兰屿肉桂炭疽病菌的鉴定及生物学特性

（广东海洋大学 农学院生物技术系，广东 湛江 524088）

兰屿肉桂Cinnamomum kotoenseKanehira& Sasaki又名平安树，为樟科Lauraceae樟属Cinnamomum常绿小乔木，原产地为台湾省兰屿岛，是一种具有很高观赏价值及药用价值的植物。兰屿肉桂的化学成分具有抗肿瘤、抗抗氧化、抗菌等生物活性[1-3]，如Isokotomolide A[4]、kotomolide A[5]、obtusilactone A[6]和 Isoobtusilactone A[7]等 化学成分抗肿瘤作用，具有很高的开发利用价值。兰屿肉桂与肉桂Cinnamomum cassia形态相似[8]，但叶片亮绿常青，树形优美，并且散发出芳香味（肉桂醛），深受人们喜爱，市场走俏，在广东、广西、福建、云南等地用作盆景植物被广泛栽培。

危害樟属Cinnamomumspp.的病害有圆褐斑病Ascochyta cinnamomi、斑枯病Septoriacinnamomi、褐斑病Sphaeropsis cinnamomi[9]；枝枯病Botryodiplodia thebromae[10]、粉实病Elaeogema floricola[11]、根腐病Rhizoctonia solani和炭疽病Colletotrichum gloeosporioides[12-13]等。2013年 对广东省湛江南国花卉科技园的兰屿肉桂病害进行调查，发现炭疽病危害尤为严重，发病率可高达80%。兰屿肉桂炭疽病国内外未见报道，本文对病原进行了鉴定，并研究了其生物学特性。

1 材料与方法

1.1 病原菌的分离

从广东省湛江南国花卉科技园采集具有典型症状的兰屿肉桂病叶样品，清水冲洗，晾干，在病、健交界处剪取0.5 cm×0.5 cm的组织块，经75%酒精消毒3 min，无菌水冲洗3次，0.1%升汞消毒3 min，无菌水冲洗3次处理后，接种到平板PDA培养基（马铃薯200 g 葡萄糖20 g 琼脂17 g H2O 1 000 mL pH值自然），28 ℃黑暗培养48 h后，挑取从组织块长出的菌丝至PDA平板纯化。产孢后，采用平板稀释法进行分离纯化，挑取单菌落到试管斜面培养基培养，保存和备用。

1.2 致病性测定及寄主范围

致病性测定：挑取典型形态特征的菌株接种到平板PDA中，28 ℃黑暗培养，待产孢后用无菌水制备浓度为104～105个/mL的孢子悬浮液。选取健康的叶片用水洗净晾干，用75% 酒精进行表面消毒后针尖刺伤叶表面。用移液器吸取5 μL孢子悬浮液，均匀涂抹在刺伤部位，无菌水为对照。接种后，用保鲜袋套住叶片，保鲜袋放置湿润的无菌棉球保持湿度，观察发病情况。

寄主范围：接种方法同致病性测定，13种供试寄主植物分别为香樟Cinnamomum camphora（樟科）、阴香Cinnamomum burmanni（樟科）、香龙血树Dracaena fragrans（百合科）、富贵竹Dracaena sanderiana（百合科）、红边龙血树Dracaena concinna（百合科）、软枝黄蝉Allamanda cathartica（夹竹桃科）、黄花夹竹桃Thevetia peruviana（夹竹桃科）、红背桂Excoecaria cochinchinensis（大戟科）、桂花Osmanthus fragrans（木犀科）、番石榴Psidium guajava（桃金娘科）、鱼尾葵Caryota ochlandra（棕榈科）、福建茶Carmona microphylla（紫草科）、白玉兰Michelia alba（玉兰科）。

1.3 病原菌鉴定

形态特征观察：参考Damm等方法[14-15]，将病原菌接种到新鲜PDA培养基中，28℃黑暗培养，观察菌落形态、产孢结构、孢子形态及大小、附着孢形态及大小等形态特征。

ITS序列分析：将病原菌活化，挑取少许新鲜菌丝进行菌落PCR[16]。扩增引物分别为ITS4（TCC TCC GCT TAT TGA TAT GC）和ITS5（GGA AGG TA AG TCA AGG）[17]。采用TaKaRa公司的MightyAmp DNA Polymerase Ver.2试剂盒配制PCR反应工作液，PCR反应体系包括ITS4和ITS5混合引物 3 μL， Amp 酶 1.0 μL，2×buffer 25 μL，加ddH2O补至50 μL。PCR扩增程序：98℃预变性 2 min，98 ℃变性 10 s，56 ℃复性 15 s，68 ℃延伸1 min，35个循环，72℃10 min。PCR产物经过1% 琼脂糖凝胶电泳检测后送生工生物工程（上海）股份有限公司测序。

所得到序列在GenBank进行BLAST比对和同源性分析，选取与病原菌同源性高及近缘种的菌株序列，用MEGA[18]6.0的邻接法（Neighbor joining,NJ），构建系统发育树，并用Bootstrap进行自举检验，1 000次重复。

1.4 生物学特性

测定了不同培养基、碳源、氮源、温度、pH值、光照对病原菌菌丝生长、产孢量和孢子萌发的影响以及相对湿度对病原菌孢子萌发的影响。

菌丝生长和产孢量：将病原菌接种到新鲜PDA培养基上，28 ℃暗培养3 d后用直径为6mm打孔器取菌饼，接种于测定培养基培养5 d，十字交叉法测量菌落直径，培养11天，用无菌水把孢子洗脱，稀释后用血球计数板计数，测定产孢量，计算每培养皿（直径9 cm）的孢子数量，每个试验重复5次。

孢子萌发：采用Fernando等[19]的方法测定孢子萌发率。在玻片上涂一层厚度约为2mm培养基，用移液器滴加20 μL浓度为104～105个/mL的孢子悬浮液并涂布均匀，置于无菌培养皿，保湿培养6 h，观察孢子萌发状况，计算孢子萌发率，试验重复3次。

不同培养基：将病原菌分别接种到8种培养基：（1）PDA培养基；（2）查氏培养基CZA（硝酸钠 3 g＋磷酸氢二钾 1 g＋硫酸镁 0.5 g＋氯化钾0.5 g＋硫酸亚铁0.01 g＋蔗糖 30 g＋琼脂 17 g 蒸馏水1 000 mL，pH值自然）；（3）Winstead培养基WIN（葡萄糖5 g＋磷酸二氢钾 1 g＋磷酸氢二钾0.5 g＋硫酸镁 2 g＋硝酸钾2 g＋琼脂17 g＋蒸馏水1 000 mL，pH值自然）；（4）Cantino PYG培养基（蛋白胨1.25 g＋酵母浸膏1.25 g＋葡萄糖3 g＋琼脂17 g＋蒸馏水 1 000 mL，pH值自然）；（5）WA培养基（琼脂17 g＋蒸馏水1 000 mL，pH自然）；（6）玉米粉培养基CMA（玉米粉30 g＋琼脂17 g＋蒸馏水1 000 mL，pH值自然）；（7）蔗糖酵母浸膏培养基PSY（蛋白胨10 g＋酵母浸膏 5 g＋蔗糖 2 g＋琼脂17 g＋蒸馏水1 000 mL，pH值自然），28 ℃黑暗培养。

碳源和氮源：用等摩尔质量的果糖、葡萄糖、半乳糖、麦芽糖、乳糖、甘露醇、淀粉、肌醇、葡萄糖替换查氏培养基中的碳源（蔗糖）；用等摩尔质量的酵母浸膏、甘氨酸、尿素、水解乳蛋白、蛋白胨、氯化铵、L-苯丙氨酸、精氨酸替换查氏培养基中的氮源（硝酸钠），以不加任何碳源、氮源培养基为对照，病原菌接种后28 ℃黑暗培养。

温度：病原菌接种到PDA后置于5、10、15、20、25、 30、35、40 ℃恒温培养箱中黑暗培养。

pH值：病原菌接种至pH值为3.0、4.0、5.0、6.0、7.0、8.0、9.0、10.0的 PDA 培养基后28℃下黑暗培养。

光照处理：病原菌接种到PDA后置于24 h光照、12 h光暗12 h黑暗、24 h黑暗、10 min紫外线+24 h光照、10 min紫外线+24 h黑暗条件下，28 ℃培养。

相对湿度：设70%、75%、80%、85%、90%、95%、98%和100% 8个梯度。将孢子悬浮液直接涂抹在玻片上，在超净工作台用无菌风吹干后，放入密闭的盒内，用不同浓度的甘油保持盒内的相对湿度[20]，28 ℃黑暗培养6 h 测定孢子萌发率。

1.5 数据分析

应用SPSS 20.0软件对试验数据进行单因素方差分析，组间差异进行多重比较以及Duncan氏新复极差法分析，并用Origin 8.0软件进行图表分析。

2 结果与分析

2.1 病症、致病性测定及寄主范围

肉桂炭疽病主要危害叶片，常发生在叶面、叶尖或叶缘处。发病初期出现褐色斑点，后变黑；斑点扩展形成斑块，初期漆黑色，后期中间颜色变浅，白色或灰白色，边缘黑色，病斑周围形成浅黄色脱绿晕圈；斑块形状不规则，常连接成片，形成漆黑色大斑（见图1 A），逐渐变为灰褐色，边缘黑色，后期在灰褐色病斑中央出现黑色小点。在叶尖或叶缘发病（见图1 B和C），易形成焦枯。发病严重时，叶片表面脱绿，形成黄褐色至黑色斑块。

图1 兰屿肉桂炭疽病病症Fig.1 Symptoms of anthracnose diseases on Cinnamomum kotoense

用从典型病斑上分离到的菌株挑选有代表菌株RG1接种健康叶片，8 d后表现症状（见图1 D和E），14 d后表现出病症与自然条件下的发病症状相同（见图1 F），从接种发病的部位可重新分离到与接种菌相同的菌株，而对照不发病，证明所分离接种的菌株为病原菌。

用RG1接种9科共13种植物，除百合科的富贵竹和大戟科的红背桂不表现出病症外，供试的8个科，百合科（红边龙血树和香龙血树）、夹竹桃科（黄花夹竹桃科和软枝黄蝉）、木樨科（月桂）、桃金娘科（番石榴）、玉兰科（白玉兰）、樟科（香樟和阴香）、紫草科（福建茶）和棕榈科（鱼尾葵）的11种植物均感病。

2.2 病原菌鉴定

病原菌在PDA培养基培养5 d，菌落直径65～80mm，8 d长满培养皿；菌丝浓密，9～10 d，菌落颜色开始由白色转变为灰绿色至黑色（见图2A）；气生菌丝无色至浅黑色，营养菌丝无色至深黑色，分隔，分枝，细胞壁光滑。分生孢子梗瓶颈状，单孢（见图2 B和C）；分生孢子单胞，椭圆形或长卵形，两端钝圆，一端稍细，9.3 ～ 17.3 μm×3.0 ～ 5.8 μm（Ave.15.0±2.2 μm×4.29±0.7 μm）， 长 宽 比 2.4～ 3.9 μm（Ave.3.09±0.41 μm）（见图2 B-F）；附着胞形态多样，为圆形、椭圆形或不规则形，浅褐色至暗褐色，10.3 ～ 19.0×5.1 ～ 8.2 μm（Ave.13.3±2.6 μm×6.9±0.7 μm）（见图2 G-L）。

用ITS引物扩增出病原菌菌株RG1的ITS序列，长度约为570 bp (KR909324)，经BLAST分析与Colletotrichum aotearoa模式菌株ICMP 18537(JX010205)的同源性为100%，与C.horii模式菌株ICMP10492 (GQ329690)、C.subsp.ciggaro模式菌株ICMP 18539（JX010230）、C.musae模式菌株 CBS 116870（JQ005777） 和C.gloeosporioides模式菌株CBS 112999（JX010152）的同源性为99%。利用MEGA6.0软件的邻接法构建系统发育树，RG1与C.aotearoa ICMP 18537处于同一分支（见图3），故将肉桂炭疽病病原菌鉴定为Colletotrichum aotearoaB.Weir & P.R.Johnst[21-22]。

图2 病原菌形态Fig.2 Morphological characteristics of pathogen causing anthracnose diseases on Cinnamomum kotoense

图3 基于ITS序列构建的系统发育树Fig.3 Phylogenetic tree of Colletotrichum species reconstructed by neighbor-joining (NJ) using the ITS sequences

2.3 生物学特性

2.3.1 培养基对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响

病原菌在7种供试培养基中均能生长，PDA最适合病原菌菌丝生长，培养5 d后的菌落直径为6.98 cm；PYG和CMA最有利于病原菌形成分生孢子，产孢量均为4.75×106个/皿，在WA上不产孢；CMA、PYG、PDA和WA适合病原菌分生孢子萌发，在CMA上的萌发率最高为96.93%，而WIN、CZA和PSY均不利于病原菌分生孢子的萌发，萌发率低于30%（见表1）。

表1 培养基成分对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响†Table 1 Effect of medium on the mycelial growth,sporulation and spore germination of pathogen

2.3.2 碳源对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响

病原菌对碳源利用情况见表2。其中蔗糖最有利于病原菌菌丝生长，菌落直径达6.28 cm，甘露醇最不利于菌丝生长；果糖作为碳源最有利于病原菌产孢，产孢量为5.50×106个/皿，在无碳培养基上不产孢，以葡萄糖和蔗糖为碳源的产孢量较少，为2.25×106个/皿；以肌醇为碳源时，病原菌分生孢子萌发率最高为90.00%，其次为淀粉，而半乳糖为碳源时萌发率最低为30.33%。

2.3.3 氮源对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响

从表3可以看出，以蛋白胨提供氮源时，病原菌菌丝生长最快，产孢量最大，培养5天的菌落直径为7.23 cm，培养11天后，产孢量为7.75×106个/皿；以氯化铵为氮源，菌丝生长最慢，在无氮源的培养基中，病原菌不产孢，在以酵母浸膏为氮源，病原菌的产孢量为0.75×106个/皿；在以酵母浸膏为氮源的培养基中，病原菌分生孢子萌发率最高为96.67%，其次为精氨酸，而在无氮培养基中，孢子萌发率最低，仅为7.67%。

表2 碳源对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响Table 2 Effect of carbon sources on the mycelial growth,sporulation and spore germination of pathogen

表3 氮源对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响Table 3 Effect of nitrogen sources on the mycelial growth,sporulation and spore germination of pathogen

2.3.4 温度对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响

温度低于5 ℃和高于35 ℃，病原菌均不能生长和产孢，低于5 ℃和高于40 ℃，病原菌孢子不萌发；温度25℃时，病原菌生长最快、产孢量最大，孢子萌发率最高，分别为6.98 cm、4.00×106个/皿和93.40%（见表4）。

表4 温度对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响Table 4 Effect of temperature on the mycelial growth,sporulation and spore germination of pathogen

2.3.5 pH值对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响

在pH范围为4.0～10.0时，病原菌能生长和产孢，pH 3.0时，病原菌不生长和产孢；在pH3.0～10.0范围内病原菌的分生孢子均能萌发；pH 7.0时，病原菌菌丝生长速度最快、产孢量最大，孢子萌发率最高，其菌落直径为5.83 cm，产孢量为3.75×106个/皿和孢子萌发率为97.00%（见表5）。

表5 pH值对菌丝生长、产孢以及孢子萌发的影响Table 5 Effect of pH value on the mycelial growth,sporulation and spore germination of pathogen

2.3.6 光照对菌丝生长、产孢的影响

光照对病原菌菌丝生长、产孢影响差异显著，黑暗培养有利于菌丝生长和孢子产生，UV对孢子产生有抑制作用。不同光照处理下，菌丝生长速度依次为5 min紫外+24 h黑暗＞24 h黑暗＞12 h黑暗+12 h光照＞24 h光照＞ 5 min 紫外线+24 h光照；在24 h黑暗条件下最有利于病原菌产孢，产孢量为5.51×106个/皿；5 min紫外+24 h黑暗、24 h光照和5 min 紫外线+24 h光照处理，对病原菌产孢影响差异不显著，12 h黑暗+12 h光照条件下，产孢量最低为2.51×106个/皿。

表6 光照对菌丝生长、产孢的影响Table 6 Effect of light treatments on the mycelial growth and sporulation of pathogen

2.3.7 相对湿度对病原菌孢子萌发的影响

相对湿度对病原菌孢子萌发影响显著，相对湿度低于80%时，孢子不容易萌发，萌发率低，相对湿度高于80%时，随着相对湿度的升高，孢子萌发率迅速升高，当相对湿度位98%时萌发率为100%（见图4）。

图4 相对湿度对病原菌孢子萌发的影响Fig.4 Effect of relative humidity on spore germination of pathogen

3 讨 论

炭疽病是危害兰屿肉桂的主要病害，可危害叶片，形成黑斑，严重时导致整株植物叶片发黄，枯萎和落叶，严重影响了其观赏价值。炭疽病是一个常见的植物病害，炭疽病菌Colletotrichumspp.寄主范围广[23]，可侵染寄主的叶、花、果和茎等器官，导致如柿树嫩梢枯萎、落叶、落果和果实腐烂等[24]。炭疽病菌可危害多种樟属植物，如C.fioriniae侵染细叶香桂C.subavenium[25]，胶胞炭疽菌Colletotrichum gloeosporioides侵染香樟Cinnamomum camphora[26]和锡兰肉桂C.zeylanicum[27-28]，导致炭疽病的发生。

将菌株RG1接种到健康叶片进行致病性测定，引起症状与自然条件下形成的症状相同，其形态学特性与Weir等报道的炭疽菌新种Colletotrichum aotearoa一致[21]，ITS序列BLAST分析与C.aotearoa模式菌株ICMP 18537 (JX010205)的同源性为100%，因此将兰屿肉桂炭疽病的病原菌确定为Colletotrichum aotearoaB.Weir & P.R.Johnst。

C.aotearoa寄主范围广。Weir等从新西兰16个属植物的叶斑、腐烂果实和健康的组织中分离得到C.aotearoa，认为其是土著种，可侵染或内生多种植物[21]。随后Liu等报道，在澳大利亚C.aotearoa引起山龙眼科Proteaceae的Banksia marginata和Knightiaspp.炭疽病[22]。本研究表明C.aotearoa在我国可侵染兰屿肉桂和8科11种测试植物。

碳源、氮源、温度、光照、pH和相对湿度等因子对病原菌菌丝生长、孢子形成和萌发影响差异显著。病菌的生物学特性研究结果表明菌丝生长、孢子产生和分生孢子萌发最适培养基分别为PDA、PYG和CMA、CMA；最适碳源分别为蔗糖、果糖、肌醇；最适氮源分别为蛋白胨、蛋白胨、酵母浸膏；最适温度均为25℃，最适温度pH值均为7.0；光照对菌丝生长和孢子产生影响差异显著，24 h黑暗培养的菌丝生长比24 h光照、5 min UV+24 h光照和12 h光照+12 h黑暗培养的快；相对湿度高有利于分生孢子萌发。兰屿肉桂炭疽病在广东湛江常年发生，11月份左右发病尤为严重，这与病原菌在温度25 ℃最适合菌丝生长、产孢和孢子萌发的特点相吻合。目前有关该菌生物学特性研究未见报道，结果将为研究病害发生规律及病害防治提供理论依据

Colletotrichum aotearoa既可在植物组织中内生，也可侵染植物发生病害。Weir等报道可在无病症的叶片，属内生真菌，也可从腐烂水果中分离得到[21]，Liu等报道从山龙眼科Proteaceae炭疽病病斑中分离得到[22]，而本研究通过致病性测定，确定其可侵染兰屿肉桂。因此推测C.aotearoa，侵染寄主与环境条件关系密切，当遇到适合其生长繁殖的条件，由内生菌转变为致病菌。有关兰屿肉桂炭疽病菌C.aotearoa在合适的环境条件是否会由内生转变为寄生而引起病害发生还需要进一步研究。

多种杀菌剂对炭疽病有较好的防治效果[29]，植物提取物对炭疽菌也有抑制效果[30]。在广东湛江，兰屿肉桂种植密度大，枝叶密集，湿度大，有利于病害的发生。采用加强园地卫生管理，降低种植密度，合理施肥，喷施20%咪鲜胺和70%甲基托布津可湿性粉剂等措施，可有效防止兰屿肉桂炭疽病的发生。

参考文献：

[1]Chen C H,Lo W L,Liu Y C,et al.Chemical and cytotoxic constituents from the leaves ofCinnamomum kotoense[J].Journal of Natural Products,2006,69(6):927-933.

[2]Cheng K C,Hsueh M C,Chang H C,et al.Antioxidants from the Leaves ofCinnamomum kotoense[J].Natural Product Communications,2010,5(6):911-912.

[3]Chen C Y,Hong Z L.Chemical constituents from the Fruits ofCinnamomum kotoense[J].Chemistry of Natural Compounds,2011,47(3):450-451.

[4]Chen C Y,Hsu Y L,Chen Y Y,et al.Isokotomolide A,a new butanolide extracted from the leaves ofCinnamomum kotoense,arrests cell cycle progression and induces apoptosis through the induction of p53/p21 and the initiation of mitochondrial system in human non-small cell lung cancer A549 cells[J].European Journal of Pharmacology,2007,574(2–3):94-102.

[5]Kuo P L,Chen C Y,Tzeng T F,et al.Involvement of reactive oxygen species/c-Jun NH2-terminal kinase pathway in kotomolide A induces apoptosis in human breast cancer cells[J].Toxicology and Applied Pharmacology,2008,229(2):215-226.

[6]Wang H M,Cheng K C,Lin C J,et al.Obtusilactone A and(-)-sesamin induce apoptosis in human lung cancer cells by inhibiting mitochondrial Lon protease and activating DNA damage checkpoints[J].Cancer Science,2010,101(12):2612-2620.

[7]Chen C Y,Hsu Y L,Chen Y Y,et al.Isokotomolide A,a new butanolide extracted from the leaves ofCinnamomum kotoense,arrests cell cycle progression and induces apoptosis through the induction of p53/p21 and the initiation of mitochondrial system in human non-small cell lung cancer A549 cells[J].European Journal of Pharmacology,2007,574(2-3):94-102.

[8]梁晓静,韦晓娟,李开祥,等.肉桂果实、种子形态特征的研究[J].中南林业科技大学学报,2012,32(9):65-68.

[9]林石明,戚佩坤.肉桂与丁香上的叶斑类真菌病害[J].热带作物学报,1993,14(1):91-98.

[10]岑炳沾,邓瑞良.肉桂枯梢病的病原鉴定[J].华南农业大学学报,1994,15(3):28-34.

[11]陈惠敏,宋 漳,俞 亮,等.肉桂粉实病发生、病原生物学及药效试验[J].福建林学院学报,2002,22(2):176-179.

[12]黄少彬,陈岭伟,李计顺.肉桂主要病虫害的发生特点及防治策略[J].森林病虫通讯,1999,1(2):37-39.

[13]王记祥.福建省肉桂病虫害发生与防治技术研究[D].南京:南京林业大学,2003.

[14]Damm U,Cannon P F,Woudenberg J H C,et al.TheColletotrichum acutatumspecies complex[J].Studies in Mycology,2012,73(1):37-113.

[15]Damm U,Cannon P F,Woudenberg J H C,et al.TheColletotrichum boninensespecies complex[J].Studies in Mycology,2012,73(1):1-36.

[16]Lu Q,Hu H,Mo J,et al.Enhanced amplification of bacterial and fungal DNA using a new type of DNA polymerase[J].Australasian Plant Pathology,2012,41(6):661-663.

[17]White T J,Bruns T,Lee S,et al.Amplification and direct sequencing of fungal ribosomal RNA genes for phylogenetics[C]//M Innis,D H Gelfand,J J Sninsky,et al,eds.PCR Protocols:a guide to methods and applications.New York:Academic Press Inc.,1990,482.

[18]Tamura K,Stecher G,Peterson D,et al.MEGA6:Molecular Evolutionary Genetics Analysis Version 6.0[J].Molecular Biology and Evolution,2013,30(12):2725-2729.

[19]Fernando T H P S,Jayasinghe C K,Wijesundera R L C.Factors affecting spore production,germination and viability ofColletotrichum acutatumisolates fromHevea brasiliensis[J].Mycological Research,2000,104(6):681-685.

[20]Wheeler M J,Russi S,Bowler M G,et al.Measurement of the equilibrium relative humidity for common precipitant concentrations:facilitating controlled dehydration experiments[J].Acta Crystallographica Section F,2012,68(1):111-114.

[21]Weir B S,Johnston P R,Damm U.TheColletotrichum gloeosporioidesspecies complex[J].Studies in Mycology,2012,73(1):115-180.

[22]Liu F,Damm U,Cai L,et al.Species of theColletotrichum gloeosporioidescomplex associated with anthracnose diseases ofProteaceae[J].Fungal Diversity,2013,61(1):89-105.

[23]Dean R,Van Kan J A L,Pretorius Z A,et al.The Top 10 fungal pathogens in molecular plant pathology[J].Molecular Plant Pathology,2012,13(4):414-430.

[24]余贤美,侯长明,王 洁,等.次郞甜柿炭疽病菌的分离鉴定及其rDNA-ITS序列分析[J].经济林研究,2014,32(1):45-50.

[25]Sun W,Su Y Y,Cai L,et al.First Report of Leaf Disease onCinnamomum subaveniumCaused byColletotrichum fioriniaein China[J].Plant Disease,2011,96(1):143-143.

[26]王柏泉,邹东霞,卢宗荣,等.樟树、柑橘、冬青卫矛炭疽病病原学比较研究[J].西北林学院学报,2006,21(3):78-80.

[27]Karunakaran P,Chandrasekharan Nair M.Leaf Spot and Dieback Disease ofCinnamomum zeylanicumCaused byColletotrichum gloeosporioides[J].Plant Dis.,1980,64(2):220-221.

[28]Fu C H,Chang T T.Anthracnose of cinnamon[J].Taiwan J.Forest Sci.,1999,14:513-515.

[29]苏奎丽,王忠跃,李兴红,等.葡萄炭疽病防治药剂筛选试验[J].中国果树,2010(5):39-43.

[30]王 芳,高 瑾,张 艳,等.白三叶草黄酮含量及其抑菌活性研究[J].中南林业科技大学学报,2015,35(3):43-47.