多花黄精组培再生体系构建及驯化研究

杨 寻

(成都农业科技职业学院，四川 成都 611130)

多花黄精(Polygonatumcyrtonema Hua)又名囊丝黄精，为百合科(Liliaceae)黄精属多年生草本植物，自然分布于河南、江苏、安徽、浙江、江西、福建和贵州等省，生于林下、灌丛或山坡阴处，其根状茎肥厚，通常为连珠状或结节成块而像姜形[1]，故又名姜形黄精，含黏液质、淀粉、糖分、蒽醌类化合物、多种氨基酸和维生素等成分，可供食用，花可供观赏。地下茎除食用外，还可入药，为《中华人民共和国药典》记载的中药黄精的原植物之一[2]。其根状茎既供药用，又可食用，具养阴润肺、补脾益气、滋肾填精之功效，黄精始载于《名医别录》，是中医临床常用补虚药，味甘，性平，有补气养阴、健脾、润肺、益肾的功效。

目前，多花黄精的繁殖方法有种子繁殖(有性繁殖)和根状茎(无性繁殖)2种。种子繁殖存在收集难度大、发芽率低、育苗周期长和后代性状分化严重等问题[3]；根状茎繁殖存在繁殖率低和多次繁殖容易积累病毒等缺点。因此，目前多花黄精种苗问题成为制约黄精人工大规模种植的瓶颈[4]。组织培养既能实现植物个体的快速大量繁殖，又能较好地保持植物的种质特性[5]，可实现多花黄精的工厂化育苗和优良品种的加快推广[6]。

1 材料与方法

1.1 试验材料

从市场买入长势较好、无病虫害的多花黄精品种。本试验选取的是多花黄精的带芽根状茎作为外植体。

1.2 试验方法

1.2.1 外植体的消毒及预处理

将外植体表面的泥土用自来水洗净，转移到超净工作台内的灭菌烧杯中，用无菌水冲洗3次，将其用75%的酒精浸泡消毒15s，用无菌水漂洗1次，用10%的次氯酸钠溶液浸泡消毒5min，用无菌水漂洗3次[7]。沥水后待用。

1.2.2 不定芽的诱导

将已消毒的多花黄精带芽根状茎接种于MS基本培养基上，设置6-BA(0.5mg·L-1、1.0mg·L-1、1.5mg·L-1)加NAA(0.1mg·L-1、0.2mg·L-1、0.3mg·L-1)，共9个处理组合进行不定芽诱导培养，每个处理接种15个外植体，重复3次，具体见表1。从中筛选出适宜不定芽诱导的最佳培养基，并对其不定芽的生长数进行统计。

表1 不同植物生长调节剂的配比方案

1.2.3 生根培养

将增殖培养后生长健壮的单苗转移至不定根诱导培养基。以1/2MS为基本培养基，设置NAA(0.2mg·L-1、0.3mg·L-1、0.4mg·L-1、0.5mg·L-1、0.6mg·L-1、0.7mg·L-1),共6个处理，每个处理接种15个外植体，重复3次，具体见表2。从中找出适宜生根的最佳培养基，并记录生根情况。

表2 植物生长调节剂NAA的添加量

1.2.4 组织培养条件

培养基内琼脂浓度6.5g·L-1，蔗糖浓度30g·L-1，pH值5.8。培养时光照时间12h·d-1，光照强度1500～2000lx，温度24±2℃。

1.2.5 组培苗的炼苗与移栽

将已生根的组培苗放入日光温室炼苗1～2周，选取生根多于4条、平均根1cm以上的根状茎，移植时将生根苗从培养瓶中小心取出，用清水洗净组培苗根部培养基后进行移栽。栽种到已灭菌的基质。

采用单因素试验设计，除栽培基质组成不同外，其余栽培条件完全相同。设3种基质组合：A处理为100%泥炭土，B处理为V泥炭土∶V蛭石∶V珍珠岩=3∶1∶1，C处理为V泥炭土∶V椰糠=3∶1；具体见表3。育苗容器为育苗筛，规格为42.5cm×45cm×5.5cm，每筛移植45株，3次重复，每隔7d施用1次营养液，30d后统计成活率。

图1 组培苗的生长情况

表3 不同基质处理的配比方案

2 结果与分析

2.1 植物生长调节剂组合对不定芽诱导的影响

将外植体接种在不同植物生长调节剂组合的培养基中，2～3周后腋芽在9个处理中均能正常展叶，具体见表4。结果表明，在处理1、2、3中，NAA添加量为0.1mg·L-1时，不定芽诱导数量较少；在处理4、5、6中，NAA添加量为0.2mg·L-1时，不定芽诱导数量较多；但是在处理7、8、9中，当NAA增至0.3mg·L-1时，不定芽诱导数量有所减少。在6-BA(0.5mg·L-1、1.0mg·L-1、1.5mg·L-1)加0.2mg·L-1NAA组合中，其中0.5mg·L-16-BA加0.2mg·L-1NAA组合的培养基长势最好，叶片舒展，颜色深绿，且不定芽诱导数量最多。

表4 植物生长调节剂组合对不定芽生长情况的影响

综合不定芽诱导数量及新芽生长情况来看，MS加0.5mg·L-16-BA加0.2mg·L-1NAA为诱导不定芽的最佳培养基。

通过多花黄精不定芽的诱导试验，继续不定芽的增殖培养，再对其获取的不定芽进行生根试验。

2.2 植物生长调节剂对不定芽生根的影响

将丛生芽分株后的单芽置于附加不同浓度NAA的1/2MS生根培养基，于4周左右发现凸根，继续培养1～2周后大部分根长至1.0～2.0cm。由表5可以看出，不同浓度的NAA均可诱导多花黄精组培苗生根。其中，添加0.5mg·L-1NAA诱导生根的效果最好，生根平均数最多，根粗且长，生长力旺盛。

表5 植物生长调节剂对不定芽生根的影响

综合生根数量及长势来看，最适宜的生根培养基为1/2MS加0.5mg·L-1NAA。

2.3 不同基质处理对多花黄精组培苗成活率的影响

不同基质配比对多花黄精组培苗的成活率有显著影响，处理C中的多花黄精组培苗的成活率最高，达85.19%；处理B中的组培苗成活率次之，为75.56%；处理A中的组培苗成活率最低，仅为60.74%。方差分析与多重比较分析显示，组培苗的成活率在不同基质处理间表现出极显著差异(p<0.01)，具体见表6。

表6 不同基质处理对多花黄精组培苗成活率的影响

3 结论与讨论

本研究以多花黄精带芽根状茎为外植体，成功建立了多花黄精组织培养再生体系。研究结果表明，最佳的不定芽诱导培养基为MS加0.5mg·L-16-BA加0.2mg·L-1NAA，最佳的生根培养基为1/2MS加0.5mg·L-1NAA。许多研究表明，泥炭土和蛭石有利于提高组培苗的成活率[8-10]。对于多花黄精而言，纯泥炭土中的组培苗成活率相对较低，在泥炭土中加入蛭石和珍珠岩提高了成活率，在泥炭土中加椰糠能显著提高成活率。所以在本研究中，V泥炭土∶V椰糠=3∶1是提高多花黄精组培苗移栽成活率的最佳基质配比。试验中另将多花黄精组培苗在进行不定芽诱导和增殖培养后，经过短期的炼苗处理，将其移栽于基质中，也有部分组培苗成活，这或许为多花黄精的工厂化育苗提供了一个新方向，具体试验过程有待进一步研究。