微流控芯片中颗粒/细胞磁操控的研究进展

黄爽+何永清+焦凤

摘 要 微流控芯片中颗粒/细胞的磁操控是当前的热点研究领域。本文详细介绍了微流控芯片中颗粒/细胞磁操控原理及几种主要操控方式，包括分离、集中、捕获与排列组装。其中，基于颗粒/细胞大小、形状以及有无磁性对分离方法展开详述。此外，本文还比较了通道几何结构、磁场强度及分布、磁性液体种类（顺磁盐溶液和磁流体）对操控性能的影响。最后，针对微流控芯片中颗粒/细胞磁操控的前景进行了展望。

关键词 微流控芯片； 磁场； 颗粒/细胞； 磁性液体； 操控； 评述

1 引 言

由于人类对癌症发病机理及癌细胞转移机制至今仍不十分了解，癌症患者仍然有近90%的死亡率[1]。了解癌症的转移机制，并寻求相应的方法制止其转移或将其移除，可以给患者带来有效的治疗。目前，众多的技术与方法已用于分离和分析血液中稀有的循环肿瘤细胞（CTCs），通过对CTCs的无创筛选及生物标记物的探测，可以检测肿瘤的动态[2]。磁性作为物质的固有属性，其差异在磁场下会产生力的效应，可对微尺度的颗粒/细胞进行操控，如磁性分选能将特定的靶细胞从异构的混合物中分离出来[3]。

近年来，微流控技术在化学和生物医学方面的潜在应用备受关注，例如细胞分离[4]、癌症诊断[5]、治疗药物的输送和筛选[6～8]、样品制备[9]、水质量控制和环境监测[10，11]等方面。相比传统技术，微流控的小型化使其具有样品消耗少、花费低、反应时间短、对环境污染少等优点[12，13]。

微流控芯片中颗粒/细胞的操控方式主要包括分离、捕获、集中等，传统的方法有淘选[14]、流体动力学操控[15]等，但准备过程繁杂、成本较高，且容易损失标记的细胞。使用外部力场的操控技术近年已发展起来，如光学方法[16]，虽能捕获单个颗粒/细胞，但对光学环境要求较高，且会产生焦耳热；介电泳技术[17]在实现对细胞高产量操控的同时，其离子浓度和表面电位可能损坏细胞；声学技术也因其较低的分辨率，有一定局限性[18]。相比而言，磁操控具有磁场灵活可控、基本不产热（永磁铁）、无需昂贵的外部系统作为辅助等优势[19]。

在非均匀磁场中，可采用磁性液体（磁流体、顺磁盐溶液）诱导非磁性物质的有效磁偶极矩，产生负磁泳效应。磁流体是含有直径约10 nm单磁畴磁性颗粒的稳定胶体悬浮液[20]，颗粒材料通常为Fe3O4，通过包覆一层表面活性剂而稳定地离散在水或油中。在连续流动条件下，颗粒/细胞磁操控的效率较高，文献[21～24]提出了多种理论方法和分析模型，并指出影响操控效率的主要参数有流体流速、通道几何尺寸、磁铁参数等，以此为依据，可对微系统进行优化设计，提高效率。

本文综述了微流控芯片中颗粒/细胞磁操控的基本原理和主要应用。首先阐述了微流控芯片中操控颗粒/细胞的理论机理及影响因素；然后介绍了目前颗粒/细胞的主要操控方式，包括分离、聚集、捕获、排列组装等， 比较了它们的特性和操控方式；最后对微流控芯片中磁操控的发展前景进行了展望。

2 颗粒/细胞的磁操控机理

微尺度上颗粒/细胞的运动受多种力的作用，此处主要描述影响颗粒/细胞运动轨迹的关键力的计算，确定占主导的力，同时对影响颗粒/细胞磁操控的相关参数与条件进行了讨论。

2.1 磁力

在磁流体或顺磁盐溶液中，颗粒/细胞在磁场作用下受到的磁力（Fm）取决于颗粒/细胞的体积（V）、颗粒/细胞的磁化率（χp）与媒介的磁化率（χm）之差Δχ、外加磁场强度（B）及梯度大小[25]。

其中，Δχ=χp-χm，当反磁性颗粒/细胞（χp<0）在顺磁性溶液（χm>0）中时，Δχ<0，颗粒/细胞因磁场排斥力作用被推向磁场小的位置；当顺磁性颗粒/细胞（χp>0）在反磁性溶液（χm<0）中时，Δχ>0，颗粒/细胞由于磁场的吸引而向磁场源方向运动。

2.2 黏滞阻力

在微流情况下，雷诺数通常远小于1，属于层流流动，此时球形质点在液体中受到的阻力通常可以表示为[26]：

2.3 重力和浮力

球形颗粒/细胞受到的重力和浮力的合力可用式（3）表示[27]：

2.4 其它力的作用

在顺磁盐溶液或磁流体中，由于颗粒/细胞的体积浓度c<<1，此时，颗粒/细胞-颗粒/细胞和颗粒/细胞-流体之间的相互作用力可以忽略[28]。在颗粒/细胞直径DP足够小的情况下，布朗运动会对颗粒/细胞的运动产生影响。Gerber等[29]采用式（4）评估颗粒的临界直径：

其中，|F|为颗粒/细胞受到的合力大小，K是玻尔兹曼常数，T是绝对温度。

在微通道中，雷诺数通常很小，属于层流流动，黏性影响超过惯性影响，且颗粒/细胞一般都大于临界直径，因此只需考虑占主导的磁力和黏滞阻力作用。

3 颗粒/细胞的分离方法

3.1 基于尺寸的分离方法

在化学和生物领域应用中，颗粒/细胞的分离至关重要。两种不同大小颗粒/细胞的磁分离，通常无需磁性颗粒标记，可依据其尺寸操作，且较快速方便。大小不同的颗粒/细胞，只要具有相同的磁性，就可通过尺寸差异实现分离。式（1）表明，在磁场作用下，颗粒/细胞受到的磁力与其体积成正比，非均匀磁场产生的磁力会使其运动路径发生偏移，从而对不同尺寸的颗粒/细胞实现分离（图1）。

Zeng等[30]使用一对永磁铁连续分离3和10 μm的反磁性颗粒，如图1A所示。第一块永磁铁靠近微通道，先将颗粒混合物集中成一个粒子流，第二块磁铁错开第一块磁铁，且遠离通道放置，实现将颗粒偏移到不同路径进行连续分选，同时该过程也验证了流速和磁铁距离对分离效果的影响。运用类似的方法，Xuan等[31]采用U形通道，通过改变不同流速研究了磁场对聚苯乙烯颗粒分离的影响，如图1B所示。当流速为0.7 mm/s时，能将颗粒完全分离开来，在此基础上流速偏大或偏小都不能达到预期效果。

除了单入口微流通道，可另增加一个入口作为鞘流，通过加强粒子的聚集度实现有效分离。Zhu等[32]在微通道中通过单个永磁铁分离3组不同大小的聚苯乙烯颗粒（1.0和9.9 μm，1.9和9.9 μm， 3.1和9.9 μm），如图1C所示，只有对1.0和9.9 μm颗粒的分离效率为100%。结果表明，对于不同尺寸的多分散颗粒，尺寸相差较大的颗粒会有更好的分离效果。此后，Zhu等[33]运用同样的分离装置，通过增加磁铁数量分离大肠杆菌和酵母菌细胞，如图1D所示，实验中所用的磁流体对细胞无害，且能长时间保持细胞活性；他们还结合三维分析模型获得与实验结果完全吻合的细胞运动轨迹。

为了使颗粒/细胞能够可视化，Shen等[34]通过改变具有生物相容性的顺磁盐溶液浓度，将U937（人体淋巴瘤单核细胞）从RBCs（红细胞）中分离出来；验证了分离效率与浓度的关系，当顺磁盐浓度为40 mmol/L Gd-DTPA时，U937细胞的分离效率可达到90%以上。在层流情况下，以上微流分离虽然简便，但纯粹基于尺寸的分离可能不足以用于某些特定的用途，如由于尺寸的相似性，难以将死细胞从活细胞中分离出来，这些细胞的进一步分离还需寻求其它操控方法[35]。基于尺寸的不同分离方法的比较见表1。

3.2 顺磁性颗粒/细胞的分离方法

3.2.1 标记有磁珠的颗粒/细胞的分离方法 磁珠是嵌入式的磁实体（Fe3O4），可利用永磁铁和电磁铁使得颗粒/细胞有效的聚集并进行分离，且不受媒介流动或生物过程影响。此外，对用于标记的磁性纳米颗粒进行改性，可实现对细胞的特定操控，其方法为涂覆与生物相容的物质，如葡聚糖、聚乙烯醇（PVA）和磷脂[36，37]。然而，使用这种功能化的磁珠标记靶向细胞需要很长的培养时间，分离后又难以将磁珠从靶向颗粒/细胞上移除。

磁珠标记分离方法一般是将表面改性的磁性納米颗粒通过特异性作用黏附在细胞表面，利用外部磁场吸引，使得细胞运动路径发生改变实现分离，分离效率取决于流速和磁场强度[38]。为了提高分离效率，通过结合磁力和黏性力的影响建立数学模型，Zborowski等[39]设计了四极磁铁分选装置产生高梯度磁场，如图2A所示，该结构对外部磁场能量能达到充分利用。在四极磁场作用下磁性标记的细胞受到的磁力具有“离心”特点，可实现细胞的连续分离。另一种较快速简单的方法是利用永磁铁磁化内部钢丝实现细胞分离， Miltenyi 等[40]用该方法实现了有磁珠细胞和无磁珠细胞的高产量分离（图2B）。

针对磁场结构，新的分离技术也已发展起来，如将磁性材料集成于微芯片上，通过外部磁场磁化或其它方式产生磁场，成本低，且可构建可调或复合磁场。Derec等[41]设计了局部可调磁场，其新颖之处为在铜板上同时蚀刻微流通道和微电路，当磁性颗粒标记的肿瘤细胞和非磁性的荧光细胞注入微通道时，在磁场区域两种细胞运动轨迹发生偏移，从而实现分离。图3展示了生物采样流程[42]，通过在微通道内壁嵌入平面电磁铁提高分离效率。具体实施过程如下：（1）抗体包被的磁珠被引入磁场区，并在通道表面将其捕获；（2）将抗原注入通道中，靶向抗原吸附在磁珠上被分离出来；（3）释放磁珠到检测室。这种分离方法可用于生物取样和检测系统中，在实现无过滤生物分离中具有较大潜力。

在此基础上，芯片中加设微混合器可加强磁性颗粒与细胞的有效结合以及细胞的均匀混合。例如，文献[43]通过增设微混合器增强血液中磁性颗粒包覆白细胞的效果， [42]使白细胞在后续的微通道中由磁场分离出来，并进行CTCs分析。

3.2.2 顺磁性和反磁性颗粒/细胞（无标记）的分离 由于血红蛋白的氧化作用，使得血液中红细胞表现出顺磁性。利用此特点，Han等[44]联合微电磁铁和永磁铁分离白细胞和红细胞，他们设计的微装置由1个入口和3个出口组成，如图4A所示，当施加外部磁场时，顺磁性的红细胞被推动，远离微电磁铁，从出口1和3流出，而白细胞从出口2分离出来。如图4B所示，Liang等[45]利用T形通道，在EMG408磁流体中将顺磁性和反磁性颗粒同时从两个出口分离出来。

3.3 基于形状的分离方法

形状可以作为细胞状态是否良好的标志，为疾病诊断提供有用信息，如红细胞的形状改变预示着病变的发生。在化学、生物医学和环境应用中，颗粒/细胞的形状是一个重要的指示因素[46]。与尺寸分离类似，形状分离通常局限于以其本身性质为基础的简单分离。

关于形状分离方法已有诸多文献报道，如柱阵列[47]和动力学过滤[48]等。与此不同，形状相异的颗粒/细胞也可在磁泳作用下实现分离。Zhou等[49]使用T形通道分离相同大小的球形和花生状反磁性颗粒，当流速为120 μL/h时能够实现完全分离，此时球形颗粒到达通道侧壁，而花生状颗粒运动至通道宽度约1/4处，在两者之间形成清晰的间隙。Kose等[50]通过铜电极产生可调磁场，在生物相容的磁流体中将健康的红细胞从镰状细胞中分离出来，且在1 min内分离效率可达到99%。结果表明，利用这种生物兼容的磁流体实现快速分离，有助于减少孵育时间，提高细胞测定的诊断灵敏度。

4 颗粒/细胞的聚集

施加磁场，可将连续流动中的颗粒/细胞聚集成一个细流，该操作在微流应用中较为关键，有利于通道下游进一步操控和精确分析。目前。反磁性颗粒/细胞在磁流体或顺磁盐溶液中的聚集的研究较少，其重要的应用是细胞计数技术[51]和荧光激活细胞分选（FACS）[13]，可用于细胞检测、计数和分离等。

近年来，颗粒/细胞的聚集研究主要通过改变磁铁位置，观察通道中粒子流的情况。由于磁场分布不同，颗粒/细胞聚集情况会有差异。图5总结了2D情况下颗粒/细胞聚集的几种方法。Zeng[52]和Wilbanks[53]等通过改变磁铁位置研究对称性对颗粒/细胞聚集情况的影响。如图5A和5B所示，磁铁对称放置时，微通道中会形成对称的相对旋转的循环集中流，反之颗粒呈不对称形式流动，且颗粒/细胞聚集情况随着流速降低或尺寸增加而改善。利用相同的模型，Zhu等[54]将磁铁对称放在通道两侧，研究了4.8，5.8和7.3 μm的聚苯乙烯颗粒在不同流速下的集中情况（图5C）。由实验结果得知，粒子流的宽度与颗粒大小成正比、与流速成反比。Rodríguez等[55]在连续流动的顺磁盐溶液中使用磁极相对的两个永磁铁，将颗粒在毛细管中心线集中成一个细粒子流（图5D）。

实际上，微通道中的颗粒在水平和垂直方向都存在偏移，从而形成粒子流，通过3D分析模型[56，57]表明，降低流速、提高体磁流体浓度和增加颗粒大小均有助于颗粒/细胞在通道中的偏移，且模型分析与其后的实验结果完全吻合。

5 颗粒/细胞的捕获

为了实现单个细胞的基础参数分析，需要将细胞捕获在固定位置培养和检测。对于微尺度动力学捕获，主要利用微阵列结构通过动力学流动实现，其实验装置基本满足两个条件：（1）从混合溶液中分离细胞，（2）在每个单独腔室中均匀分布细胞，以便进行下一步分析和检测[58～61]。虽然能实现微尺度条件下精确捕获细胞，但效率较低，且不易保持细胞活性。相比而言，磁力捕获灵活可控，且对细胞基本无损伤。

5.1 電磁铁捕获颗粒/细胞

电磁铁可通过电流对磁场大小进行精确调控，但与永磁铁相比，电磁铁产生的磁场和磁场梯度较小； 此外，在设计微流通道时，还需考虑其产生的焦耳热[62]。 由于这些因素的影响，近年来对电磁铁的研究相对较少。为了确保磁流体的生物兼容性，Kose等[63]使用通过共沉淀法合成由铁钴纳米颗粒组成的水基铁磁流体，微流系统由铜激发电极和微通道构成，当电极开启时，通道内的颗粒被推到通道顶部并发生旋转平移运动。通过调控电极的频率，可将颗粒捕获在两电极之间。值得注意的是，Lee等[64，65]设计了微电磁矩阵和微磁环捕获器，磁性颗粒在其上方的运动和停止可通过调节微电磁铁的电流精确控制，其中微电磁矩阵是由中间设有隔离界面的两层金线制成。

在微电磁铁的基础上，Yassine等[66]结合软铁磁结构实现了磁珠标记的细胞捕获和分离。其主要分两步进行：首先在主通道中通过软铁磁盘捕获标记的细胞；再通过金线构造的锥形导电路径将细胞运输到侧室中分离，细胞在侧室中还可用于进一步培养。Huang等[67]设计了带有畴壁（DW）钉扎几何结构的正弦波磁结构，捕获小鼠胚胎成纤维细胞，细胞通过内化磁性纳米颗粒进行标记，使其具有磁性。

5.2 永磁铁捕获颗粒/细胞

Hoshino等[68]利用微芯片实现了对血液中CTCs的检测，将磁极交错的3块磁铁彼此靠近放置在微通道（微芯片固定在载玻片上）下方，产生足够大的磁场梯度，其中CTCs由磁性纳米颗粒与上皮细胞黏附分子（EpCAM）抗体的结合体进行标记。当血液和CTCs以109∶1进入通道时， CTCs被捕获在通道底部的载玻片上，最终捕获效率用血液中的CTCs和捕获在载玻片上的CTCs比值评定。在此基础上，Kang 等[69]对微通道做了进一步的优化设计，从而提高了捕获效率，其微通道由两部分组成：带转角入口的主通道和一个双收集通道，两个通道通过侧部排列的腔室连接。当标记有磁珠的CTCs流经磁场区域时，在磁场作用下被捕获在腔室内。这种通道结构不仅能保护其中的细胞不受剪切力影响，且可对细胞进行下一步分析和检测。除了上述纯磁场运用，Shields等[70]结合声场捕获单个CTC和前列腺癌细胞，主要分三步：（1）利用声学驻波将细胞在微通道中心排列成线形结构；（2）通过磁场梯度分离磁标记和未标记的细胞；（3）微磁井阵列将标记的癌细胞捕获，并进行下一步的分析。该微磁井阵列结构在精准捕获单个细胞的同时，还能实现细胞之间配对[71]。

图6展示了顺磁性和反磁性颗粒的大量捕获，Tarn[72]和Zhou[73]等在正、负磁泳的诱导作用下，分别将顺磁性和反磁性颗粒捕获在毛细管和T形通道的不同位置。这两种装置结构简单，在短时间内能够实现顺磁性和反磁性物质的大量捕获，但不利于单个颗粒/细胞的分析。

6 颗粒/细胞的排列组装

有序的细胞结构对于生物工程研究尤为重要。在细胞培养、细胞传感器（用于检测细胞突变、代谢等）和药物毒性研究领域，可控的细胞排序与组装能让操作变得更稳定，从而可大幅度提高效率[74]。

在非均匀磁场中，Krebs等[75]使用具有细胞兼容性的自由悬浮磁性纳米颗粒，在磁泳作用下引导细胞形成定向的线性结构，如图7A～7C所示。研究表明，线性细胞链的尺寸与其在磁场中的暴露时间和纳米颗粒浓度有关。且该结构在磁场移除后依然是稳定的，可黏附到标准的组织培养表面，进行下一步培养或组织再生实验。趋磁性细菌能够在体内合成磁性纳米颗粒，利用圆环形微电磁铁可操控颗粒的位置，形成人为排序[76]。微电磁铁通电后产生磁场，可将细菌内的磁性纳米颗粒排布成链状结构（图7D）。

Li等[77]利用顺磁性和反磁性颗粒将其组装成更为复杂的环状结构，该结构是在理论计算的基础上结合实验实现的。所用的媒介为磁流体，由于颗粒和磁流体之间磁化率的差异，通过调节这些物质之间的相互吸引和排斥作用，控制颗粒之间的距离可形成环状结构。其中抗磁性颗粒大于磁性颗粒，由于尺寸差异，磁性颗粒将抗磁性颗粒围在中心形成环状。该结构的平衡由理论计算的最小势能和颗粒的数目调节，且环状结构中的颗粒数目与磁流体浓度成正比。

7 结论与展望

本文通过对颗粒/细胞的分离、集中、捕获和排列组装等磁操控方法及其应用的总结，详细分析了颗粒大小、流体流速与磁物性等参数的影响，可为今后研究中通道设计的优化、操控效率的提高提供指导。目前，磁操控技术研究虽然已经取得了一定进展，但都还停留在模型验证阶段，要应用到工程实际中还面临着诸多挑战。

颗粒/细胞的磁操控研究，特别是微流控芯片的结构设计和外加磁场的精确调控尚存在一定的不确定性。很多研究基本集中于颗粒尺寸、流体因素对实验结果的影响，利用磁场的精准操控实现单个颗粒/细胞的捕获以及排列组装将成为今后研究的重要方向。另外，很多学者都以颗粒（通常为聚苯乙烯微球）代替细胞来进行磁操控研究，这给实验过程带来了简易性，却忽略了细胞本身的自主性，而且实际研究中还需考虑细胞的体外培养、荧光染色以及顺磁盐溶液或磁流体的生物兼容性等问题，因此以细胞为对象的磁操控应用于临床研究也将是今后的重点内容。

此外，基于微流控芯片的磁操控技術还需突破很多限制，如低的产量和效率、长时间或使用不当造成的通道堵塞等。已有的微流技术也只局限于对二元混合物的操控，芯片通道设计单一，还不能精确调节磁场大小与分布。总之，颗粒/细胞的磁操控技术已成为微流控芯片研究的重要领域，仍需要进一步发展。

References

1 Chaffer C L， Weinberg R A. Science， 2011， 331（6024）： 1559-1564

2 Karabacak N M， Spuhler P S， Fachin F， Eugene J L. Nat. Protocol， 2014， 9（3）： 694-710

3 Adams J D， Kim U， Soh H T. PNAS， 2008， 105（47）： 18165-18170

4 Nagrath S， Sequist L V， Maheswaran S， Bell D W， Irimia D. Nature， 2007， 450（7173）： 1235-1239

5 Hajba L， Guttman A. TrAC-Trend. Anal. Chem.， 2014， 59： 9-16

6 Gijs M A M. Microfluid. Nanofluid.， 2004， 1（1）： 22-40

7 Chen H H， Gao D. Appl. Phys. Lett.， 2008， 92（17）： 173502

8 Dertinger S K W， Chiu D T， Jeon N L， Whitesides G M. Anal. Chem.， 2001， 73（6）： 1240-1246

9 Yuen P K， Kricka L J， Fortina P， Panaro N J， Sakazume T， Wilding P. Genome Res.， 2001， 11（3）： 405-412

10 Karimi A， Yazdi S， Ardekani A M. Biomicrofluidics， 2013， 7（2）： 021501

11 Nilsson J， Evander M， Hammarstrm B， Laurell T. Anal. Chim. Acta， 2009， 649（2）： 141-157

12 Gossett D R， Weaver W M， Mach A J， Hur S C， Tse H T K， Lee W， Amini H， Carlo D D. Anal. Bioanal. Chem.， 2010， 397（8）： 3249-3267

13 Lenshof A， Laurell T. Chem. Soc. Rev.， 2010， 39（3）： 1203-1217

14 Mage M G， Mchugh L L， Rothstein T L. J. Immunol. Methods， 1977， 15（1）： 47-56

15 Hamblin M N， Xuan J， Maynes D， Tolley H D， Belnap D M， Woolley A T， Lee M L， Hawkins A R. Lab Chip， 2010， 10（2）： 173-178

16 Kayani A A， Khoshmanesh K， Ward S A， Mitchell A， Kalantar-zadeh K. Biomicrofluidics， 2012， 6（3）： 031501

17 Gupta V， Jafferji I， Garza M， Melnikova V O， Hasegawa D K， Pethig R， Davis D W. Biomicrofluidics， 2012， 6（2）： 024133

18 Erb R M， Martin J J， Soheilian R， Pan C， Barber J R. Adv. Funct. Mater.， 2016， 26（22）： 3859-3880

19 Cao Q， Han X， Li L. Lab Chip， 2014， 14（15）： 2762-2777

20 Rosensweig R E. Ferrohydrodynamics. New York： Cambridge University Press， 1985： 7-8

21 Zhu T， Lichlyter D J， Haidekker M A， Mao L. Microfluid. Nanofluid.， 2011， 10（6）： 1233-1245

22 Furlani E P. J. Appl. Phys.， 2006， 99（2）： 024912

23 Cao Q， Liu M， Wang Z， Han X，Li L. Microfluid. Nanofluid.， 2017， 21（2）： 24

24 Modak N， Datta A， Ganguly R. Microfluid. Nanofluid.， 2009， 6（5）： 647-660

25 Hejazian M， Li W， Nguyen N T. Lab Chip， 2015， 15（4）： 959

26 Deen W M. Analysis of Transport Phenomena. New York： Oxford University Press， 1998： 299-308

27 Zhao W， Cheng R， Miller J R， Mao L. Adv. Funct. Mater.， 2016， 26（22）： 3916-3932

28 Gerber R. IEEE T. Magn.， 1984， 20（5）： 1159-1164

29 Gerber R， Takayasu M， Friedlaender F. IEEE T. Magn.， 1983， 19（5）： 2115-2117

30 Zeng J， Deng Y， Vedantam P， Tzeng T R， Xuan X. J. Magn. Magn. Mater.， 2013， 346（1）： 118-123

31 Liang L， Xuan X. Biomicrofluidics， 2012， 6（4）： 044106

32 Zhu T， Marrero F， Mao L. Microfluid. Nanofluid.， 2010， 9（4）： 1003-1009

33 Zhu T， Cheng R， Lee S A， Rajaraman E， Eiteman M A， Querec T D， Unger E R， Mao L. Microfluid. Nanofluid.， 2012， 13（4）： 645-654

34 Shen F， Hwang H， Hahn Y K， Park J K. Anal. Chem.， 2012， 84（7）： 3075-3081

35 Tsutsui H， Ho C M. Mech. Res. Comm.， 2009， 36（1）： 92-103

36 Gijs M A M， Lacharme F， Lehmann U. Chem. Rev.， 2010， 110（3）： 1518-1563

37 Pankhurst Q A， Connolly J， Jones S K， Dobson J. J. Phys. D， 2003， 36（13）： R167-R181

38 Shih P H， Shiu J Y， Lin P C， Lin C C， Veres T， Chen P. J. Appl. Phys.， 2008， 103（7）： 07A316

39 Zborowski M， Sun L， Moore L R， Williams P S， Chalmers J J. J. Magn. Magn. Mater.， 1999， 194（1-3）： 224-230

40 Miltenyi S， Müller W， Weichel W， Radbruch A. Cytometry， 1990， 11（2）： 231-238

41 Derec C， Wilhelm C， Servais J， Bacri J C. Microfluid. Nanofluid.， 2010， 8（1）： 123-130

42 Choi J W， Chong H A， Bhansali S， Henderson H T. Sens. Actuators B， 2000， 68（1-3）： 34-39

43 Lee T Y， Hyun K A， Kim S I， Jung H I. Sens. Actuators B， 2017， 238： 1144-1150

44 Han K H， Frazier A B. J. Appl. Phys.， 2004， 96（10）： 5797-5802

45 Liang L， Zhang C， Xuan X. Appl. Phys. Lett.， 2013， 102（23）： 234101

46 Lu X， Xuan X. Anal. Chem.， 2015， 87（22）： 11523-11530

47 Zeming K K， Ranjan S， Zhang Y. Nat. Comm.， 2013， 4（3）： 1625

48 Sugaya S， Yamada M， Seki M. Biomicrofluidics， 2011， 5（2）： 024103

49 Zhou Y， Xuan X. Appl. Phys. Lett.， 2016， 109（10）： 102405

50 Kose A R， Fischer B， Mao L， Koser H. PNAS， 2009， 106（51）： 21478

51 Gratta C D， Penna S D， Battista P， Donato L D， Vitullo P， Romani G L， Luzio S D. Phys. Med. Biol.， 1995， 40（4）： 671-681

52 Zeng J， Chen C， Vedantam P， Tzeng T R， Xuan X. Microfluid. Nanofluid.， 2013， 15（1）： 49-55

53 Wilbanks J J， Kiessling G， Zeng J， Zhang C， Tzeng T R， Xuan X. J. Appl. Phys.， 2014， 115（4）： 044907

54 Zhu T， Cheng R， Mao L. Microfluid. Nanofluid.， 2011， 11（6）： 695-701

55 Rodríguez-villarreal A I， Tarn M D， Madden L A， Lutz J B， Greenman J， Samitier J， Pamme N. Lab Chip， 2011， 11（7）： 1240-1248

56 Liang L， Xuan X. Microfluid. Nanofluid.， 2012， 13（4）： 637-643

57 Liang L， Zhu J， Xuan X. Biomicrofluidics， 2011， 5（3）： 034110

58 Gach P C， Attayek P J， Whittlesey R L， Yeh J J， Allbritton N L. Biosens. Bioelectron.， 2014， 54（12）： 476-483

59 Kim M C， Wang Z， Lam R H W， Thorsen T. J. Appl. Phys.， 2008， 103（4）： 044701

60 Cui S， Liu Y， Wang W， Sun Y， Fan Y. Biomicrofluidics， 2011， 5（3）： 032003

61 Chen J， Chen D， Yuan T， Xie Y， Chen X. Biomicrofluidics， 2013， 7（3）： 034106

62 Liu C， Stakenborg T， Peeters S， Lagae L. J. Appl. Phys.， 2009， 105（10）： 102014

63 Kose A R， Fischer B， Koser H. IEEE International Conference on Nano/micro Engineered and Molecular Systems， 2008： 903-906

64 Lee C S， Lee H， Westervelt R M. Appl. Phys. Lett.， 2001， 79（20）： 3308-3310

65 Lee H， Purdon A M， Westervelt R M. Appl. Phys. Lett.， 2004， 85（6）： 1063-1065

66 Yassine O， Gooneratne C P， Smara D A， Li F， Mohammed H， Merzaban J， Kosel J. Biomicrofluidics， 2014， 8（3）： 034114

67 Huang C Y， Chen P J， Tsai K L， Chen J Y， Hsieh T F， Wei Z H. IEEE T. Magn.， 2015， 51（11）： 1001304

68 Hoshino K， Huang Y Y， Lane N， Huebschman M， Uhr J W， Frenkel E P， Zhang X. Lab Chip， 2011， 11（20）： 3449-3457

69 Kang J H， Krause S， Tobin H， Mammoto A， Kanapathipillai M， Ingber D E. Lab Chip， 2012， 12（12）： 2175-2181

70 Shields C W， Wang J L， Ohiri K A， Essoyan E D， Yellen B B， Armstrong A J， López G P. Lab Chip， 2016， 16（19）： 3833-3844

71 Shields C W， Livingston C E， Yellen B B， López G P， Murdoch D M. Biomicrofluidics， 2014， 8（4）： 041101

72 Tarn M， Peyman S A， Pamme N. RSC Adv.， 2013， 3（20）： 7209-7214

73 Zhou Y， Kumar D T， Lu X， Kale A， DuBose J， Song Y， Wang J， Li D， Xuan X. Biomicrofluidics， 2015， 9（4）： 044102

74 Falconnet D， Csucs G， Grandin H M， Textor M. Biomaterials， 2006， 27（16）： 3044-3063

75 Krebs M D， Erb R M， Yellen BB， Samanta B， Bajaj A， Rotello V M， Alsberg E. Nano Lett.， 2009， 9（5）： 1812-1817

76 Lee H， Purdon A M， Vincent C， Westervelt R M. Nano Lett.， 2004， 4（5）： 995-998

77 Li K H， Yellen B B. Appl. Phys. Lett.， 2010， 97（8）： 083105