉及不同的信号传导途径[24,28]。而且非生物胁迫可能会使植物易于衰老重编程,并依赖于病原菌的生活方式不同而差异化地影响抗性反应[63]。通常,ET、JA、SA 和ABA 促进衰老,而细胞分裂素、生长素和GA 则延缓衰老[64]。重要的是要了解信号传导途径的复杂性,以便通过平衡激素信号传导来获得组合胁迫适应力。

总之,为了获得具有抗逆性的农作物,有人建议首先研究在野外发生的非生物胁迫条件下对病原菌的抗性稳定性,以发现有助于所研究抗性基因的稳定性的分子机制。其次,建议启动鉴定在野外发生的组合胁迫条件下对适应性有贡献的基因。为此,实施高通量表型,例如用于检测蒸腾的热成像和用于监测胁迫、营养缺乏和病害严重程度的荧光成像[65]以及对环境的高分辨率记录等[66]可以提供环境变量之间明确的基因型-表型关联。最后,还可以进行一组基因的有利等位基因的巧妙聚合,以实现信号传导途径的平衡,从而有助于作物在各种环境条件下的持续生长。野生物种或种质可能是抗逆性等位基因变异的理想来源,因为它们通常在边缘生境中生长和繁殖[3]。随着测序、分子标记和基因工程技术的发展,对自然变异的利用越来越多[50]。有关等位基因变异及其表型影响的信息可以作为通过靶向基因编辑[67]而产生新的可利用的等位基因的起点。