罗非鱼性别控制遗传育种研究进展

江东能，焦开智，张峻铭，彭友幸，杨空松，郑德锋，郭向召，石红娟，李广丽

罗非鱼性别控制遗传育种研究进展

江东能1，焦开智1，张峻铭1，彭友幸1，杨空松2，郑德锋2，郭向召2，石红娟1，李广丽1

（1.广东海洋大学水产学院 / 广东省名特优鱼类生殖调控与繁育工程技术研究中心，广东 湛江 524088；2.广东海大集团股份有限公司畜牧水产研究中心，广东 广州 511400）

罗非鱼全雄养殖可有效控制繁殖、提高养殖效率，遗传全雄罗非鱼（Genetically male tilapia, GMT）技术是性别控制的高效手段，但GMT技术培育的鱼苗雄性率不稳定。基因组学和基因编辑等技术已广泛应用于罗非鱼研究，极大地促进了罗非鱼性别决定与分化基础理论研究。分析导致XY个体性别逆转的可能因素，提出将来GMT技术研究的关键问题，探讨现代基因编辑技术在罗非鱼性别控制育种中可能应用。

遗传全雄罗非鱼；性别控制；性别决定；基因编辑

1 罗非鱼性别控制技术发展概况

罗非鱼主要有罗非鱼属（）、口孵非鲫属（）和帚齿非鲫属（），有生长快、抗逆性强、肌间刺少、易于繁殖等优点，是世界上最重要暖水性养殖鱼类[1-2]。我国是罗非鱼最大生产、出口国[3]。目前世界主要养殖罗非鱼为尼罗罗非鱼（），莫桑比克罗非鱼（）、红罗非鱼（spp.）、尼罗罗非鱼×奥利亚罗非鱼（）杂交后代也占一定养殖比例[4]。口孵非鲫属鱼类雌鱼有口腔孵化鱼卵和保护仔鱼习性，影响产卵雌鱼生长，导致收获期个体规格不齐，养殖效益低。罗非鱼雄鱼比雌鱼生长快，全雄或高雄性率养殖还可克服雌雄混养的过度繁殖问题。因此，全雄或高雄性率苗种养殖是罗非鱼产业需求[5]。目前，主要通过鱼苗饲料中添加雄激素（主要为17-甲基睾酮）诱导培育全雄鱼苗，该法操作简单，雄性率可达98%[5-6]。但在欧盟成员国和美国，养殖鱼类投喂激素不合法[7]。投喂激素有潜在的环境威胁，可能存在水体污染和食品安全等公共健康隐患。因此，亟需建立环境友好型罗非鱼性别控制方法。尼罗罗非鱼有XY性别决定系统，奥利亚罗非鱼有ZW性别决定系统。ZZ奥利亚罗非鱼雄鱼和XX尼罗罗非鱼杂交可产生全雄/高雄后代，杂种后代有杂交优势。但该法对亲本纯度要求高，亲本不纯会导致后代雄性率高低不一[8]。通过雌激素诱导XY个体性别逆转，再与正常XY雄鱼交配，获得YY超雄鱼与正常XX雌鱼交配可获得全雄子代。用YY超雄鱼培育全雄后代的技术，国内最早称作三系配套途径产生遗传全雄罗非鱼技术，国外称遗传全雄罗非鱼技术（Genetically male tilapia, GMT）[5,9]。传统GMT技术需要通过测交筛选XY伪雌鱼和YY超雄鱼，费时费力。通过开发性别连锁的DNA分子标记，将GMT技术与分子标记辅助选育（Marker assistance selection, MAS）结合，可快速建立GMT技术，称作分子标记辅助选育-遗传全雄罗非鱼技术（MAS-GMT）[10]。目前，GMT技术尚未大规模推广应用，主要由于罗非鱼性别决定系统复杂，且影响罗非鱼性别的遗传因素较多。笔者综述GMT技术最新进展和存在问题，提出解决GMT技术瓶颈的研究方向，展望基因编辑技术在罗非鱼性别控制育种应用可行性，为罗非鱼性别控制育种提供参考。

2 主要养殖罗非鱼性别决定类型

早期主要通过种间杂交、雌核发育、激素诱导性别逆转和细胞核型分析等方式确定罗非鱼性别决定类型[11-13]。随着DNA分子标记技术的发展，主要通过性别连锁分子标记确定鱼类性别决定类型，包括尼罗罗非鱼[14-15]。目前，尼罗罗非鱼有一雄性性别决定基因——XY性别决定系统。仅较少的尼罗罗非群体性染色体位于LG1[16-19]，而大部分尼罗罗非鱼群体性染色体位于LG23[10,20-28]，可能是群体差异导致（表1）。罗非鱼性别除受主效遗传因子决定外，也受温度[29-30]等环境因素影响。4日龄尼罗罗非鱼幼苗在水温25℃升至35℃条件下养殖1周，雄性率从52.5%升至75.9%[31]。这种影响还与遗传相关，通过选育，部分家系高温处理后雄性率可提高到80%以上[32]。学界尝试定位尼罗罗非鱼温度敏感的数量性状位点（QTL），但尚未成功[33]。与尼罗罗非鱼相比，奥利亚罗非鱼、莫桑比克罗非鱼和红罗非鱼性别决定类型研究相对较少，但有开发性别连锁标记的报道，还有在杂交罗非鱼开发性别连锁分子标记的报道[34-41]。奥利亚罗非鱼雄性性别决定位点位于LG1，莫桑比克罗非鱼雄性性别决定位点位于LG1或LG14，其雌性决定位点位于LG3；红罗非鱼雄性位点位于LG22（曾称LG23）[40]（表1）。谭德阶[41]基于奥利亚罗非鱼和尼罗罗非鱼基因组序列差异，开发了大量LG1的SCAR标记，证明奥利亚雄鱼和尼罗罗非鱼雌鱼杂交后代雄性性别与LG1连锁，这些标记同样适用于台湾红罗非鱼雄鱼和尼罗罗非鱼雌鱼的杂交后代，表明不同罗非鱼LG1的雄性性别决定位点可能相同[41]。

口孵非鲫属几种鱼可种间杂交，且杂交后代可育，通过杂交实验可判断不同性染色体性别控制能力强弱。有ZW性别决定系统的奥利亚罗非鱼和有XY性别决定系统的尼罗罗非鱼的杂交F1性别显示，几条性染色体性别控制能力强弱顺序为：Y >W >Z > X[42]。日本品系尼罗罗非鱼与奥利亚罗非鱼杂交结果显示，尼罗罗非鱼LG23 Y染色体的雄性位点上位于奥利亚罗非鱼LG3 W染色体雌性位点[42]。而有研究发现，奥利亚罗非鱼W染色体的雌性位点上位于尼罗罗非鱼Y染色体雄性位点，推测这样的尼罗罗非鱼性染色体可能为LG1 Y。研究已表明，尼罗罗非鱼LG1 Y的性别控制能力弱于LG23 Y[42]。奥利亚罗非鱼ZZ雄鱼与尼罗罗非鱼XX杂交F1，表示为“ZX”雄鱼，它与尼罗罗非鱼XX个体回交，能产生约1∶1的性比后代，且雄性性别与LG1连锁，证明奥利亚罗非鱼雄性性别决定位点位于LG1[41]。谭德阶[41]通过杂交和性别连锁的分子标记分析，总结出尼罗罗非鱼和奥利亚罗非鱼性染色体的性别控制能力强弱顺序为：LG23 Y > LG3 W > LG1 Z > LG23 X。但如果奥利亚罗非鱼的雄性位点位于LG1，而不是LG3，那么用“ZX”表示奥利亚罗非鱼和尼罗罗非鱼杂交后代值得商榷，“LG1 Z>LG23 X”的表述也不够准确，因为通常“Z”代表LG3 Z染色体，而“ZX”杂交为雄性的原因却是LG1雄性位点的作用，用“Z”表示该雄性位点不合理。笔者建议奥利亚罗非鱼LG1雄性位点暂用LG1M（M表示雄性性别决定位点）表示，而尼罗罗非鱼相应等位基因表示为LG1m（m表示非雄性性别决定位点）。奥利亚罗非鱼雄性位点为纯合LG1MM，雄鱼为LG1MMZZ，雌鱼为LG1MMZW，LG1M下位于LG3 W，“ZX”杂交罗非鱼基因型为LG1Mm。两种罗非鱼染色体性别控制能力强弱顺序可表示为，LG23 Y >LG3 W > LG1M> LG1m或LG23 X。

表1 不同罗非鱼性别连锁分子标记

性别连锁分子标记是建立MAS-GMT技术的重要基础，也是定位性别决定基因的基础。性别决定基因与性别紧密连锁，多种罗非鱼LG1存在一雄性性别决定基因，但目前该基因仍未被克隆。定位分析显示，不同罗非鱼LG1上面的性别决定区域存在重叠，尼罗罗非鱼、莫桑比克罗非鱼和红罗非鱼LG1 Y染色体性别决定基因和奥利亚罗非鱼LG1M可能是相同或相似基因。不同物种LG1雄性性别决定基因间的异同尚待解析。学界首先在日本品系尼罗罗非鱼图位克隆了LG23上的性别决定基因(anti-Müllerian hormone gene on the Y chromosome)。是常染色体基因串接复制而成，Y染色体座位存在两个截短的△和正常的。进一步研究发现，XY个体单独敲除△不导致性别逆转，单独敲除或同时敲除和△导致性别逆转；另一方面，胚胎转基因注射含有的Fosmid质粒或巨细胞病毒（Cytomegalovirus，CMV）启动子驱动过表达的质粒均可导致XX个体性别逆转，从获得功能和失去功能两方面均表明是尼罗罗非鱼的性别决定基因[43]。Li等[43]发现，的一个错义SNP（C/T）导致编码的丝氨酸突变为亮氨酸，推测该SNP可能与的雄性性别决定功能有关[43]。跟踪研究表明，串接复制的广泛存在于尼罗罗非鱼的养殖品系和天然群体，且在这些群体都与雄性性别连锁[27-28,44]。某些尼罗罗非鱼群体虽与雄性性别连锁，但上述错义SNP (C/T) 并不存在，表明该SNP不是成为雄性性别决定基因的根本原因[44]。最近发现，Amhy可通过下游Amhr2/Smad信号通路抑制雌激素合成关键酶芳香化酶编码基因的表达雌激素合成受阻，导致性腺向精巢分化[45]。比较基因组发现，尼罗罗非鱼LG23性别决定基因起始于基因，终止于基因，基因在二者之间，复制区域横跨21 kb[28]。尼罗罗非鱼、奥利亚罗非鱼和莫桑比克罗非鱼LG3是其最长染色体，分子标记显示，奥利亚罗非鱼、莫桑比克罗非鱼的雌性性别决定区间均位于LG3，基因组测序组装分析发现，LG3富含重复序列，大大增加了鉴定W染色体性别决定基因的难度[46-47]。在奥利亚罗非鱼LG3 W染色体性别决定区间发现，和基因与雌性性别紧密连锁，和均存在W特异拷贝，基因在ZW个体卵巢表达水平显著高于ZZ个体精巢，可能是其W染色体性别决定候选基因，但目前还缺乏功能研究证据[47]。最近研究[48]表明，附近的与奥利亚罗非鱼、和性别连锁，在5日龄奥利亚罗非鱼ZW个体性腺表达，而在ZZ个体性腺不表达，是这几种鱼类W染色体性别决定候选基因[48]。鱼类是脊椎动物最大类群，鱼类性别决定系统较哺乳类、鸟类复杂多变，性染色体常转换，罗非鱼类是研究性染色体进化的理想类群；因此，罗非鱼性别决定类型和机制研究，既是水产养殖性别控制的理论基础，也是基础生物学关注的热点问题[49-50]。

3 罗非鱼遗传性别控制现状及问题

3.1 罗非鱼遗传性别控制现状

早期GMT技术依赖传统测交鉴定基因型，测交工作繁琐，费时费力，难以获得足够数量的YY超雄鱼亲本，除非获得YY雌鱼，并与YY雄鱼交配，如YY雌鱼能正常繁殖，可建立YY维持系，大量繁殖YY亲本；但前期大量测交工作仍不可避免。在开发性别特异分子标记的基础上，人们建立了MAS-GMT技术，通过广泛实践，可大大降低GMT工作量，且可在3代后培育出全雄后代[10]，缩短了育种年限。目前，LG1上雄性性别决定基因尚未克隆，其连锁分子标记不适用于所有群体建立MAS-GMT技术，限制了其应用。再者，尼罗罗非鱼LG1雄性位点的性别控制能力可能弱于奥利亚罗非鱼LG3雌性位点W，如尼罗罗非鱼群体渐渗了奥利亚罗非鱼的基因，则不能保证LG1 Y有效控制子代性别。MAS-GMT主要利用LG23上的雄性性别决定基因进行罗非鱼性别控制性别。无论是传统GMT，还是MAS-GMT，雄性率均不稳定（表2）[5,9-10,21,23,26,51-58]。传统GMT雄性率不高，可认为是亲本测交鉴定的基因型不准确导致。虽然MAS-GMT可准确鉴定亲本基因型，但已证实不同的尼罗罗非鱼群体存在含的XY雌性个体，且有的家系这种XY雌性个体的比例较高（接近50%），但当前仅通过特异分子标记证明存在含有的XY雌鱼，将来还需通过全基因组测序，确定是否存在含有和△的XY雌鱼，探究是否存在某种影响功能的突变。此外，还需探究会影响XY个体性别表型的其他因素，XY个体雄性率不稳定是限制MAS-GMT技术推广应用的瓶颈之一[59]。目前，商业养殖品种，利用LG23进行性别控制的效果不佳，如子代雄性率低于97%则不宜推广。如何在商业品系保障高雄性率是目前GMT技术首先需解决的关键问题。在日本品系尼罗罗非鱼，由于该群体是实验室封闭群体，其YY鱼与XX个体繁殖后代雄性率高且稳定，可能与该群体遗传纯度高有关。因此，可在遗传纯度高，且能高效控制性别的尼罗罗非鱼群体建立GMT技术。

3.2 罗非鱼遗传性别控制关键问题：雄性率不稳定

不论是传统的GMT技术，还是MAS-GMT均面临雄性率不稳定的问题。表2可见，虽然LG23的是目前克隆的罗非鱼雄性较强的性别决定基因，但养殖群体大量存在XY雌鱼的现象[59]。目前尚不清楚LG23 XY雌鱼存在的原因。可能的原因有三：首先，性别决定基因存在减弱其雄性决定效能的突变。第二，存在雌性性别决定位点上位于含的LG23 Y，这些位点可能来自其他罗非鱼，如奥利亚罗非鱼LG3 W染色体雌性性别决定基因，虽然目前杂交实验表明含的LG23 Y上位于奥利亚罗非鱼LG3 W，但仍然不清楚LG3 W雌性性别决定位点纯合后能否上位于，不清楚LG3 W是否对于LG23 Y有隐性上位效应。当然，也不排除罗非鱼群体还存在其他的雌性性别决定位点能降低性别决定的能力[42,60]。第三，罗非鱼品种混杂可能导致性别控制能力减弱，尼罗罗非鱼可能需要尼罗罗非鱼其他基因的协助，杂交导致尼罗罗非鱼某些关键协助基因丢失，从导致雄性性别决定能力的降低。在日本群体尼罗罗非鱼和奥利亚罗非鱼杂交F1后代中，“WY”个体全雄[42]。由于日本群体遗传纯度高，因此杂交F1有一半基因来自尼罗罗非鱼，它们可很好地协助决定雄性性别，而在杂交F2中，由于基因位点分离、重组、交换和突变等因素影响，不能保证所有个体均有一套来自尼罗罗非鱼的完整基因，失去来自尼罗罗非鱼某些关键基因的协助，可能不能很好地控制性别，后代可能会出现含有雌鱼。是转化生长因子-β(Transforming growth factor β，TGF-) 基因家族成员，需与其特异的I和II型受体结合，方可启动下游信号通路[61-62]。尼罗罗非鱼与其他罗非鱼Amhy/Amh下游受体序列可能存在物种差异，导致Amhy和不同物种受体之间亲和力出现差异，这些受体变异可能导致它们不能很好地介导Amhy信号通路。在哺乳动物，Amhr2是Amh特异的II型受体[63]。在尼罗罗非鱼，突变导致XY个体由雄向雌的性逆转，表明Amhr2也可能是Amhy/Amh的II型受体，但目前尚缺乏配体受体结合实验数据支持[43]。有些鱼类（如斑马鱼）却仅有，在基因组中已丢失[64]。通过基因编辑技术，遗传分析表明斑马鱼Bmpr2a可能是Amh的II型受体[65]。目前，罗非鱼Amhy/Amh的I型和II型受体尚待鉴定。在生产上，罗非鱼种间杂交易导致品种混杂。有的罗非鱼苗种场为节省养殖空间，将尼罗罗非鱼和奥利亚罗非鱼混养，虽然两者间形态易于区分，但养殖人员可能会操作失误，两者杂交后代外观与亲本不易区分，易造成品种混杂。罗非鱼种质需严格管理，在GMT技术建立过程中，需建立严格的种质管控体系，避免品种混杂导致XY个体性别逆转。解析在不同遗传背景罗非鱼中性别控制能力是未来研究的重要问题。

表2 遗传雄性罗非鱼技术应用现状

4 罗非鱼遗传性别控制技术未来研究方向

4.1 鉴定罗非鱼LG1和LG3上的性别决定基因

针对前述的存在LG23XY雌鱼的前两种可能原因——突变和其他雌性性别决定位点的干扰，可采取如下策略应对：首先，开发LG1和LG3性别特异分子标记，图位克隆前述的性别决定基因。利用LG1雄性性别决定位点，让其与位点一起控制子代性别，即培育同时有LG1 Y和LG23 Y雄性基因的超雄罗非鱼作为亲本，可表示为LG1 YY; LG23 YY，以更充分保障子代雄性率，避免发生突变时导致XY个体性别逆转的情况。第二，在性别控制亲本群体通过分子标记移除含有LG3雌性性别决定位点的个体，避免雌性位点对和LG1雄性性别控制能力的干扰。当然，养殖群体干扰性别控制能力的雌性位点不一定来自LG3 W染色体，还可能来自其他雌性性别决定位点，这需进一步进行基因定位克隆和功能验证。针对存在含的XY雌鱼的第3种解释——杂交导致缺乏来自尼罗罗非鱼某些协助控制性别的关键基因，需尽量使用尼罗罗非鱼纯系开展性别控制。还可通过选育，选择控制性别能力强的家系，类似于通过选育提高奥利亚罗非鱼和尼罗罗非鱼杂交后代雄性率[66]。含的XY个体性别逆转为雌鱼还可能是以上因素综合作用的结果，不同罗非鱼群体出现XY雌鱼的原因可能不同。鉴于此，需分析不同罗非鱼群体XY雌鱼，解析XY雌鱼产生机制，为完善GMT技术提供基础。

4.2 建立YY维持系

为省去分子标记大量筛选鉴定YY鱼的步骤，可建立YY维持系，即将YY超雄鱼用雌性激素转化成雌鱼，YY雌鱼与YY超雄鱼交配，生产大量YY超雄鱼，大部分用于生产XY全雄鱼，少量用于继续生产YY超雄鱼，如此循环下去，可长期保障稳定生产大量YY鱼。YY尼罗罗非鱼诱导雌性化难度较大，要求雌激素处理浓度更高、处理时间更长，而高强度的雌激素处理会影响育性[60]。最近，柳兴永[67]指出，通过调整雌激素诱导条件可培育出可育的YY雌鱼，建立YY维持系，实现YY雄鱼规模化生产。YY雌鱼诱导处理仍较复杂，还需进一步解析YY超雄鱼诱导难的机理，提高YY雌鱼繁殖能力，建立稳定YY维持系。

4.3 在罗非鱼性别控制中应用基因编辑技术

已在多种养殖鱼类建立基因编辑技术，标志养殖鱼类研究进入功能基因时代，尼罗罗非鱼中也已建立TALENs和CRISPR/CAS9基因编辑技术[68-70]。目前，Li等[68]已利用基因编辑技术研究30余尼罗罗非鱼生殖相关基因的功能，他们的养殖鱼类基因功能研究处于国际领先水平。基因编辑技术不仅可研究基因功能，还可按照既定设计进行品种改良，用于生物精准育种。斑点叉尾鮰（）和团头鲂（）在敲除肌肉生长抑制基因后，生长加快、个体变大[71-72]，为应用基因编辑技术改良水产动物生长性能提供了参考。尼罗罗非鱼多个基因敲除可导致性别逆转，如敲除、导致由雄向雌的性别逆转，敲除、导致由雌向雄的性别逆转[73-76]。因此，通过基因编辑可控制罗非鱼性别，并可与GMT技术结合应用。如鲤（L.）敲除后，获得-/-的XX伪雄鱼，将其与正常XX雌鱼交配，可以获得全雌+/-鲤鱼，建立了一种无需任何激素诱导处理的性别控制技术[77]；青鳉（）纯合突变导致XX个体体性别逆转为雄性，且能产生精子细胞，XX-/-雄鱼理论上可与野生型雌鱼（XX+/+）交配产生雌性杂合后代[78]。此外，罗非鱼性别控制关键问题是控制雌鱼过度繁殖，可利用基因编辑技术敲除一些卵巢发育和育性相关基因，从而使雌鱼不育或繁殖时间推迟，这样即使GMT未能获得全雄后代，性别逆转的XY雌鱼因为缺乏某些育性相关基因而表现为不育，从而避免过度繁殖。目前，基因敲除技术证明，影响雌性尼罗罗非鱼育性的基因有、、、和等[79-83]。最近，王德寿教授团队还通过编辑体色相关基因，获得不同体色的尼罗罗非鱼，如将体色基因编辑与GMT技术结合，可培育消费者喜爱体色的全雄罗非鱼[84]。基因编辑技术可按照人们的设计改变鱼类性状，将来在罗非鱼育种中有广阔的应用前景。

综上，GMT技术是一项有发展潜力的罗非鱼遗传性别控制育种技术，40多a来，学界在性别连锁标记开发、性别决定基因克隆等方面取得不少阶段性成果。罗非鱼性别决定机制复杂，GMT技术培育的鱼苗雄性率不稳定，制约了GMT技术推广应用。笔者分析了导致XY个体性别逆转的可能因素，提出了将来GMT技术研究的关键问题，探讨了现代基因编辑技术在罗非鱼性别控制育种中可能的应用。我国是罗非鱼养殖大国，大量罗非鱼苗种依赖激素处理，需通过技术革新，建立绿色高效的性控方法。攻克罗非鱼性别控制育种的技术难题，还可为其他水产动物性别控制育种提供参考。

西南大学王德寿教授详细审阅本文，谨致谢忱。

[1] FAO.Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO).Cultured aquatic species information programme,(Linnaeus, 1758) [EB/OL].(2006-05-19) [2021-10-10].http://www.fao.org/ fishery/culturedspecies/Oreochromis_niloticus/en.

[2] FAO.Food and Agriculture Organization of the United Nations (FAO).The state of world fisheries and aquaculture 2020.Sustainability in action[EB/OL].[2021-10-10].https://doi.org/10.4060/ca9229zh.

[3] 代云云, 袁永明, 袁媛, 等.中国罗非鱼产业供求分析[J].中国农学通报, 2021, 37(7): 144-149.

[4] YÁÑEZ J M, JOSHI R, YOSHIDA G M.Genomics to accelerate genetic improvement in tilapia[J].Animal Genetics, 2020, 51(5): 658-674.

[5] MAIR G C, ABUCAY J S, BEARDMORE J A, et al.Growth performance trials of genetically male tilapia (GMT) derived from YY-males inL.: on station comparisons with mixed sex and sex reversed male populations[J].Aquaculture, 1995, 137(1/2/3/4): 313-323.

[6] SINGH A K.Introduction of modern endocrine techniques for the production of monosex population of fishes[J].General and Comparative Endocrinology, 2013, 181: 146-155.

[7] MEGBOWON I, MOJEKWU T O.Tilapia sex reversal using methyl testosterone (MT) and its effect on fish, man and environment[J].Biotechnology(Faisalabad), 2014, 13(5): 213-216.

[8] LOZANO C A, GJERDE B, ØDEGÅRD J, et al.Heritability estimates for male proportion in hybrids between Nile tilapia females () and blue tilapia males ()[J].Aquaculture, 2014, 430: 66-73.

[9] 杨永铨, 张中英, 林克宏, 等.应用三系配套途径产生遗传上全雄莫桑比克罗非鱼[J].遗传学报, 1980, 7(3): 241-246.

[10] SUN Y L, JIANG D N, ZENG S, et al.Screening and characterization of sex-linked DNA markers and marker-assisted selection in the Nile tilapia ()[J].Aquaculture, 2014, 433: 19-27.

[11] AVTALION R R, DON J.Sex-determining genes in tilapia: a model of genetic recombination emerging from sex ratio results of three generations of diploid gynogenetic[J].Journal of Fish Biology, 1990, 37(1): 167-173.

[12] MAIR G C, SCOTT A G, PENMAN D J, et al.Sex determination in the genus1.Sex reversal, gynogenesis and triploidy in(L.) [J].Theoretical and Applied Genetics, 1991, 82(2): 144-152.

[13] HARVEY S C, BOONPHAKDEE C, CAMPOS-RAMOS R, et al.Analysis of repetitive DNA sequences in the sex chromosomes of[J].Cytogenetic and Genome Research, 2003, 101(3/4): 314-319.

[14] 梅洁, 桂建芳.鱼类性别异形和性别决定的遗传基础及其生物技术操控[J].中国科学: 生命科学, 2014, 44(12): 1198-1212.

[15] BARDAKCI F.The use of random amplified polymorphic DNA (RAPD) markers in sex discrimination in Nile Tilapia,(Pisces: Cichlidae)[J].Turkish Journal of Biology, 2000, 24(2):169-176.

[16] LEE B Y, PENMAN D J, KOCHER T D.Identification of a sex-determining region in Nile tilapia () using bulked segregant analysis[J].Animal Genetics, 2003, 34(5): 379-383.

[17] LEE B Y, COUTANCEAU J P, OZOUF-COSTAZ C, et al.Genetic and physical mapping of sex-linked AFLP markers in Nile tilapia ()[J].Marine Biotechnology (New York), 2011, 13(3): 557-562.

[18] EZAZ M T, HARVEY S C, BOONPHAKDEE C, et al.Isolation and physical mapping of sex-linked AFLP markers in Nile tilapia (L.)[J].Marine Biotechnology (New York), 2004, 6(5): 435-445.

[19] PALAIOKOSTAS C, BEKAERT M, KHAN M G Q, et al.Mapping and validation of the major sex-determining region in Nile tilapia (L.) using RAD sequencing[J].PLoS One, 2013, 8(7): e68389.

[20] ESHEL O, SHIRAK A, WELLER J I, et al.Fine-mapping of a locus on linkage group 23 for sex determination in Nile tilapia ()[J].Animal Genetics, 2011, 42(2): 222-224.

[21] ESHEL O, SHIRAK A, WELLER J I, et al.Linkage and physical mapping of sex region on LG23 of Nile tilapia ()[J].G3 Genes|Genomes|Genetics, 2012, 2(1): 35-42.

[22] ESHEL O, SHIRAK A, DOR L, et al.Identification of male-specific amh duplication, sexually differentially expressed genes and microRNAs at early embryonic development of Nile tilapia ()[J].BMC Genomics, 2014, 15(1): 774.

[23] CHEN C H, LI B J, GU X H, et al.Marker-assisted selection of YY supermales from a genetically improved farmed tilapia-derived strain[J].Zoological Research, 2019, 40(2): 108-112.

[24] CÁCERES G, LÓPEZ M E, CÁDIZ M I, et al.Fine mapping using whole-genome sequencing confirms anti-müllerian hormone as a major gene for sex determination in farmed Nile tilapia (L.)[J].G3Genes|Genomes|Genetics,2019,9(10): 3213-3223.

[25] TASLIMA K, WEHNER S, TAGGART J B, et al.Sex determination in the GIFT strain of tilapia is controlled by a locus in linkage group 23[J].BMC Genetics, 2020, 21(1): 49.

[26] SULTANA N, KHAN M G Q, HOSSAIN M A R, et al.Allelic segregation of sex-linked microsatellite markers in Nile tilapia () and validation of inheritance in YY population[J].Aquaculture Research, 2020, 51(5): 1923-1932.

[27] SISSAO R, D'COTTA H, BAROILLER J F, et al.Mismatches between the genetic and phenotypic sex in the wild Kou population of Nile tilapia[J].PeerJ, 2019, 7: e7709.

[28] TRIAY C, CONTE M A, BAROILLER J F, et al.Structure and sequence of the sex determining locus in two wild populations of Nile tilapia[J].Genes, 2020, 11(9): 1017.

[29] BAROILLER J F, D'COTTA H, BEZAULT E, et al.Tilapia sex determination: where temperature and genetics meet[J].Comparative Biochemistry and Physiology Part A: Molecular & Integrative Physiology, 2009, 153(1): 30-38.

[30] ZHAO Y, CHEN H J, WANG Y Y, et al.Gonad development examination of high-temperature-treated genetically female Nile tilapia[J].Aquaculture, 2020, 515: 734535.

[31] KHATER E S G, ALI S A, MOHAMED W E.Effect of water temperature on masculinization and growth of Nile tilapia fish[J].Journal of Aquaculture Research & Development, 2017, 8(9): 507.

[32] WESSELS S, HÖRSTGEN-SCHWARK G.Selection experiments to increase the proportion of males in Nile tilapia () by means of temperature treatment[J].Aquaculture, 2007, 272: S80-S87.

[33] LÜHMANN L M, KNORR C, HÖRSTGEN-SCHWARK G, et al.First evidence for family-specific QTL for tempe- rature-dependent sex reversal in Nile tilapia ()[J].Sexual Development, 2012, 6(5): 247-256.

[34] LEE B Y, HULATA G, KOCHER T D.Two unlinked loci controlling the sex of blue tilapia ()[J].Heredity, 2004, 92(6): 543-549.

[35] WU X, ZHAO L, FAN Z, et al.Screening and characterization of sex-linked DNA markers and marker-assisted selection in blue tilapia ()[J].Aquaculture, 2021, 530: 735934.https://doi.org/10.1016/j.aquaculture.2020.735934

[36] CNAANI A, LEE B Y, ZILBERMAN N, et al.Genetics of sex determination in tilapiine species[J].Sexual Development, 2008, 2(1): 43-54.

[37] GAMMERDINGER W J, CONTE M A, SANDKAM B A, et al.Characterization of sex chromosomes in three deeply diverged species of Pseudocrenilabrinae (Teleostei: Cichlidae)[J].Hydrobiologia, 2019, 832(1): 397-408.

[38] TAO W J, CAO J M, XIAO H S, et al.A chromosome-level genome assembly of Mozambique tilapia () reveals the structure of sex determining regions[J].Frontiers in Genetics, 2021, 12: 796211.https://doi.org/10.3389/fgene.2021.796211

[39] LEE B Y, LEE W J, STREELMAN J T, et al.A second-generation genetic linkage map of tilapia (spp.)[J].Genetics, 2005, 170(1): 237-244.

[40] LIU F, SUN F, LI J, et al.A microsatellite-based linkage map of salt tolerant tilapia (×spp.) and mapping of sex-determining loci[J].BMC Genomics, 2013, 14: 58.

[41] 谭德阶.罗非鱼近缘种杂交系的建立及其性别连锁分子标记的筛选[D].重庆: 西南大学, 2018.

[42] CHEN J L, FAN Z, TAN D J, et al.A review of genetic advances related to sex control and manipulation in tilapia[J].Journal of the World Aquaculture Society, 2018, 49(2): 277-291.

[43] LI M H, SUN Y L, ZHAO J E, et al.A tandem duplicate of anti-Müllerian hormone with a missense SNP on the Y chromosome is essential for male sex determination in Nile tilapia,[J].PLoS Genetics, 2015, 11(11): e1005678.

[44] CURZON A Y, SHIRAK A, DOR L, et al.A duplication of the Anti-Müllerian hormone gene is associated with genetic sex determination of differentstrains[J].Heredity, 2020, 125(5): 317-327.

[45] LIU X, DAI S, WU J, et al..Roles of anti-Müllerian hormone and its duplicates in sex determination and germ cell proliferation of Nile tilapia.Genetics, 2021, iyab237.https://doi.org/10.1093/genetics/iyab237

[46] CONTE M A, CLARK F E, ROBERTS R B, et al.Origin of a giant sex chromosome[J].Molecular Biology and Evolution, 2021, 38(4): 1554-1569.

[47] TAO W J, XU L H, ZHAO L, et al.High-quality chromosome-level genomes of two tilapia species reveal their evolution of repeat sequences and sex chromosomes[J].Molecular Ecology Resources, 2021, 21(2): 543-560.

[48] CURZON A Y, SHIRAK A, BENET-PERLBERG A, et al.Gene variant of barrier to autointegration factor 2 (Banf2w) is concordant with female determination in cichlids[J].International Journal of Molecular Sciences, 2021, 22(13): 7073.

[49] BACHTROG D, MANK J E, PEICHEL C L, et al.Sex determination: why so many ways of doing it? [J].PLoS Biology, 2014, 12(7): e1001899.

[50] TAO W J, CONTE M A, WANG D S, et al.Network architecture and sex chromosome turnovers: do epistatic interactions shape patterns of sex chromosome replacement? [J].BioEssays: News and Reviews in Molecular, Cellular and Developmental Biology, 2020, 43(3): e2000161.

[51] MAIR G C, ABUCAY J S, ABELLA T A, et al.Genetic manipulation of sex ratio for the large-scale production of all-male tilapia[J].Canadian Journal of Fisheries and Aquatic Sciences, 1997, 54(2): 396-404.

[52] EZAZ M T, MYERS J M, POWELL S F, et al.Sex ratios in the progeny of androgenetic and gynogenetic YY male Nile tilapia,L[J].Aquaculture, 2004, 232(1/2/3/4): 205-214.

[53] GENNOTTE V, MAFWILA KINKELA P, ULYSSE B, et al.Brief exposure of embryos to steroids or aromatase inhibitor induces sex reversal in Nile tilapia ()[J].Journal of Experimental Zoology Part A: Ecological Genetics and Physiology, 2015, 323(1): 31-38.

[54] 陳榮華, 蔡添財, 劉富光.超雄性 (YY) 尼羅吳郭魚之選育及單雄性魚苗量產的應用[J].水產研究, 2013, 21(2): 69-82.

[55] 杨永铨, 张海明, 陈远生, 等.尼罗罗非鱼新品种“鹭雄1号”的制种研究[J].淡水渔业, 2013, 43(2): 92-95.

[56] 罗非鱼“粤闽1号”[J].中国水产, 2021(4): 92-96.

[57] SALIRROSAS D, LEON J, ARQUEROS-AVALOS M, et al.YY super males have better spermatic quality than XY males in red tilapia[J].Scientia Agropecuaria, 2017, 8(4): 349-355.

[58] 江东能, 彭友幸, 黄远青, 等.基于天然XY雌鱼培育YY超雄尼罗罗非鱼的新方法[J].水产学报, 2020, 44(11): 1862-1872.

[59] JIANG D N, KUANG Z Y, YANG K S, et al.Polymorphism in a sex-linked DNA marker located on LG23 in Hainan strain of Nile tilapia ()[J].Journal of the World Aquaculture Society, 2022, 53(1): 205-223.

[60] 江东能.Gsdf和Wt1在罗非鱼性别分化和性腺发育中的功能研究[D].重庆: 西南大学, 2016.

[61] ZHENG S Q, LONG J, LIU Z L, et al.Identification and evolution of TGF-β signaling pathway members in twenty-four animal species and expression in tilapia[J].International Journal of Molecular Sciences, 2018, 19(4): 1154.

[62] 龙娟, 郑树清, 王晓双, 等.TGF-β信号通路在鱼类性别决定与分化中的作用[J].水产学报, 2020, 44(1): 166-177.

[63] JOSSO N, DI CLEMENTE N, GOUÉDARD L.Anti-Müllerian hormone and its receptors[J].Molecular and Cellular Endocrinology, 2001, 179(1/2): 25-32.

[64] YAN Y L, BATZEL P, TITUS T, et al.A hormone that lost its receptor: anti-müllerian hormone (AMH) in zebrafish gonad development and sex determination[J].Genetics, 2019, 213(2): 529-553.

[65] ZHANG Z W, WU K, REN Z Q, et al.Genetic evidence for Amh modulation of gonadotropin actions to control gonadal homeostasis and gametogenesis in zebrafish and its noncanonical signaling through Bmpr2a receptor[J].Development (Cambridge, England), 2020, 147(22): dev189811.

[66] CURZON A Y, SHIRAK A, ZAK T, et al.All-male production by marker-assisted selection for sex determining loci of admixedandstocks[J].Animal Genetics, 2021, 52(3): 361-364.

[67] 柳兴永.Amh/Amhy在罗非鱼生殖中的功能研究与可育YY伪雌鱼的培育[D].重庆: 西南大学, 2020.

[68] LI M H, DAI S F, LIU X Y, et al.A detailed procedure for CRISPR/Cas9-mediated gene editing in tilapia[J].Hydrobiologia, 2021, 848(16): 3865-3881..

[69] LI M H, YANG H H, LI M R, et al.Antagonistic roles of Dmrt1 and Foxl2 in sex differentiation via estrogen production in tilapia as demonstrated by TALENs[J].Endocrinology, 2013, 154(12): 4814-4825.

[70] LI M H, YANG H H, ZHAO J E, et al.Efficient and heritable gene targeting in tilapia by CRISPR/Cas9[J].Genetics, 2014, 197(2): 591-599.

[71] KHALIL K, ELAYAT M, KHALIFA E, et al.Generation of myostatin gene-edited channel catfish () via zygote injection of CRISPR/Cas9 system[J].Scientific Reports, 2017, 7: 7301.

[72] SUN Y, ZHENG G D, NISSA M, et al.Disruption ofandgene through CRISPR/Cas9 leads to elevated muscle mass in blunt snout bream ()[J].Aquaculture, 2020, 528: 735597.

[73] JIANG D N, YANG H H, LI M H, et al.Gsdf is a downstream gene ofthat functions in the male sex determination pathway of the Nile tilapia[J].Molecular Reproduction and Development, 2016, 83(6): 497-508.

[74] ZHANG X B, LI M R, MA H, et al.Mutation of foxl2 or cyp19a1a results in female to male sex reversal in XX Nile tilapia[J].Endocrinology, 2017, 158(8): 2634-2647.

[75] LI M H, SUN L N, WANG D S.Roles of estrogens in fish sexual plasticity and sex differentiation[J].General and Comparative Endocrinology, 2019, 277: 9-16.

[76] DAI S F, QI S S, WEI X Y, et al.Germline sexual fate is determined by the antagonistic action of dmrt1 and foxl3/foxl2 in tilapia[J].Development (Cambridge, England), 2021, 148(8): dev199380.https://doi.org/10.1242/ dev.199380.

[77] ZHAI G, SHU T T, CHEN K X, et al.Successful production of an all-female common carp (L.) population using cyp17a1-deficient neomale carp[J].Engineering, 2021.DOI:10.1016/j.eng.2021.03.026.

[78] 周运迪, 吴星星, 赵海萍, 等.青鳉基因敲除突变体的构建与表型分析[J].广东海洋大学学报, 2019, 39(2): 20-30.

[79] 陈锦霖.翻译延伸因子eEF1A1b和42Sp50在罗非鱼配子发生中的功能研究[D].重庆: 西南大学, 2018.

[80] LIU X Y, XIAO H S, JIE M M, et al.Amh regulate female folliculogenesis and fertility in a dose-dependent manner through Amhr2 in Nile tilapia[J].Molecular and Cellular Endocrinology, 2020, 499: 110593.

[81] YAN L X, FENG H W, WANG F L, et al.Establishment of three estrogen receptors (esr1, esr2a, esr2b) knockout lines for functional study in Nile tilapia[J].The Journal of Steroid Biochemistry and Molecular Biology, 2019, 191: 105379.

[82] TAO W J, SHI H J, YANG J, et al.Homozygous mutation of foxh1 arrests oogenesis causing infertility in female Nile tilapia[J].Biology of Reproduction, 2019, 102(3): 758-769.

[83] JIANG D N, PENG Y X, LIU X Y, et al.Homozygous mutation of gsdf causes infertility in female Nile tilapia ()[J].Frontiers in Endocrinology, 2022.https://doi.org/10.3389/fendo.2022.813320.

[84] WANG C X, LU B Y, LI T, et al.Nile tilapia: a model for studying teleost color patterns[J].Journal of Heredity, 2021, 112(5): 469-484.

A Review of on Genetic Sex Control Breeding of Tilapia

JIANG Dong-neng1, JIAO Kai-zhi1, ZHANG Jun-ming1, PENG You-xing1, YANG Kong-song2, ZHENG De-feng2, GUO Xiang-zhao2, SHI Hong-juan1, LI Guang-li1

(1.,,524088,; 2.,,511400,)

Tilapia is a worldwide aquaculture fish.Since the male is growing faster than the female, all-male culture is preferable in tilapia aquaculture,to avoid unwanted reproduction before harvest and increase culture efficiency.Genetically male tilapia (GMT) technology is an efficient method of sex control, which has a history of more than 40 years.This paper reviews the progress and existing problems of GMT technology.In recent years, genomics and gene editing techniques have been widely used in tilapia research, which has greatly promoted the fundamental theoretical research of tilapia sex determination and differentiation.However, sex differetiation of tilapia is affected by many genetic and environmental factors, and GMT technology is difficult to guarantee the male rate in commercial strains limiting the large-scale application of this technology.Analyzing the reason for the existence of XY females will promote the development of GMT technology.The improvement of GMT technology will boost the aquaculture industry to develop healthily and provide references for sex control breeding of other aquatic animals.

Genetically Male Tilapia (GMT); sex control; sex determination; gene editing

S965.125；Q953+.3

A

1673-9159（2022）02-0148-09

10.3969/j.issn.1673-9159.2022.02.019

2021-10-12

国家自然科学基金（31702326和32002367）；中国博士后科学基金（2019M652829）

江东能（1987―），男，副教授，博士，主要从事水产动物繁殖生物学研究。E-mail: dnjiang@gdou.edu.cn

李广丽（1967―），女，教授，博士，主要从事水产动物生理学研究。E-mail: ligl@gdou.edu.cn

江东能，焦开智，张峻铭，等.罗非鱼性别控制遗传育种研究进展[J].广东海洋大学学报，2022，42（2）：148-156.

（责任编辑：刘庆颖）