河蚬多糖分离纯化及抗氧化、抗肿瘤活性研究

赵 琪 赵 利 杨玉娈 - 陈丽丽 - 袁美兰 - 白春清 -

(1. 江西科技师范大学生命科学学院，江西 南昌 330013；2. 国家淡水鱼加工技术研发分中心〔南昌〕，江西 南昌 330013)

河蚬多糖分离纯化及抗氧化、抗肿瘤活性研究

赵 琪1ZHAOQi1赵 利1ZHAOLi1杨玉娈1YANGYu-luan1陈丽丽1CHENLi-li1袁美兰1YUANMei-lan1白春清1BAIChun-qing1

(1. 江西科技师范大学生命科学学院，江西 南昌 330013；2. 国家淡水鱼加工技术研发分中心〔南昌〕，江西 南昌 330013)

采用DEAE-52纤维素色谱法和SephadexTMG-100葡聚糖凝胶色谱法对河蚬多糖进行分离纯化，获得CFP-1和CFP-2两个纯化组分，并对两组分进行紫外光谱和红外光谱扫描，结果表明：两组分中没有蛋白质和核酸，并证明它们是多糖类物质。液相色谱分析得到CFP-1和CFP-2的平均相对分子质量分别为1 172，3 627 kD。对河蚬多糖的抗肿瘤、抗氧化活性研究结果表明：CFP-1对人肝癌细胞(HepG-2)抑制作用较CFP-2明显，作用48 h时，CFP-1对人肝癌细胞的抑制活性IC50值为0.24 mg/mL；而在抗氧化活性方面CFP-2优于CFP-1。

河蚬；多糖；分离纯化；抗氧化

多糖参与生物体内各项生理活动，是生命有机体不可缺少的重要成分[1-2]。有机体中的多糖大多与其它大分子物质聚合在一起，其提取方法主要有水提法、碱提法、氯化钠溶液提取法、酶提取法等[3-4]。为了得到单一的多糖组分需要进行纯化，多糖的分级纯化方法有沉淀法、盐析法、柱层析法等[5]。近年来，人们相继发现了多糖具有抗肿瘤、抗氧化等活性[6-7]。目前关于研究贝类多糖的抗肿瘤作用的报道特别多。范秀萍等[8]研究发现，从珠母贝中提取的多糖对体外肿瘤细胞的生长具有显著的抑制作用。胡健饶等[9]发现，从三角帆蚌中提取的多糖对HepA癌细胞的增殖具有明显的抑制作用。贝类多糖对肿瘤细胞的抑制作用可能是具有细胞毒性作用，抑制了肿瘤细胞DNA的合成[10]。多糖的抗氧化活性可能是对肿瘤细胞抑制作用的机理之一。恶性肿瘤患者血液或组织中的脂质过氧化物含量增高，而过氧化氢酶活性和超氧化物歧化酶的活性明显下降，DNA被活性氧持续氧化损伤而不能得到有效修复导致细胞癌变。

河蚬(Corbiculafluminea)又称为黄蚬，是一种淡水类贝壳，在中国的江河湖泊中分布广泛，天然资源十分丰富。本试验拟研究DEAE-52纤维素柱以及葡聚糖凝胶SephadexTMG-100对河蚬多糖的分离纯化效果；河蚬多糖对体外培养的人肝癌HeGp-2细胞活性的抑制效果，通过研究河蚬多糖对DPPH·、·OH、O2-·的清除率以及对铁离子的还原力，建立体外抗氧化模型来评价河蚬多糖的抗氧化活性，为更好地了解河蚬多糖的抗氧化和抗肿瘤性提供依据。

1 材料与方法

1.1 材料与试剂

河蚬：壳长1.5～2.5 cm，采自鄱阳湖水域的鲜活河蚬。

DEAE-52纤维素、葡聚糖凝胶SephadexTMG-100：北京索莱宝科技有限公司；

1,1-二苯基-2-三硝基苯肼(1,1-diphenyl-2-picrylhydrazyl radical，DPPH)：纯度 > 97%,美国Sigma公司；

三吡啶吖嗪：纯度 > 98%，美国Sigma公司；

邻菲罗啉：分析纯，国药集团化学试剂有限公司；

其它试剂：分析纯，南康市华亿化工有限公司；

人肝癌HeGp-2细胞：南昌大学第一附属医院。

1.2 仪器与设备

全自动部分收集器：DBS型，上海沪西仪器有限公司；

电脑定时恒流泵：DHL-B型，上海沪西仪器有限公司；

层析柱：φ 2.5 cm×60 cm，上海华美实验仪器厂；

高效液相色谱仪：1100series型，美国Agilent公司；

红外光谱仪：L-8900型，日本日立公司；

全自动酶标仪：Mode 680型，美国Bio-rad公司。

1.3 试验方法

1.3.1 河蚬粗多糖的提取 取新鲜的河蚬吐沙48 h(每12 h换一次清水)，取肉、匀浆。取河蚬浆于酶反应器中进行水解，水解所用的酶为碱性蛋白酶Alcalase，条件为水解温度50 ℃，加酶量2%，底物浓度2%，起始pH为8.5，水解得到河蚬酶解液[11]。河蚬酶解液流经大孔吸附树脂层析柱，达到穿透点后，用去离子水冲洗至电导率与纯水相当，此流出液经减压浓缩、冷冻干燥得河蚬粗多糖粉末。

1.3.2 河蚬多糖的分离纯化

(1) DEAE-52纤维素凝胶的预处理[12]：称取100 g DEAE-52纤维素凝胶，先用大量蒸馏水浸泡24 h使其充分溶胀后，用碱液—酸液—碱液依次浸泡。每一次换浸泡液之前用大量蒸馏水洗反复冲洗至中性后再浸泡，浸泡所用酸液和碱液浓度为0.5 mol/L的盐酸溶液和氢氧化钠溶液，浸泡时间为0.5 h，体积为1 500 mL。

(2) DEAE-52纤维素色谱柱法分离：称取60 mg河蚬粗多糖溶于3 mL蒸馏水中，缓慢加入层析柱中，然后打开层析柱下端止水夹使多糖溶液进入柱填料内，再缓慢加入3 mL蒸馏水，随后打开恒流泵用浓度分别为0.0，0.1，0.2，0.3 mol/L的NaCl溶液进行梯度洗脱，流速为1.0 mL/min，5 mL自动收集1管，每梯度共收集50管[13]。用苯酚—硫酸法[14]检测各管在490 nm处吸光值，绘制DEAE-52纤维素色谱柱的洗脱曲线。收集峰值处的多糖溶液，经减压浓缩、蒸馏水透析、冷冻干燥得到粗多糖。

(3) SephadexTMG-100葡聚糖凝胶色谱柱的分离：SephadexTMG-100凝胶干粉100 g加入大量蒸馏水浸泡12 h后，进行湿法装柱，平衡备用[15]。取河蚬粗多糖20 mg，溶于5 mL蒸馏水中，从上端缓慢加入凝胶柱中，以蒸馏水洗脱，流速0.2 mL/min，每4 mL自动收集1管，用苯酚—硫酸法检测各管多糖溶液在490 nm处的吸光度值，绘制SephadexTMG-100凝胶色谱柱洗脱曲线。收集主峰的部分多糖溶液，蒸馏水透析2 d，45 ℃减压浓缩冷冻干燥即得多糖纯化产品。

1.3.3 河蚬多糖的紫外扫描图谱 用紫外可见分光光度计对浓度为0.5 mg/mL的河蚬多糖溶液进行扫描，波长范围为200～400 nm。

1.3.4 河蚬多糖的红外扫描图谱 用溴化钾压片法来测河蚬多糖的红外图谱。

1.3.5 河蚬多糖分子量的测定以及纯度鉴定

(1) 分子量标准曲线的制作：用流动相将已知分子量的标准多糖配制成1.0 mg/mL的标准溶液，并用0.45 μm的滤膜进行过滤，采用Agilent 1100series型高效液相色谱仪进行分析，色谱柱为PL aquagel-OH MIXED 8 μm，以静态光散射检测器和示差检测器进行检测。具体操作条件：检测器及柱温均为25 ℃，流动相为浓度为0.1 mol/L的NaNO3的磷酸盐缓冲液，流速为0.8 mL/min，进样体积为20 μL。

(2) 样品多糖平均分子量的测定：称取多糖样品配制1.0 mg/mL 溶液，测定方法同标准品的测定，并计算出多糖样品的平均分子量，鉴定其纯度。

1.3.6 河蚬多糖的抗氧化活性研究

(1) DPPH自由基清除率的测定：参照Li等[16]的方法。分别向试管中加入经过纯化的不同质量分数的河蚬多糖CFP-1、CFP-2，然后再加入0.1 mmol/L DPPH溶液各2 mL，漩涡振荡混匀，在暗室中反应30 min，测波长517 nm处的吸光度值，并计算清除率。

(1)

式中：

K——DPPH自由基清除率，%；

A1——样品的吸光值；

A0——以水代替河蚬提取液的对照试验的吸光值；

A2——以无水乙醇代替DPPH溶液的样品干扰试验的吸光值。

(2) 羟自由基(·OH)清除率的测定：参照文献[17]，在10mL试管中依次加入邻二氮菲(5mmol/L)1.0mL，PBS缓冲液(0.2mol/LpH7.4)2.0mL，1.0mL纯化的河蚬多糖CFP-1、CFP-2，H2O2(0.1mL/100mL)1.0mL，37 ℃水浴1h。用紫外-可见分光光度计测波长536nm处的吸光度值，并计算清除率。

(2)

式中：

K——·OH清除率，%；

A0——双蒸水代替样品的空白对照试验的吸光值；

A1——样品的吸光值；

A2——双蒸水代替除样品以外的物质的干扰实验的吸光值。

(3) 铁离子还原力的测定：将0.02mol/L的氯化铁溶液、0.3mol/L，pH3.7的醋酸盐缓冲液和0.01mol/L的三吡啶吖嗪溶液，用0.04mol/L的盐酸溶液配制，以1∶10∶1的比例混合均匀，即可获得FRAP试剂。

FeSO4标准曲线的绘制：分别取1.0mmol/L硫酸亚铁溶液0.00，0.10，0.20，0.30，0.40，0.50，0.60mL，按顺序加入双蒸水2.0，1.9，1.8，1.7，1.6，1.5，1.4mL再加入10.0mLFRAP试剂。摇匀，37 ℃反应10min，测定其在波长593nm处的吸光度值，绘制标准曲线。

样品的测定：10mLFRAP溶液中加入2mL样品(纯化的河蚬多糖CFP-1、CFP-2)，摇匀，37 ℃反应10min后，593nm记录吸光度值，以蒸馏水代替河蚬多糖溶液做空白对照，A1为样品的吸光度，A2为以蒸馏水代替氯化铁溶液做干扰试验吸光度，以每毫克样品达到相同吸光度(A1-A2)时所需FeSO4的微摩尔数表示样品的抗氧化能力。

(4) 超氧阴离子自由基(O2-·)清除率的测定：按表2加入样品和试剂，迅速混匀，倒入比色皿中，在420nm波长处测定邻苯三酚的自氧化速率(0～5min)，计算对O2-·的清除率：

(3)

式中：

SA——超氧阴离子自由基(O2-·)清除率，%；

V0——对照管吸光度随时间的变化率，%；

VS——样品管吸光度随时间的变化率，%。

pH=8.2Tri—HCl缓冲液(0.1mol/L)用2mmol/LEDTA配制；邻苯三酚(60mmol/L)用10mmol/LHCl配制。

表1 超氧阴离子自由基清除活性测定加样表Table 1 Determination of superoxide anion radicalscavenging activity mL

1.3.7 河蚬多糖的抗肿瘤活性研究

(1) 肿瘤细胞的复苏：采用快速融化法。一般要求在20 s内完全融化，以避免水分渗入细胞内再结晶对细胞造成损害[18]。将无菌RPMI-1640完全培养基(含10%胎牛血清)置入37 ℃、5%的CO2培养箱中，放置 30 min；取出冻存管后迅速放入 37 ℃水浴锅中复温，轻轻振动融化，待冻存管中融化90%左右时取出；在无菌操作台中用75%的乙醇消毒冻存管后开启，用移液器吸出细胞悬液注入离心管，并滴加10倍左右的 RPMI-1640 培养基，混匀后1 000 r/min 离心 5 min，弃去培养液；用无菌的RPMI-1640 完全培养基重新配成细胞悬液，并转移至细胞培养瓶中，计数并检查细胞活力，然后置于CO2培养箱中静置培养。

(2) 细胞的传代与培养：以无菌操作，打开瓶口过火后，用移液枪轻轻吸去上层培养液；用2 mL无菌PBS缓冲液洗涤2次，加入胰蛋白酶800 μL，放入CO2培养箱中进行消化。待贴壁细胞如流沙状脱落时(约2～3 min)加入RPMI-1640完全培养基4 mL终止消化，用吸管轻轻吹打制成均匀的细胞悬液。将细胞悬液分置于3个培养瓶中，分别加入5 mL RPMI-1640 完全培养基轻轻混匀置于培养箱中培养[19]。

(3) 抗肿瘤活性的测定：采用MTT法[20-21]。培养人肝癌HepG-2细胞至对数生长期，经胰酶消化后加入培养液终止消化，离心后去除上清液，加入适量的培养基调节细胞浓度为1×105个/mL。在96孔培养板中接种细胞悬液100 μL，待细胞贴壁后(一般需要6 h)加多糖溶液100 μL；每组设6个复孔；置于CO2培养箱中培养24 h或48 h后取出做MTT检测，试验方法为：每孔加入5.0 mg/mL MTT溶液(以PBS配制，并用0.22 μm滤膜过滤除菌)20 μL，继续培养4 h后弃去上清液，每孔加入150 μL 二甲基亚砜，低速振荡10 min后，用酶标仪于492 nm处测吸光度，重复3次，取平均值，并按式(4)计算不同浓度纯化河蚬多糖CFP-1、CFP-2对人肝癌HepG-2肿瘤细胞的抑制率。绘制抑制率与多糖浓度关系曲线。

(4)

式中：

A——抑制率，%；

OD1——样品的吸光值；

OD2——对照试验的吸光值。

1.3.8 数据分析及作图 试验数据用SPSS13.0分析，Origin8.0作图。

2 结果与分析

2.1 河蚬多糖的分离及纯化

2.1.1DEAE-52纤维素色谱柱的初步分离 由图1可知，经不同浓度NaCl溶液梯度洗脱，以苯酚—硫酸法示踪检测到2个主要洗脱峰，得到河蚬粗多糖2个主要组分并命名，分别是以蒸馏水洗脱得到的CFP-1和以0.1mol/LNaCl溶液洗脱所得CFP-2。合并相同组分经减压浓缩、蒸馏水透析、冷冻干燥之后得到CFP-1和CFP-2 2个多糖产品，之后再通过凝胶层析柱进行更进一步的纯化。

图1 DEAE-52纤维素色谱柱的梯度洗脱曲线Figure 1 Gradient elution curve of DEAE-52 cellulosechromatography column

2.1.2SephadexTMG-100葡聚糖凝胶色谱柱的分离 葡聚糖G-100凝胶柱对CFP-1和CFP-2的洗脱曲线见图2，3，经葡聚糖G-100凝胶柱分离CFP-1和CFP-2两组分的洗脱峰都为单一峰且峰型对称性良好。收集合并相同组分，经减压浓缩、蒸馏水透析、冷冻干燥得到棉絮状的纯化多糖CFP-1和CFP-2。

图2 CFP-1流经 SephadexTM G-100 柱洗脱曲线Figure 2 CFP-1 SephadexTM G-100 column elution curves

图3 CFP-2流经 SephadexTM G-100 柱洗脱曲线Figure 3 CFP-2 SephadexTM G-100 column elution curves

2.2 河蚬多糖的紫外扫描图谱分析

由图4可知，粗多糖和分离纯化的2个多糖组分在200nm附近都有一大的吸收峰；该吸收峰为多糖的特征吸收峰，在260～280nm处，粗多糖有吸收峰，而经分离纯化的多糖CFP-1和CFP-2均没有此峰，说明经分离纯化的多糖组分已无蛋白质和核酸。

2.3 河蚬多糖的红外扫描图谱

图5、6为河蚬多糖CFP-1、CFP-2的红外光谱图。在图5，6中，3 370nm-1左右处2种组分都出现了明显的吸收峰，在3 700～3 100nm-1处出现的吸收带是羟基的O—H伸缩振动；2 928nm-12种组分都都出现了明显吸收峰，在3 000～2 800nm-1处出现的吸收峰是由烷基的C—H伸缩振动引起的，由此可知CFP-1和CFP-2含有多糖类物质的特征基团。在1 700～1 600nm-1处2种组分出现的强吸收峰可能是羧基的C═O非对称伸缩振动引起的，也可能是氨基的N—H变角振动引起的，1 400～1 300nm-1处2种组分都出现了强吸收峰是羧基的C═O对称伸缩振动，说明这2种河蚬多糖组分都含有羧基基团；在1 200～900nm-1处2种组分都出现一组强的吸收峰，它是由羟基(O—H)的变角振动和吡喃糖环中醚键(C—O—C)的伸缩振动引起[22]。CFP-1在840nm-1处的吸收峰表明该多糖含有a-型糖苷键[23]。

图4 河蚬多糖的紫外吸收图谱Figure 4 UV absorbance spectra of polysaccharides ofCobicula fluminea

图5 河蚬多糖纯化组分CFP-1傅立叶变换红外光谱图

Figure5IsolationandPurificationcomponentsCFP-1ofFourierTransformInfraredspectrumfromCorbicula flumineaPolysaccharide

图6 河蚬多糖纯化组分CFP-2傅立叶变换红外光谱图

Figure 6 Isolation and Purification components CFP-2 of Fourier Transform Infrared spectrum fromCorbiculaflumineaPolysaccharide

2.4 河蚬多糖的分子量测定及纯度鉴定

由图7可知，经DEAE-52纤维素柱和sephadexTMG-100凝胶柱纯化后的多糖组分CFP-1经2种检测器得到的结果显示，出现且峰型尖锐对称性好的单一峰，与凝胶色谱图结果相吻合，说明河蚬粗多糖经两步柱层析分离纯化后得到的多糖CFP-1分子量相对均一。由图8可知，静态光散射检测器检测结果显示有一个峰形尖锐且对称的峰，而示差检测器检测结果显示有多个峰，说明河蚬多糖CFP-2中还含有一定的其他物质。经计算河蚬多糖CFP-1与CFP-2的平均相对分子质量分别为1 172，3 627 kD。

a为示差检测器对CFP-1的检测结果，b为静态光散射检测器对CFP-1的检测结果

图7 河蚬多糖纯化组分CFP-1的高效液相色谱图

Figure 7 Isolation and Purification components CFP-1 of High performance liquid chromatography fromCorbiculaflumineaPolysaccharide

a为示差检测器对CFP-2的检测结果，b为静态光散射检测器对CFP-2的检测结果

图8 河蚬多糖纯化组分CFP-2的高效液相色谱图

Figure 8 Isolation and Purification components CFP-2 of High performance liquid chromatography fromCorbiculaflumineaPolysaccharide

2.5 河蚬多糖的体外抗氧化活性分析

2.5.1 对DPPH自由基的清除率 由图9可知，随着河蚬多糖浓度的增大，河蚬多糖CFP-2对DPPH·的清除率显著增大，CFP-1对DPPH·的清除能力增加缓慢，当浓度为3 mg/mL时，CFP-2对DPPH·的清除率为52.04%，CFP-1对DPPH·的清除率为16.60%，所以CFP-2表现出了更强的清除DPPH·活性。显著性分析结果显示CFP-1浓度升高到2.5 mg/mL之后，清除率的变化不显著；CFP-2在各浓度条件下对DPPH·的清除率变化均显著。

图9 河蚬多糖对DPPH自由基的清除作用Figure 9 Scavenging effect of Polysaccharide from Corbicula fluminea on DPPH Free Radical

2.5.2 对羟自由基的清除率 由图10可知，随着河蚬多糖浓度的增大，CFP-1对·OH的清除率减小，CFP-2对·OH的清除率增大，当CFP-1浓度为0.5 mg/mL时，对·OH的清除率为27.81%，当浓度增大为3 mg/mL时，对·OH的清除率下降到15.63%；当CFP-2 浓度为0.5 mg/mL时，对·OH的清除率为16.88%，当浓度增大为3 mg/mL时，对·OH的清除率增大到63.75%。由此可知，对比2种多糖对·OH的清除率，结果显示CFP-2表现出更强的活性，显著性分析结果显示CFP-2在各浓度条件下对·OH的清除率变化均显著。

图10 河蚬多糖对·OH的清除作用Figure 10 Scavenging effect of Polysaccharides fromCorbicula fluminea on Hydroxyl radical

2.5.3 对铁离子的还原力 由图11可知，随着河蚬多糖浓度的增大，CFP-2吸光度明显增大，而CFP-1吸光度变化缓慢，说明CFP-2对铁离子还原力强于CFP-1。当多糖浓度为3 mg/mL时，CFP-1和CFP-2的FRAP值分别为24.64，65.24 μmol/mg。显著性分析结果显示CFP-2在各浓度条件下对铁离子还原力的变化均显著。

图11 河蚬多糖的铁离子还原力Figure 11 Reducing power of Corbicula flumineaPolysaccharide

2.5.4 对超氧阴离子自由基的清除率 由图12可知，河蚬多糖CFP-1和CFP-2对O2-·的清除能力都随着浓度的增大呈增大趋势。CFP-2 对O2-·的清除率增加缓慢，CFP-1 对O2-·的清除率增加明显，当CFP-2浓度为0.5 mg/mL时，对O2-·的清除率为0.32%，当浓度为3 mg/mL时，对O2-·的清除率增加到2.86%；当浓度为0.5 mg/mL时，CFP-1对O2-·的清除率为1.59%，当浓度为3 mg/mL时，CFP-1对O2-·的清除率增大到16.19%。由此可知，CFP-1 对O2-·的清除活性高于CFP-2。但试验结果显示2种多糖对O2-·的清除活性都较弱。

图12 河蚬多糖对O2-·的清除作用

Figure 12 Scavenging effect of Polysaccharides fromCorbiculaflumineaon Superoxide anion

2.6 河蚬多糖的体外抗肿瘤活性分析

由图13可知，加药培养 24 h和48 h后，河蚬多糖CFP-1对体外培养的人肝癌HeGp-2细胞生长都有一定的抑制作用，当河蚬多糖CFP-1浓度为0.2 mg/mL时，作用24 h抑制不明显，作用48 h其抑制率达到44.17%，表现出了较强的体外抑瘤活性。

图13 CFP-1对体外培养的HeGp-2细胞的生长抑制作用Figure 13 Effect of CFP-1 on proliferation of HeGp-2 cells

由图14可知，加药培养 24 h和48 h后，河蚬多糖CFP-2对体外培养的人肝癌HeGp-2细胞生长都有一定的抑制作用，当河蚬多糖CFP-2浓度为0.2 mg/mL时，作用24 h抑制不明显，作用48 h其抑制率达到37.56%，比CFP-1的抗肿瘤活性稍弱。

3 结论

通过DEAE-52纤维素色谱法，获得河蚬粗多糖2个初步分离组分，再利用SephadexTMG-100葡聚糖凝胶色谱法对初步分离的2个组分进行进一步纯化，得到CFP-1和CFP-2 2个组分。经计算得到河蚬多糖CFP-1与CFP-2的平均相对分子质量分别为1 172，3 627 kD。对河蚬粗多糖、CFP-1、CFP-2的紫外光谱扫描得出经分离纯化的多糖组分已无蛋白质和核酸。对其进行红外扫描得出CFP-1和CFP-2均为多糖类物质。河蚬多糖对人肝癌细胞HepG-2抑制结果表明：CFP-1对人肝癌细胞HepG-2抑制作用效果显著；纯化多糖CFP-1和CFP-2都具一定的抗氧化能力，在对DPPH·、·OH、O2-·的清除率以及铁离子还原力方面，CFP-2的抗氧化活性均优于CFP-1。

图14 CFP-2对体外培养的HeGp-2细胞的生长抑制作用Figure 14 Effect of CFP-2 on proliferation of HeGp-2 cells

本试验对河蚬多糖的分离纯化，得到了2种纯化产品CFP-1和CFP-2，并对其纯度、分子量、抗肿瘤活性和抗氧化活性进行了研究，但是对2种多糖的结构特征等还不是很了解，可以进行进一步的试验研究，对其它可能存在的一些性质也可以进行试验分析。

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收稿日期：2017-01-22

Study onisolation, antioxidation and anti-tumor activites of polysaccharide inCorbiculafluminea

(1.CollegeofLifeScience,JiangxiScienceandTechnologyNormalUniversity,Nanchang,Jiangxi330013,China;2.NationalR&DBranchCenterforFreshwaterFishProcessing,Nanchang,Jiangxi330013,China)

CFP-1 and CFP-2 were purified fromCorbiculaflumineaby DEAE-52 cellulose anion-exchange chromatography and SephadexTMG-100 gel-filfration chromatography. The molecule structure was analyzed by ultraviolet spectrum scanning and infraned spectrum. Ultraviolet spectrum showed that CFP-1 and CFP-2 contained little DNA and protein, and infraned spectrum showed that both of them were polysaccharides. Purity of CFP-1 and CFP-2 was further confirmed by using HPLC, they were homogenous with a molecular weight of 1 172 kD and 3 627 kD. The result showed that CFP-1 could significantly inhibit proliferation of HepG-2 than CFP-2. with theIC50value of 0.24 mg/mL after 48 h treating. In addition, radical scavenging tests revealed that CFP-2 showed significant function of antioxidation activity.

Corbiculafluminea; polysaccharide; separation and purification; antioxidation activity

10.13652/j.issn.1003-5788.2017.04.025

福建省中青年教师教育科研项目(编号：JA15390)；泉州市科技计划项目(编号：2015Z135)；福建省大学生创新创业训练计划项目(编号：201510399041)

陈洪彬(1989-)，男，泉州师范学院讲师，在读博士研究生。E-mail:yummyway@qq.com

2017—02—16

基金项目：湖南省林业厅项目(编号：XLK201664，XKL201735)；湖南省科技重大专项(编号：2016NK1001)；湖南省大学生研究性学习和创新性实验计划(编号：XJT2016﹝283﹞-254)

钟海雁(1963-)，男，中南林业科技大学教授，博士。 E-mail: zhonghaiyan631210@126.com

作者简介：包莉圆，女，中南林业科技大学在读硕士研究生。