杨琳琳,程闰夏,林云,曹灵
(西南医科大学附属医院,四川泸州646000)
Wnt信号通路在肾小球疾病发生发展中的作用机制研究进展
杨琳琳,程闰夏,林云,曹灵
(西南医科大学附属医院,四川泸州646000)
肾小球疾病是终末期肾病主要病因之一,发病机制仍未完全明确。Wnt信号通路由Wnt配体和Wnt受体组成,效应转导模式分为经典信号通路和非经典信号通路,参与胚胎发育、机体代谢、肿瘤发生等多种过程,在肾脏疾病的发病中也发挥重要作用。近年来研究发现,Wnt信号通路与急进性肾小球肾炎、肾病综合征、狼疮性肾炎、糖尿病肾病、HIV相关性肾病等多种肾小球疾病的发生发展有关,主要机制包括引发足细胞凋亡、足突融合与增生、系膜细胞凋亡、基底膜增厚以及细胞外基质过度沉积等。
Wnt信号通路;肾小球疾病;足细胞;系膜细胞;基底膜;细胞凋亡
肾小球疾病是主要累及双肾肾小球的一组疾病,其临床表现、病理改变、病程和预后不尽相同,发病机制尚不十分明确。Wnt信号通路作为一种在进化中高度保守、高度复杂的信号通路,参与胚胎发育、机体代谢、肿瘤发生等多种过程,而且在肾脏疾病的发生发展中也发挥重要作用。正常机体肾脏中Wnt信号是“沉默”的,但学者们在大量动物肾脏病模型和人类肾脏病组织的研究中发现,肾损伤后Wnt信号会被再次激活。大量研究证实,Wnt信号通路激活可促进急性肾损伤、肾脏肿瘤、多囊肾、肾脏纤维化的发生发展。关于Wnt信号通路在肾小球疾病发生发展中的作用,目前研究较多且结论不统一。现就Wnt信号通路在肾小球疾病发生发展中的作用机制研究进展综述如下。
1.1 Wnt信号通路的组成 Wnt通路主要成分包括Wnt配体(Wnt蛋白)、Wnt受体[Frizzled家族蛋白(Fz)/低密度脂蛋白受体相关蛋白(LRP)、Dishevelled蛋白(Dsh),β-环连蛋白(β-catenin)、糖原合成激酶-3β(GSK-3β)、支架蛋白(Axin)、结肠腺瘤性息肉病基因蛋白(APC)、T细胞因子/淋巴增强因子(LEF)][1]。Wnt蛋白主要通过自分泌或旁分泌的方式激活膜受体而发挥作用,是Wnt信号通路活化的重要起始信号[2]。Fz能够与多种结构及功能各异的配体相互作用,是Wnt信号通路最重要的受体蛋白。Dsh蛋白是Wnt信号经典信号从膜受体传递至胞内的中心分子,是Wnt信号通路的正调控因子。Axin与APC一样起到支架蛋白的作用,是Wnt信号通路的负调控因子。β-catenin主要位于细胞膜,与下游的TCT/LEF结合激活靶基因的转录。除此之外,人体内尚存在天然的Wnt信号抑制剂,如抗衰老蛋白Klotho,其为内生Wnt拮抗剂,可溶性形式与Wnt配体有效结合和解离,从而负面调控Wnt信号[3]。Dickkopf(DKK)家族的DKK1-4可破坏Wnt与共同受体结合,抑制β-catenin激活[4]。
1.2 Wnt信号通路的效应转导 根据Dsh的水平,Wnt信号通路分为经典信号通路和非经典信号通路。在经典信号通路中,Dsh、APC、Axin、GSK-3β、CK1结合形成"降解复合体"。在正常和静止状态下,β-catenin被GSK-3β持续磷酸化,磷酸化的β-catenin与泛素连接酶β转导重复相容蛋白结合,最终被E3泛素连接酶降解,因而胞质内游离β-catenin含量极低。然而,当Wnt配体在Fz和LRP5/6作用下,胞质中的散乱蛋白(DVL)被磷酸化激活,导致β-catenin去磷酸化,使β-catenin不能被降解;大量游离的β-catenin在胞质中积聚,进入细胞核,与T细胞特异性转录因子(TCF)/淋巴增强结合因子(LEF)等转录因子和Legness蛋白及PYGO结合形成复合物,从而激活特异性周期蛋白D1(Cyclin-D1)、c-myc、VEGF、结缔组织生子(CTGF)等靶基因表达,促进细胞增殖,抑制细胞凋亡[5]。非经典Wnt通路包括Wnt/平面细胞极性通路(PCP)、Wnt/Ca2+通路。在PCP通路中,激活Dsh,然后将信号传导GTP结合蛋白和Rac蛋白,激活ROCK和JNK。这条通路主要是参与表面上皮细胞细胞骨架重排和细胞极性的建立[6]。在Wnt/Ca2+通路,激活卷曲蛋白受体三聚物G蛋白,使Ca2+从内质网释放。当细胞内Ca2+浓度上升时,蛋白激酶C(PKC)和钙调磷酸酶被激活。钙调磷酸酶引发核转录因子激活T细胞,调节细胞黏附和细胞运动[7]。
1.3 Wnt信号通路的生理功能 Wnt信号通路可参与多种组织器官的生长发育。在中枢神经系统中,当神经元去极化时,刺激Wnt蛋白释放,激活NMDA受体,上调海马组织中Wnt2表达,促进树突发育[8]。在泌尿系统中,Wnt信号通路对肾单位的形成具有重要作用,主要是Wnt4、Wnt9b、β-catenin在肾小管发生起始阶段的作用。Wnt4蛋白由后肾间充质通过自分泌途径产生并作用于自身,由PAX2激活后启动经典的Wnt/β-catenin信号通路,促进细胞增殖,诱导小泡体转化为肾小囊的上皮结构,参与肾小管形成[9]。非经典的Wnt/PCP信号通路主要参与调节肾小管上皮细胞的极性,调控细胞分裂和迁移,促进肾小管延长[10]。Wnt9b在输尿管芽中表达,不仅诱导生后肾原基的形成,而且也是诱导各部分肾小囊分化的主要信号[11]。
2.1 急进性肾小球肾炎 急性肾小球肾炎多急性起病,临床上表现为在血尿、蛋白尿、水肿、高血压基础上短期出现少尿、无尿、急剧性的肾功能减退;病理表现为弥漫性肾小球损害,广泛性的壁层上皮细胞增生,新月体形成,因此亦称为新月体肾炎。研究者发现,急进性肾小球肾炎患者β-catenin蛋白高表达,促进VEGF、CTGF表达,从而使细胞外基质(ECM)蛋白沉积。一方面,沉积的ECM使壁层上皮发生间质转化(EMT)形成细胞性新月体;另一方面,ECM沉积导致纤维细胞新月体产生[12]。研究[13]报道,血管损伤是肾小球坏死壁层上皮增殖、新月体形成、肾功能损害的推动力。Chen等[14]研究发现促红细胞生成素(EPO)可通过Wnt/β-catenin通路激活从而提高内皮细胞生存能力、防止血管的损伤,抑制新月体形成。
2.2 肾病综合征 肾病综合征表现为大量蛋白尿、低蛋白血症、水肿、高脂血症的一组临床症候群,按照病理分型可分为系膜增生性肾小球肾炎、微小病变型肾病、局灶性节段性肾小球硬化(FSGS)、系膜毛细血管性肾小球肾炎、膜性肾病。研究表明,Wnt信号通路主要参与了微小病变型肾病、FSGS、特发性膜性肾病的发生和发展。
2.2.1 微小病变型肾病 电镜下肾小球上皮细胞足突肿胀、广泛融合是微小病变性肾病的主要病理特点,大量蛋白尿是最常见的临床特征。有学者[15]采用阿霉素诱导微小病变型肾病小鼠模型,发现损伤足细胞中Wnt1蛋白过度表达,并激活下游β-catenin活性,抑制nephrin的表达,破坏足细胞裂孔隔膜完整性,导致大量蛋白尿的产生;使用Wnt/β-catenin信号抑制剂DKK1后可显著减少β-catenin表达,明显改善足细胞病变,减少蛋白尿,保护肾功能。Li等[16]在阿霉素诱导微小病变型肾病小鼠模型中发现,注射阿霉素1 d后,Wnt1、Wnt2b、Wnt6、Wnt9a mRNA及蛋白表达量明显增加,Wnt4、Wnt10a mRNA及蛋白表达略增加,而Wnt2、Wnt11 mRNA及蛋白表达轻微减少。同时研究者也检测到Wnt1蛋白在肾小球上皮的表达在注射药物的第3天达到高峰,远远早于蛋白尿的产生,因此认为Wnt1蛋白可用于预测肾小球上皮足突损伤。Bohr等[17]在体外实验中发现,足细胞经嘌岭霉素干预后,Wnt/β-catenin通路被激活,β-catenin表达增加,并激活下游LEF,抑制裂孔隔膜相关蛋白的表达,从而引起足细胞凋亡,形成大量蛋白尿。
2.2.2 FSGS FSGS是以足细胞损伤为特征的进展性肾小球硬化疾病,大量蛋白尿是最常见的临床症状。足细胞去分化或丧失在FSGS的启动和发展中起决定性作用。足细胞去分化表现为维系足细胞稳态的肌动蛋白细胞骨架分子的破坏,而肌动蛋白细胞骨架重排引起足突广泛融合,进而导致大量蛋白尿产生。足细胞的丧失体现为足细胞凋亡[18]。FSGS患者Wnt/β-catenin信号异位表达,抑制Nephrin,使Nephrin在硬化区无法表达,足细胞正常信号无法得以传递,进而引起足细胞凋亡和肌动蛋白细胞骨架分子破坏,出现大量蛋白尿[19]。
2.2.3 特发性膜性肾病 特发性膜性肾病大多与抗磷脂酶A2受体抗体相关,抗磷脂酶A2受体抗体与足细胞上的相应抗原结合,形成原位免疫复合物,激活补体形成C5b-9复合物,促进足细胞凋亡,从而产生蛋白尿。目前研究发现,miR-135通过上调靶基因GSK-3β表达,激活Wnt信号和β-catenin信号,抑制Nephrin,引起足细胞凋亡和足细胞骨架紊乱,破坏肾小球滤过屏障,最终产生蛋白尿[20]。
3.1 狼疮性肾炎 狼疮性肾炎是系统性红斑狼疮的常见并发症,表现为程度不等的蛋白尿、血尿及肾功能下降。研究表明,免疫复合物相关的肾小球基底膜增厚可能导致了肾功能下降。有学者推测,基底膜成分的合成或降解参与肾小球基底膜增厚过程。在狼疮性肾炎模型中,Wnt通路被激活,β-catenin与转录因子LEF/TCF家族成员结合,激活下游MMP基因,MMP-2、MMP-9表达减少,减少肾小球基底膜Ⅳ型胶原和层黏连蛋白降解,导致基底膜增厚[21]。研究[22]发现,Wnt通路参与Ⅰ型胶原和纤维蛋白连接素等细胞外基质的形成,表明Wnt通路可能参与狼疮性肾炎肾脏形态学改变。基因分析显示,在狼疮性肾炎的进展中,Wnt信号通路改变与肾脏及血清中Wnt抑制剂DKK-1改变是一致的。有学者[23]建立了F1代杂交大鼠(NZB×NZW)狼疮性肾炎模型,发现Wnt信号通路被激活,β-catenin在肾组织中高表达,并且伴有DKK-1水平代偿性升高,提示Wnt信号通路激活可促进狼疮性肾炎的进展;后期随着肾功能逐渐下降,最终导致肾脏纤维化。有学者[23]发现β-catenin在狼疮性肾炎患者肾组织中高表达,伴随Axin2 mRNA高表达,而Axin2是TCF/LE的应答基因,其激活可活化β-catenin蛋白表达,上调c-jun、CTGF、TWIST等间充质细胞基因的表达,抑制E-cadherin上皮细胞基因表达,导致肾细胞外基质沉积。
3.2 糖尿病肾病 糖尿病肾病是糖尿病严重的微血管并发症,也是导致终末期肾疾病的最主要原因。肾小球基底膜增厚、系膜基质堆积、足细胞凋亡是糖尿病肾病的病理特点。高糖诱导下的系膜细胞、足细胞凋亡是糖尿病肾病重要的发病机制之一。糖尿病肾病患者Wnt1、β-catenin mRNA和蛋白表达上调,Wnt1和β-catenin抑制nephrin的表达,最终导致足细胞凋亡。在高糖诱导下的系膜细胞增殖实验中,Wnt信号通路是被抑制的,表现为Wnt4和Wnt5a表达下调,β-catenin降解增强,核内β-catenin表达减少,系膜细胞中Capase-3表达增多,从而导致系膜细胞凋亡。转染Wnt4、Wnt5a的系膜细胞中β-catenin表达增强,激活Wnt信号通路,减少高糖诱导下的系膜细胞凋亡[24];使用硫化氢可阻断Wnt信号通路,上调nephrin表达,减少足细胞凋亡[25]。
3.3 HIV相关性肾病 HIV相关性肾病是由HIV-1病毒感染引起的继发性肾小球疾病,主要表现为蛋白尿和肾功能不全,塌陷性局灶性节段性肾小球硬化。塌陷性局灶性节段性肾小球硬化与足突的增生和分化标志丢失有关。在人类和小鼠HIV相关性肾病的肾脏组织中,Wnt信号被激活,足细胞中β-catenin表达上调。活化的β-catenin一方面促进足突细胞中Cyclin D1表达,导致足突增殖;另一方面促进podocalyxin表达,导致足突分化标志丢失。用HIV-1 Tg26转基因小鼠可以复制HIV相关性肾病相似的足突细胞病变[26]。有学者在HIV-1 Tg26转基因小鼠相关实验中,使用DKK1抑制Wnt信号,下调β-catenin表达,发现可抑制足突细胞增生,促进分化标志的重新表达,改善肾小球滤过屏障功能,减少蛋白尿,保护肾功能[27]。
综上所述,Wnt信号通路通过多种途径引起肾小球足细胞病变、系膜细胞凋亡、基底膜增厚以及ECM沉积,抑制Wnt信号通路激活则可减轻肾小球损伤。鉴于Wnt信号通路与肾小球疾病的关系,调控Wnt通路的信号转导将是一种有前景的治疗肾小球疾病的方法。
[1] Wu Y, Belenkaya TY, Lin X. Dual roles of Drosophila glypican Dally-like in Wingless/Wnt signaling and distribution[J]. Methods Enzymol, 2010,480(10):33-50.
[2] Das S, Yu S, Sakamori R, et al. Wntless in Wnt secretion: molecular,cellular and genetic aspects [J].Front Biol, 2012,7(6):587-593.
[3] Zhou L, Li Y, Zhou D, et al. Loss of Klotho contributes to kidney injury by derepression of Wnt/beta-catenin signaling [J]. Am Soc Nephrol, 2013,24(5):771-785.
[4] Bao J, Zheng JJ, Wu D,et al. The structural basis of DKK-mediated inhibition of Wnt/LRP signaling[J]. Sci Signal, 2012,5(224):35-50.
[5] Zhang X, Hao J. Development of anticancer agents targeting the Wnt/β-catenin signaling[J]. Am J Cancer Res, 2015,5(8):2344-2360.
[6] Gao B. Wnt regulation of planar cell polarity (PCP)[J]. Curr Top Dev Biol, 2012,101(2):263-295.
[7] Gomez-Cambronero J, Kantonen S. A river runs through it: how autophagy,senescence,and phagocytosis could be linked to phospholipase D by Wnt signaling[J]. Leukoc Biol, 2014,96(5):779-784.
[8] Zhou WJ, Xu N, Kong L, et al. The antidepressant roles of Wnt2 and Wnt3 in stress-induced depression-like behaviors[J]. Transl Psychiatry, 2016,6(9):892-910.
[9] Zhao SL, Wei SY, Wang YX, et al. Wnt4 is a novel biomarker for the early detection of kidney tubular injury after ischemia/reperfusion injury[J]. Sci Rep, 2016,6(2):32610-32617.
[10] McCoy KE, Zhou X, Vize PD, et al. Non-canonical wnt signals an-tagonize and canonical wnt signals promote cell proliferation in early kidney development[J]. Dev Dyn, 2011,240(6):1558-1566.
[11] Karner CM, Das A, Ma ZD, et al. Canonical Wnt9b signaling balances progenitor cell expansion and differentiation during kidney development[J]. Development, 2011,138(7):1247-1257.
[12] Abraham AP, Ma FY, Mulley WR, et al. Matrix metalloproteinase-12(MMP-12) deficiency attenuates experimental crescentic anti-GBM glomerulonephritis[J]. Nephrology (Carlton), 2016,12(1):44-65.
[13] Sicking EM, Fuss A, Uhlig S et al. Subtotal ablation of parietal epithelial cells induces crescent formation[J]. Am Soc Nephrol, 2012,23(4):629-640.
[14] Chen X, Wang CC, Song SM, et al. The administration of erythropoietin attenuates kidney injury induced by ischemia/reperfusionwith increased activation ofWnt/β-catenin signaling[J]. Formos Med Assoc, 2015,114(1):430-437.
[15] Zhou J, Yuan WJ, Feng YZ, et al. Regulation of Wt1 activates Wnt/β-catenin signaling through modulating endocytic route of LRP6 in podocyte dysfunction in vitro [J]. Cell Signal, 2015,27(9):1772-1780.
[16] Li Z, Zhou L, Wang Y, et al. (Pro)renin Receptor Is an Amplifier of Wnt/β-catenin Signaling in Kidney Injury and Fibrosis[J]. Am Soc Nephrol, 2017,28(8):2393-2408.
[17] Bohr DC, Koch M, Kritzenberger M, et al. Increased expression of olfactomedin-1 and myocilin in podocytes during puromycinaminonucleoside nephrosis[J]. Nephrol Dial Transplant, 2011,26(1):83-92.
[18] Shell C, Huber TB. New players in the pathogenesis of focal segmental glomerulosclerosis[J]. Nephrol Dial Transplant, 2012,27(9):3406-3412.
[19] Wakamatsu A, Fukusumi Y, Hasegawa E, et al. Role of calcineurin (CN) in kidney glomerular podocyte: CN inhibitor ameliorated proteinuria by inhibiting the redistribution of CN at the slit diaphragm[J]. Physiol Rep, 2016,4(6):1775-1780.
[20] Yang X, Wang X, Nie F, et al. miR-135 family members mediate podocyte injury through the activation of Wnt/β-catenin signaling[J]. Int J Mol Med, 2015,36(3):669-677.
[21] He W, Dai C, Li Y, et al. Wnt/beta-catenin signaling promotes renal interstitial fibrosis[J].Am Soc Nephrol, 2009,20(4):765-768.
[22] Tveita AA, Rekvig OP. Alterations in Wnt pathway activity in mouse serum and kidneys during lupus development[J]. Arthritis Rheum, 2011,63(2):513-522.
[23] Wang XD, Huang XF, Yan QR, et al. Aberrant activation of the wnt/β-catenin signaling pathway in lupus nephritis[J]. PLoS One, 2014,9(1):848-856.
[24] Zhu D, Yu H, He H, et al. Spironolactone inhibits apoptosis in rat mesangial cells under hyperglycaemic conditions via the Wnt signalling pathway[J]. Mol Cell Biochem, 2013,380(2):185-193.
[25] Liu Y, Zhao H, Qiang Y, et al. Effects of hydrogen sulfide on high glucose-induced glomerular podocyte injury in mice [J]. Int J Clin Exp Patho, 2015,8(6):6814-6820.
[26] Bruggeman LA. HIV-1 Infection of Renal Cells in HIV-Associated Nephropathy[J]. Am Soc Nephrol, 2017,28(3):719-721.
[27] Shkreli Marina, Sarin Kavita Y, Pech Matthew F, et al. Reversible cell-cycle entry in adult kidney podocytes through regulated control of telomerase and Wnt signaling[J]. Nat Med, 2012,18(1):111-119.
10.3969/j.issn.1002-266X.2017.39.034
R692.6
A
1002-266X(2017)39-0107-04
四川省卫生厅科研项目(120342);泸州市科技局重点项目(2012-S-37)。
曹灵(E-mail: lzcaoling@163.com)
2017-05-28)