运动过程中单羧酸转运蛋白(MCTs)作用的研究进展

程泽鹏，冯钰，史仍飞

(上海体育学院 运动科学学院，上海 200438)

运动过程中单羧酸转运蛋白(MCTs)作用的研究进展

程泽鹏，冯钰，史仍飞*

(上海体育学院 运动科学学院，上海 200438)

乳酸是运动过程中糖酵解的产物，乳酸的消除通过多种途径的乳酸穿梭得以完成，乳酸穿梭是在单羧酸转运蛋白的帮助下进行的乳酸跨膜运输，有助于乳酸的消除。研究发现运动中起主要调节作用的是MCT1和MCT4，主要对MCTs的结构、功能、分布、调控以及抑制剂进行综述，并进一步探讨MCT1和MCT4在不同运动状态下对乳酸代谢调控的重要作用。

单羧酸转运蛋白；乳酸；运动；糖酵解

乳酸是机体糖酵解代谢的终产物，在正常生理pH状态下主要以离子形式存在。大强度运动时糖酵解生成的乳酸，使细胞内H+浓度上升，pH值降低，乳酸的消除首先是通过乳酸的穿梭过程，而后进一步氧化分解、糖异生等途径。其中乳酸的穿梭依赖于单羧酸转运蛋白(Monocarboxylate transporters，MCTs)。MCTs是一种跨膜蛋白，可使乳酸顺着跨膜蛋白弥散到细胞外液进而扩散到全身。机体的乳酸穿梭主要有细胞间乳酸穿梭、细胞内乳酸穿梭以及星形胶质细胞—神经元乳酸穿梭等。目前已知MCTs有14个亚型，分布在不同的组织细胞，并与辅助蛋白结合，发挥作用。其中，运动时转运乳酸主要依赖MCT1和MCT4。此外，MCTs的抑制剂也是近年来研究的热点。因此，本文主要针对以上几点对MCTs的研究进展进行了综述。

1 MCTs的结构

研究表明，MCTs有14个亚型，根据其家族基因，又编码为SLC16A[1]。从蛋白质的水解与拓扑学分析，MCTs家族全部成员的拓扑结构都是由N-端、C-端和12个跨膜域(Transmembrane domain,TM域)组成(图1)。TM域中，TM1和TM5有两个高度保守的序列[2],MCTs各成员间的序列恒定性在疏水区最大，在亲水区最小，C-端序列保守性比N-端低，这可能与MCTs家族各成员不同的生物学功能有关。目前为止，在对于MCTs研究中，还没有关于MCTs晶体的报道，但是Halestrap等人基于分子模型、大肠杆菌甘油磷酸转运体GlpT结构、定点诱变以及DIDS结合位点，提出了MCTs的3D模型[3]。这意味着质膜上MCT1的结构可能在两种状态下摆动：一个底物结合位点的封闭式构象和一个细胞外的开放式构象。

MCTs的功能各不相同，需要辅助蛋白帮助它们精确运输并定位到质膜。与MCTs有关的辅助蛋白主要是basigin(又称为CD147)与embigin(又称为gp-70)，MCT1和MCT4需要与basigin结合才能发挥正常的生物学功能。因此，MCTs在机体内的生物学功能也受其分子伴侣的调控[4]。

图1 单羧酸转运蛋白家族和辅助蛋白CD147的拓扑结构

2 乳酸穿梭

2.1细胞间乳酸穿梭

Brooks在1985年首次提出“细胞间乳酸穿梭”理论，随后发现，MCT1、MCT4在细胞间乳酸穿梭的功能显著不同。MCT1存在氧化型慢肌细胞膜和细胞内部，控制乳酸的摄取和内流，与乳酸转运和氧化有关。MCT4在酵解型快肌中高表达，在氧化型慢肌中低表达，与乳酸排出和外流有关。高强度训练下生成的乳酸，一部分扩散到邻近具有氧化特性的肌纤维，利用乳酸进行氧化供能，一部分进入循环系统被其他肌纤维氧化利用。因此，乳酸作为代谢中间产物，无论在休息或运动时都是一个动态摄取和释放的过程。[5]

2.2星形胶质细胞—神经元乳酸穿梭

中枢神经系统内的神经元胶质细胞之间存在乳酸穿梭，胶质细胞通过依赖谷氨酸介导的方式产生乳酸，作为神经元供能底物。神经元的能量物质来源于周围的星形胶质细胞释放的乳酸，由此推出“星形胶质细胞—神经元乳酸穿梭”理论(图2)。

图2 星形胶质细胞-神经元乳酸穿梭机制

但就上述理论也存在不同观点，有研究在成熟小鼠海马脑片的突触活动过程中同时测量电生理和代谢参数，发现神经元和星形胶质细胞均进行糖酵解和氧化磷酸化以满足其能源需求。随后又用丙酮酸或乳酸补充或替代人造脑脊液中的葡萄糖，发现可显著改变与突触活动相关能量代谢的参数，这些改变与ATP含量、pH、Ca2+或ROS累积无关。

因此，研究不认为神经元优先利用星形胶质细胞释放乳酸，而是认为葡萄糖是神经元和星形胶质细胞的有效能量底物[6]。最近研究中，Mlody等人发现，多功能干细胞会导致糖酵解水平降低，其作用于神经元前体细胞，使神经元氧化磷酸化水平增加，胶质细胞糖酵解水平增加[7]。

3 运动过程中MCTs的功能

MCT1和MCT4在乳酸转运和调节H+方面具有重要作用。乳酸生成来源于糖酵解，而糖酵解又是剧烈运动的主要供能方式，所以运动中肌肉是产生乳酸最多的部位[8]。运动中乳酸过量生成，使细胞内环境酸化，细胞生长受抑制，对糖酵解有抑制作用。若在运动中获得较高糖酵解率，使细胞快速生长，必须将乳酸转运出细胞。因此，MCT1和MCT4对于运动中乳酸穿梭意义重大。

3.1急性运动

短时间的低强度运动，MCT1增加，MCT4无显著变化。长时间的低强度运动，MCT1和MCT4含量均增加，且MCT1含量变化几乎是MCT4的两倍，这表明了适度运动无法提高MCT4的表达[9]，同时在蛋白表达上，MCT1比MCT4更为敏感[10]。还有研究发现，大强度力竭运动，MCT1和MCT4含量均上升[11]。于是认为，骨骼肌收缩是刺激MCTs含量增加的重要手段，其中MCT4含量的增加依赖于高强度的骨骼肌收缩运动[12]，而运动强度的变化则是引起MCTs含量改变的重要因素。

3.2长期运动

研究发现，只有在运动强度不过小且维持较长时间的长期运动中，MCT1含量才能显著增加[13]。且在运动中，MCT1含量越高，生成的乳酸越少，这表明肌肉中的MCT1含量与血乳酸浓度呈负相关。此外，MCT1还受运动量累积与运动阶段的影响。长期中低强度的耐力运动有利于骨髓幼红细胞MCT1增加，这是由于幼红细胞与总红细胞比值的升高。而长期较大强度的耐力运动则提高了细胞膜上MCTs的Na+/H+转运泵含量，在增加血流量的同时也增加了乳酸和H+的清除能力。于是认为，长期耐力运动改变了乳酸在血浆和红细胞之间的分布。

3.3低氧

高海拔运动时，肌肉氧含量下降进而刺激了相关基因的表达，导致肌肉低氧适应[14]。目前研究发现，4100 m海拔时，MCT1和MCT4的含量没有变化，但肌纤维膜上碳酸酐酶浓度的改变，可能是通过调控pH值提高了乳酸和质子通过肌纤维膜的能力。4300 m海拔时，MCT1和MCT4含量增加。随后进行的动物实验发现，长期低氧条件下的MCTs含量显著大于常氧条件下，但乳酸运输能力没有改变[15]。然而，5500 m海拔时，乳酸运输能力提高，MCT4含量增加，MCT1没有增加[16]。这些研究表明，不同水平的海拔对于MCTs的影响存在差异。

4 MCTs的分布、调控以及抑制剂

4.1 MCTs的分布

MCTs广泛表达于组织中，如脑、骨骼肌、心、肠和肾。MCTs已被确认存在于所有真核生物，可运输多种底物。(表1)。

表1 MCT家族转运体

MCT1尤其集中于氧化型肌纤维(type I)。同时，MCT1还在大脑内皮细胞、星形胶质细胞、少突胶质细胞[23]和小角质细胞[24]被发现。还包括特定大脑区域的一些神经元亚群，如下丘脑[12]。此外，在周围神经系统的神经内膜，MCT1在雪旺细胞和背根神经节的神经元中也被发现[18]。MCT4主要表达于高度糖酵解细胞，用于排出糖酵解产生的乳酸。而在周围神经系统，MCT4表达于雪旺细胞[18]。

4.2 MCTs的调控

SLC16A1/MCT1 基因表达能够通过细胞和组织类型以及代谢需求来调控不同的通路。 在骨骼肌中，增加的Ca2+和AMP水平是由于长期慢性刺激或运动，其增加了钙调磷酸酶(Calcienuirn,CN)和AMP依赖的蛋白激酶(Adenosine 5'-monophosphate (AMP)-activated protein kinase，AMPK)。肌肉运动控制MCT1的表达是取决于激活活化T细胞核因子蛋白(Nucleus Factor of Activated T cell，NFAT)基因启动子的结合。当AMP水平上升，AMPK刺激了转录共激活因子PGC-1α，上调了MCT1表达以及促进高度氧化肌纤维的形成。据此，研究还发现，小鼠运动刺激导致MCT1和MCT4的mRNA水平瞬间增加，这是由于AMPK参与了上游信号的调控[25]。

在其他的报道中，AMPK被AICAR直接激活已被证实，是由于AICAR刺激MCT1基因启动子上L6成肌细胞和HepG2肝癌细胞的活性，但MCT4启动子活性却明显降低[3]。AICAR被报道在支持细胞上减少了MCT1基因启动子的活性，尽管骨骼肌中仅有MCT4蛋白表达增加，而甲状腺素T3也可能增加MCT1和MCT4的mRNA水平。SLC16A3/MCT4启动子活性通过缺氧刺激，其缺氧诱导因子HIF-1结合了两个位于上游转录起始处的缺氧反应元件HRE[3]。因此，低氧在许多类型的细胞中上调了MCT4的表达，这可以进一步联系到运动过程中。

运动导致MCT1和MCT4增加，是由于运动引起的肌肉收缩机制导致其含量变化。AMPK可以调节各种蛋白的相关代谢，运动中主要调控MCT1和MCT4的表达。目前研究发现，MCT1表达受PGC-1+调控，乳酸浓度和线粒体氧化消耗的瞬间增加产生了ROS，这可能激活了转录信号网。ROS磷酸化了p38MAPK和AMPK，二者通过能量变化被激活，随着反应发生进一步激活PGC-1+。这证明了在PGC-1+和CD147蛋白表达上，经PGC-1+转染和慢性肌肉刺激后，与肌肉氧化能力增加有密切关系[26]。

此外，乳酸还可能作为一个细胞信号分子“lactormone”，涉及到ROS生成，上调了基因和蛋白的表达。同时还发现在AICAR干预下，MCT1和MCT4水平在受神经支配的肌肉中有显著增加。AICAR在特异性肌纤维中增加MCT4的mRNA和蛋白水平，诱导的MCT4的表达可被Compound C和AMPK抑制剂阻隔，这表明AMPK在骨骼肌中激活了葡萄糖和乳酸转运的重大意义[27]。而在此前报道中，AMPK在红白腓肠肌中激活了MCT4,使其含量增加，推测肌纤维类型对MCT4含量变化几乎没有影响。后续研究发现，当磷酸化的AMPK蛋白水平没有改变时，AMPK蛋白水平在去神经肌肉中下降。在通过急性运动或AICAR注射后，AMPK在几小时后恢复到一个基础的水平。因此，证明了在休息时不能改变AMPK的活动，运动若要激活AMPK可能需要增加或维持下游目标。

4.3 MCTs的抑制剂

MCTs存在多种抑制剂，不同亚型所对应的抑制剂各不相同。pCMBS作为MCT1的抑制剂，其抑制机制通过结合MCT1辅助蛋白basigin。而MCT1与basigin的共同作用是肿瘤细胞生长的关键，因此可以通过阻止MCT1与辅助蛋白结合来抑制糖酵解进而治愈癌症[28]。最近的研究发现[29]，7ACC在肿瘤细胞中能调控MCT1和MCT4表达，但7ACC只能抑制乳酸流入，不能抑制乳酸流出。与此同时，MCT1还有一种抑制剂AZD3965[30]，作用于缺乏MCT4的肿瘤细胞，用于治疗弥漫性大B细胞淋巴瘤和Burkitt淋巴瘤。AZD3965治疗是在MCT4蛋白低表达时，使细胞内乳酸水平的迅速上升，并抑制淋巴瘤细胞增殖，随后在淋巴瘤细胞诱导代谢变化，对糖酵解产生反馈抑制。此外，研究还发现AR-C155858在非洲爪蟾细胞中被发现，对MCT1和MCT2都有抑制效应[31]，其抑制MCT1介导L-乳酸转运且与MCT1结合发生在细胞质内，结合位点是MCT1的C-末端，不涉及TM域的7—10片段。

5 小结与展望

作为乳酸运载体的MCTs，在乳酸的清除中发挥重要作用。运动中，MCT1和MCT4是调控糖酵解水平的关键因素，MCT1调控乳酸的摄取与内流，MCT4调控乳酸的排出与外流。在二者共同作用下，乳酸完成跨膜转运实现乳酸消除，但其转运乳酸能力在不同运动状态下存在差异。此外，与其他载体类似，MCTs也存在抑制剂，影响机体正常活动或剧烈运动时糖酵解的代谢状况。

目前关于MCTs在运动过程的研究，尽管证实了MCTs在调控肌肉PH和促进乳酸穿梭中发挥重要作用，但急性运动和长期运动对MCTs两种亚型的影响仍不详尽。需进一步研究阐明运动中MCTs存在的潜在机制和蛋白表达的转录，探索促进MCTs含量提高和乳酸转运能力增加的最佳训练强度和间歇时间。同时，深入研究并证实引起MCTs含量和乳酸转运能力增加的其他代谢参数。在病理因素方面，MCTs在2型糖尿病和肿瘤细胞代谢中发挥重要作用，关于其抑制剂的相关研究已应用于临床，尤其是肿瘤患者。因此，对于MCTs抑制剂的深层次研究，在今后的监测、预防和治疗肿瘤层面有重大意义。

[1] HALESTRAP A P. The SLC16 gene family - structure, role and regulation in health and disease[J]. Molecular aspects of medicine, 2013, 34(2—3): 337—49.

[2] HALESTRAP A P. The monocarboxylate transporter family--Structure and functional characterization[J]. IUBMB life, 2012, 64(1): 1—9.

[3] HALESTRAP A P, WILSON M C. The monocarboxylate transporter family--role and regulation[J]. IUBMB life, 2012, 64(2): 109—19.

[4] KIRK P, WILSON M C, HEDDLE C, et al. CD147 is tightly associated with lactate transporters MCT1 and MCT4 and facilitates their cell surface expression[J]. The EMBO journal, 2000, 19(15): 3896—904.

[5] BROOKS G A. Cell-cell and intracellular lactate shuttles[J]. The Journal of physiology, 2009, 587(Pt 23): 5591—600.

[6] IVANOV A I, MALKOV A E, WASEEM T, et al. Glycolysis and oxidative phosphorylation in neurons and astrocytes during network activity in hippocampal slices[J]. Journal of cerebral blood flow and metabolism:official journal of the International Society of Cerebral Blood Flow and Metabolism, 2014, 34(3): 397—407.

[7] MLODY B, LORENZ C, INAK G, et al. Energy metabolism in neuronal/glial induction and in iPSC models of brain disorders[J]. Seminars in cell & developmental biology, 2016(52)：102—109.

[8] ANDERSEN L W, MACKENHAUER J, ROBERTS J C, et al. Etiology and therapeutic approach to elevated lactate levels[J]. Mayo Clinic proceedings, 2013, 88(10): 1127—40.

[9] COLES L, LITT J, HATTA H, et al. Exercise rapidly increases expression of the monocarboxylate transporters MCT1 and MCT4 in rat muscle[J]. The Journal of physiology, 2004, 561(Pt 1): 253—61.

[10] THOMAS C, BISHOP D J, LAMBERT K, et al. Effects of acute and chronic exercise on sarcolemmal MCT1 and MCT4 contents in human skeletal muscles: current status[J]. American journal of physiology Regulatory, integrative and comparative physiology, 2012, 302(1): R1—14.

[11] EYDOUX N, DUBOUCHAUD H, PY G, et al. Lactate transport in rat sarcolemmal vesicles after a single bout of submaximal exercise[J]. International journal of sports medicine, 2000, 21(6): 393—9.

[12] JUEL C, HOLTEN M K, DELA F. Effects of strength training on muscle lactate release and MCT1 and MCT4 content in healthy and type 2 diabetic humans[J]. The Journal of physiology, 2004, 556(Pt 1): 297—304.

[13] THOMAS C, PERREY S, LAMBERT K, et al. Monocarboxylate transporters, blood lactate removal after supramaximal exercise, and fatigue indexes in humans[J]. Journal of applied physiology, 2005, 98(3): 804—9.

[14] SCHMUTZ S, DAPP C, WITTWER M, et al. A hypoxia complement differentiates the muscle response to endurance exercise[J]. Experimental physiology, 2010, 95(6): 723—35.

[15] MCCLELLAND G B, BROOKS G A. Changes in MCT 1, MCT 4, and LDH expression are tissue specific in rats after long-term hypobaric hypoxia[J]. Journal of applied physiology, 2002, 92(4): 1573—84.

[16] PY G, EYDOUX N, LAMBERT K, et al. Role of hypoxia-induced anorexia and right ventricular hypertrophy on lactate transport and MCT expression in rat muscle[J]. Metabolism: clinical and experimental, 2005, 54(5): 634—44.

[17] PEREZ-ESCUREDO J, VAN HEE V F, SBOARINA M, et al. Monocarboxylate transporters in the brain and in cancer[J]. Biochimica et biophysica acta, 2016, 1863(10): 2481—97.

[18] DOMENECH-ESTEVEZ E, BALOUI H, REPOND C, et al. Distribution of monocarboxylate transporters in the peripheral nervous system suggests putative roles in lactate shuttling and myelination[J]. The Journal of neuroscience:the official journal of the Society for Neuroscience, 2015, 35(10): 4151—6.

[19] HUGO S E, CRUZ-GARCIA L, KARANTH S, et al. A monocarboxylate transporter required for hepatocyte secretion of ketone bodies during fasting[J]. Genes & development, 2012, 26(3): 282—93.

[20] BALMACEDA-AGUILERA C, CORTES-CAMPOS C, CIFUENTES M, et al. Glucose transporter 1 and monocarboxylate transporters 1, 2, and 4 localization within the glial cells of shark blood-brain-barriers[J]. PloS one, 2012, 7(2): e32409.

[21] CORTES-CAMPOS C, ELIZONDO R, LLANOS P, et al. MCT expression and lactate influx/efflux in tanycytes involved in glia-neuron metabolic interaction[J]. PloS one, 2011, 6(1): e16411.

[22] PRAKASH S. Human metabolic individuality in biomedical and pharmaceutical research[J]. Circulation Cardiovascular genetics, 2011, 4(6): 714—5.

[23] RINHOLM J E, HAMILTON N B, KESSARIS N, et al. Regulation of oligodendrocytedevelopment and myelination by glucose and lactate[J]. The Journal of neuroscience:the official journal of the Society for Neuroscience, 2011, 31(2): 538—48.

[24] NIJLAND P G, MICHAILIDOU I, WITTE M E, et al. Cellular distribution of glucose and monocarboxylate transporters in human brain white matter and multiple sclerosis lesions[J]. Glia, 2014, 62(7): 1125—41.

[25] TAKIMOTO M, TAKEYAMA M, HAMADA T. Possible involvement of AMPK in acute exercise-induced expression of monocarboxylate transporters MCT1 and MCT4 mRNA in fast-twitch skeletal muscle[J]. Metabolism: clinical and experimental, 2013, 62(11): 1633—40.

[26] LIRA V A, BENTON C R, YAN Z, et al. PGC-1alpha regulation by exercise training and its influences on muscle function and insulin sensitivity[J]. American journal of physiology Endocrinology and metabolism, 2010, 299(2): E145—61.

[27] FURUGEN A, KOBAYASHI M, NARUMI K, et al. AMP-activated protein kinase regulates the expression of monocarboxylate transporter 4 in skeletal muscle[J]. Life sciences, 2011, 88(3—4): 163—8.

[28] DE SAEDELEER C J, PORPORATO P E, COPETTI T, et al. Glucose deprivation increases monocarboxylate transporter 1 (MCT1) expression and MCT1-dependent tumor cell migration[J]. Oncogene, 2014, 33(31): 4060—8.

[29] DRAOUI N, SCHICKE O, SERONT E, et al. Antitumor activity of 7-aminocarboxycoumarin derivatives, a new class of potent inhibitors of lactate influx but not efflux[J]. Molecular cancer therapeutics, 2014, 13(6): 1410—8.

[30] NOBLE R A, BELL N, BLAIR H, et al. Inhibition of monocarboxylate transporter 1 by AZD3965 as a novel therapeutic approach for the treatment of diffuse large B-cell lymphoma and Burkitt lymphoma[J]. Haematologica, 2017,

[31] NANCOLAS B, SESSIONS R B, HALESTRAP A P. Identification of key binding site residues of MCT1 for AR-C155858 reveals the molecular basis of its isoform selectivity[J]. The Biochemical journal, 2015, 467(1): 192.

ResearchonMCTsFunctionduringtheExercise

CHENG Ze-peng，FENG Yu，SHI Reng-fei

(School of Kinesiology, Shanghai University of Sport, Shanghai 200438,China)

Lactic acid is a product of glycolysis during the exercise,and the elimination of lactic acid through lactate shuttle has a variety of ways, and with the help of monocarboxylate transporters(MCTs),lactate shuttle is carried out lactic acid transmembrane transport, which is beneficial to eliminate of lactic acid. It is found that MCTs has multiple isoforms, and MCT1 and M4 CTplay a major role in lactact shuttle, this paper mainly reviews the structure, function, distribution, regulation and inhibitors of MCTs. And it further explored the role of MCT1 and MCT4 in the regulation of lactic acid metabolism during different exercises.

MCTs; lactic acid; exercise; glycolysis

G804.7

A

1671-1300(2017)03-0089-06

1.上海市教育委员会科研创新项目“运动和维生素D对衰老骨骼肌维生素D受体的影响及机制探讨”(13YZ100)；2.上海市人类运动能力开发与保障重点实验室项目(11DZ2261100)

2017-05-05

程泽鹏(1993—)，男，安徽芜湖人，在读硕士研究生。研究方向：运动营养。*通信作者：史仍飞(1976—)，男，安徽砀山人，博士，副教授。研究方向：运动营养、运动与骨骼肌适应。